du glutamate dans le Système Nerveux Central (SNC)

2011-2012

UNIVERSITÉ D’ORAN Faculté des Sciences

Département de Chimie

ACADEMIE DE MONTPELLIER

Université de Montpellier II Sciences et Techniques du Languedoc

Thèse Présenté en vue de l’obtention du grade de

DOCTEUR de l’Université d’Oran de et de Montpellier II

Discipline: Chimie Organique

Par

Sofiane MEKKI

Synthèse de nouveaux dérivés de l'acide ββββ-hydroxyaspartique

ββββ-substitués optiquement purs : Inhibiteurs du transport du glutamate dans le Système Nerveux Central (SNC)

Soutenu devant les membres du jury :

Mme. Aicha. DERDOUR Professeur, U. d’Oran président

Mme. Salima. BELLAHOUEL Professeur, U. d’Oran Directeur de thèse

Mme. Valérie. ROLLAND Professeur, U. de Montpellier II Co-directeur de thèse

Mr. Thierry. CONSTANTIEUX Professeur, Université Paul Cézanne Examinateur

Mme. Ayada. DJAFRI Professeur, U. d’Oran Examinateur

Mr. Jean-Luc. PIRAT Professeur, ENSC Montpellier Examinateur

Mme. Fatima Zohra. ZRADNI Maitre de Conférences A, UST Oran Invitée

2011-2012

UNIVERSITÉ D’ORAN

Faculté des Sciences Département de Chimie

ACADEMIE DE MONTPELLIER

Université de Montpellier II Sciences et Techniques du Languedoc

Thèse Présenté en vue de l’obtention du grade de

DOCTEUR de l’Université d’Oran de et de Montpellier II

Discipline: Chimie Organique

Par

Sofiane MEKKI

Synthèse de nouveaux dérivés de l'acide ββββ-hydroxyaspartique

ββββ-substitués optiquement purs : Inhibiteurs du transport du glutamate dans le Système Nerveux Central (SNC)

Soutenu devant les membres du jury :

Mme. Aicha. DERDOUR Professeur, U. d’Oran président

Mme. Salima. BELLAHOUEL Professeur, U. d’Oran Directeur de thèse

Mme. Valérie. ROLLAND Professeur, U. de Montpellier II Co-directeur de thèse

Mr. Thierry. CONSTANTIEUX Professeur, Université Paul Cézanne Examinateur

Mme. Ayada. DJAFRI Professeur, U. d’Oran Examinateur

Mr. Jean-Luc. PIRAT Professeur, ENSC Montpellier Examinateur Mme. Fatima Zohra. ZRADNI Maitre de Conférences A, UST Oran Invitée

- 1 -

Avant-propos

Ce travail a été réalisé dans le cadre d’une collaboration entre le Laboratoire de

Synthèse Organique Appliquée (LSOA) dirigé par le Professeur Aicha Derdour (Université

d’Oran) et l’Institut des Biomolécules Max Mousseron (IBMM) dirigé par le Professeur Jean

Martinez (Université de Montpellier 1 et 2).

Cette thèse a été financée par le programme Erasmus Mundus transméditerranéen

AVERROES. Je tiens donc ici à remercier AVERROES pour son soutien financier.

Je souhaite tout d’abord remercier le Professeur Aicha Derdour et le professeur Jean

Martinez pour m’avoir accueilli dans leurs laboratoires. Qu’ils trouvent ici le témoignage de

ma vive gratitude et de mon profond respect.

Je tiens à exprimer toute ma reconnaissance à mon directeur de thèse, le Professeur

Valérie Rolland qui a suivi mes travaux de thèse jour après jour au laboratoire, pour sa

confiance, son soutien, et ses conseils avisés. Je tiens à lui exprimer ma profonde

reconnaissance et ma respectueuse gratitude.

Je souhaite également remercier très vivement mon co-directeur de thèse, le Professeur

Salima Bellahouel pour son soutien, ses encouragements ainsi que sa disponibilité qui m’ont

permis de mener à bien cette thèse.

Je remercie le Professeur Thierry Constantieux de l’Université Paul Cézanne à

Marseille, le Docteur Fatima-Zohra Zradni de l’Université des Sciences et Technologie à

Oran, le Professeur Jean-Luc Pirat de l’ENSC Montpellier et Professeur Ayada Djafri de

l’Université d’Oran Es- Sénia, de l’honneur qu’ils me font en acceptant de juger ce travail.

Qu’ils trouvent ici l’expression de ma considération respectueuse.

Je tiens à remercier toutes les personnes qui ont collaboré au projet : le Docteur Marc

Rolland de l’Université Montpellier 2 pour ses grands efforts réalisés sur la caractérisation par

diffraction de rayons X de nos cristaux synthétisés, le Docteur Nicolas Vanthuyne de

l’Université Paul Cézanne à Marseille pour leurs travaux réalisés sur la séparation par HPLC

semi préparative sur colonne chirale de nos composés, le professeur Michel Vignes et le

- 2 -

Docteur Janique Guiramand de l’Université Montpellier 2 pour les évaluations biologiques

effectuées sur nos composés.

Merci également à Pierre Sanchez et à l’ensemble du Laboratoire de Mesures

Physiques de l’Université Montpellier 2 pour les analyses réalisées sur nos composés.

Un grand merci à tous les membres des deux laboratoires, à Montpellier et à Oran,

permanents, post-doctorants et doctorants pour leur sympathie et gentillesse.

Enfin, je souhaite également remercier tous les stagiaires qui ont participé au projet

(Jérémie, Magalie, Kévin, Jean Baptiste, et Salomé).

Je dédie cette thèse à ma très chère mère, à mon père et à mes frères et mes sœurs que

ce mémoire soit le témoignage de ma profonde reconnaissance pour leur soutien et leur

confiance pendant ces années.

- 3 -

Liste des abréviations

A

AAS : Aminohydroxylation Asymétrique de Sharpless.

Ac : Acétyle

AC : Adénylate Cyclase

ACN : Acétonitrile

AcOEt : Acétate d’éthyle

ALS : Sclérose Latérale Amyotrophique

AMPA : acide 2-amino-3-(3-hydroxy-5-méthyl-4-isoxazolyl)-propionique

AMPARs : Récepteurs AMPA

APTS : Acide paratoluènesulfonique

Ar : Aryle

ATP : Adénosine Triphosphate

B

Boc : Tertio-butyloxycarbonyle

C

CCM: Chromatographie sur couche mince

Chex : Cyclohexane

Chloramine-M : Sodium chloro(méthylsulfonyl)amide

Chloramine-T : Sodium chloro(tosyl)amide

D

DAS : Dihydroxylation Asymétrique de Sharpless.

DCM: Dichlororméthane.

DIAD : Azodicarboxylate de diisopropyle

- 4 -

DH : Déshydrogénases

(DHQ)2PHAL : Dihydroquinine phtalazine

(DHQD)2PHAL : Dihydroquinidine phtalazine

(DHQD)2AQN : Dihydroquinidine anthraquinone

DMAP: Diméthylaminopyridine

DMSO: Diméthylsulfoxyde

DO : Densité optique

E

EAATs : Transporteurs d’acides aminés excitateurs

ee : Excès énantiomérique

G

Gln : Glutamine

Glu : Glutamate

GluR : Récepteur du Glutamate

GluTs : Transporteurs du Glutamate

H

HEPES : Acide 4-(2-hydroxyéthyl)-1-pipérazine éthane sulfonique

HMPA : Hexaméthylphosphotriamide

HPLC : Chromatographie liquide haute performance (ou pression)

HRMS : Spectrométrie de masse à haute résolution

I

iGluRs : Récepteurs Ionotropiques

IP3 : Inositol 1,4,5-triphosphate

- 5 -

K

KA : Acide Kaïnique

KARs : Récepteurs de kaïnate

KHMDS : Hexaméthyldisilazane de potassium

L

LDA : Diisopropylamidure de lithium

LiHMDS : Hexaméthyldisilazane de lithium

M

MeOH : Méthanol

mGluRs : Récepteurs Métabotropiques

MTT : Bromure de 3-(4,5-diméthylthiazol-2-yl)-2,5-diphényl-tétrazolium

MS : Spectrométrie de masse (Mass spectrometry)

N

NMDA : Acide N-méthyl-D-aspartique

NMDARs : Récepteurs NMDA

P

Pf : 9-phénylfluorényle

Pf : Point de fusion

PLC : Phospholipase C

Q

QUIS : Acide quisqualique

R

Rdt : Rendement

- 6 -

Rf : Rapport frontal

RMN-13C : Résonance Magnétique Nucléaire du Carbone 13

RMN-1H : Résonance Magnétique Nucléaire d’Hydrogène

Rd : Rapport diastéréoisomérique

S

SNC : Système Nerveux Central

T

TFA : Acide Trifluoroacétique

THF : Tétrahydrofurane

TM : Hélice Transmembranaire

tr : Temps de rétention

Tr : Trityle

V

VGluTs : Transporteurs vésiculaires du glutamate

Z

Z : Benzyloxycarbonyle

- 7 -

SOMMAIRE

Introduction générale ..................................................................................................... - 12 -

Chapitre I : Le système Glutamatergique .............................................................. - 15 -

I.1 Le Glutamate dans le SNC .............................................................................................. - 16 -

I.2 Les récepteurs du Glu dans SNC .................................................................................... - 17 -

I.2.1 Les récepteurs Ionotropiques (iGluRs) ........................................................................ - 18 -

I.2.1.1 Les récepteurs AMPA (AMPARs) ........................................................................... - 18 -

I.2.1.1.1 Physiologie des AMPARs ...................................................................................... - 18 -

I.2.1.1.2 Fonctionnement des AMPARs .............................................................................. - 19 -

I.2.1.1.3 Les agonistes des AMPARs .................................................................................. - 20 -

I.2.1.1.4 Les antagonistes des AMPARs .............................................................................. - 21 -

I.2.1.1.4.1 Les antagonistes compétitifs des AMPARs ........................................................ - 21 -

I.2.1.1.4.2 Les antagonistes non-compétitifs des AMPARs ................................................. - 22 -

I.2.1.1.4.3 Les bloqueurs du canal ionique des AMPARs.................................................... - 22 -

I.2.1.2 Les Récepteurs au Kaïnate (KARs) .......................................................................... - 23 -

I.2.1.2.1 Physiologie des KARs ........................................................................................... - 23 -

I.2.1.2.2 Fonctionnement des KARs .................................................................................... - 24 -

I.2.1.2.4 Les antagonistes des KARs .................................................................................... - 26 -

I.1.2.3 Les récepteurs NMDA (NMDARs) .......................................................................... - 26 -

I.1.2.3.1 Physiologie des NMDARs ..................................................................................... - 27 -

I.1.2.3.2 Fonctionnement des NMDARs .............................................................................. - 27 -

I.1.2.3.3 Les antagonistes des NMDARs ............................................................................. - 28 -

- 8 -

I.1.2.3.3.1 Les antagonistes compétitifs des NMDARs ....................................................... - 28 -

I.1.2.3.3.2 Les antagonistes non-compétitifs des NMDARs ................................................ - 29 -

I.1.2.3.3.2.1 Bloqueur du canal ionique des NMDARs ....................................................... - 29 -

I.1.2.3.3.2.1 Antagonistes se liant au site de la glycine ....................................................... - 30 -

I.2.2 Les récepteurs Métabotropiques (mGluRs) ................................................................. - 31 -

I.2.2.1 Physiologie des mGluRs ........................................................................................... - 31 -

I.2.2.2 Fonctionnement des mGluRs .................................................................................... - 32 -

I.2.2.3 Les agonistes des mGluRs ........................................................................................ - 32 -

I.2.2.3.1 Agonistes du groupe I ............................................................................................ - 32 -

I.2.2.3.2 Agonistes du groupe II ........................................................................................... - 33 -

I.2.2.3.3 Agonistes du groupe III ......................................................................................... - 34 -

I.2.2.4 Antagonistes des mGluRs ......................................................................................... - 34 -

I.2.2.4.1 Antagoniste du groupe I ......................................................................................... - 34 -

I.2.2.4.1.1 Antagoniste compétitifs du groupe I ................................................................... - 35 -

I.2.2.4.1.2 Antagonistes non-compétitifs du groupe I .......................................................... - 35 -

I.2.2.4.2 Les antagonistes des mGluRs du groupe II ............................................................ - 37 -

I.2.2.4.3 Antagonistes des mGluRs du groupe III ................................................................ - 37 -

I.3 Les transporteurs du glutamate (GluTs) ......................................................................... - 38 -

I.3.1 Physiologie et rôle des EAATs .................................................................................... - 38 -

I.3.2 Physiologie et rôle des VGluTs ................................................................................... - 40 -

I.3.3 Pharmacologie des EAATs .......................................................................................... - 41 -

I.3.3.4 Les inhibiteurs des EAATs ....................................................................................... - 41 -

I.3.3.4.1 Les dérivés d’acide aspartique ............................................................................... - 42 -

I.3.3.4.2 Les dérivés méthylglutamates ................................................................................ - 43 -

I.3.3.4.3 Les stéréoisomères du 2-(Carboxycyclopropyl)glycines ....................................... - 43 -

- 9 -

I.3.3.4.4 Les stéréoisomères du L-2-(Carboxycyclobutyl)glycines ..................................... - 44 -

I.3.3.4.5 Les dérivés du diacide pyrrolidine dicarboxylique ................................................ - 44 -

I.3.3.5 Les activateurs des EAATs ....................................................................................... - 46 -

I.3.4 Pharmacologie des VGluTs ......................................................................................... - 46 -

I.3.4.1 Les analogues des acides aminés .............................................................................. - 46 -

I.3.4.2 Les composés colorants ............................................................................................ - 47 -

I.4 Conclusion ...................................................................................................................... - 48 -

Chapitre II : Rappels bibliographiques sur la synthèse des dérivés

d’acides aspartique β-substitués .............................................................................. - 49 -

II. Rappels bibliographiques sur la synthèse des dérivés d’acides aspartique β-substitués . - 50 -

II.1 Synthèse des dérivés L-β-arylaspartates ........................................................................ - 50 -

II.2 Synthèse des dérivés β-hydroxy aspartates ................................................................... - 53 -

II.2.1 Synthèse des dérivés L-thréo-β-hydroxy aspartates et ses analogues ........................ - 53 -

II.2.2 Synthèse du L-thréo-benzyloxy aspartate (L-TBOA) et ses analogues ..................... - 54 -

II.2.3 Synthèse des dérivés cycliques des β-hydroxy aspartates .......................................... - 56 -

II.2.4 Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates .................................................... - 57 -

II.2.4.1 Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Hayashi et al. ................ - 57 -

II.2.4.2 Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Sardina et al. ................. - 58 -

II.2.4.3 Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Zhu et al ........................ - 59 -

II.3 TRAVAUX du LABORATOIRE ................................................................................. - 60 -

II.3.1 Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Wehbe et al ...................... - 60 -

II.3.2 Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Moussa et al ..................... - 63 -

Chapitre III : Synthèse des nouveaux dérivés β-substitués-β-hydroxy

aspartates .......................................................................................Erreur ! Signet non défini.

III. Synthèse de nouveaux dérivés β-substitués β-hydroxy aspartates ................................. - 66 -

III.1 Synthèse des dérivés β-aryl β-hydroxy aspartates ....................................................... - 66 -

- 10 -

III.1.1 Stratégie de synthèse ................................................................................................. - 66 -

III.1.2 La réaction d’Aminohydroxylation Asymétrique de Sharpless (AAS) .................... - 67 -

III.1.2.1 Description ............................................................................................................. - 67 -

III.1.2.2 Le choix de la source d’amine dans la réaction d’AAS ......................................... - 68 -

III.1.2.3 Le choix du ligand chiral dans la réaction d’AAS ................................................. - 71 -

III.1.2.4 Mécanisme de l'aminohydroxylation asymétrique ................................................. - 73 -

III.1.2.5 Enantiosélectivité de la réaction d’AAS ................................................................ - 74 -

III.1.2.6 Régiosélectivité de la réaction d’AAS ................................................................... - 77 -

III.1.3 Résultats des différentes étapes de synthèse des dérivés β-aryl β-hydroxy aspartates

....................................................................................................................................... …....- 78 -

III.1.3.1 Réaction d’estérification de l’acide L-malique ...................................................... - 78 -

III.1.3.2 Réaction d’alkylation du (S)-2-hydroxybutanedioate de dibenzyle (2) ................ - 79 -

III.1.3.3 Réaction de déshydratation des diesters (3a-d) ...................................................... - 80 -

III.1.3.4 Réaction d’Aminohydroxylation Asymétrique de Sharpless (AAS) sur les oléfines trisubstituées (4a-d) .............................................................................................................. - 84 -

III.1.3.5 Réaction de déprotection de dérivés aminohydroxylés (5a-c) et (5’a-c)................ - 97 -

III.1.3.5.1 Réaction de saponification de dérivés aminohydroxylés (5a-c) et (5’a-c) .......... - 98 -

III.1.3.5.2 Réaction de déprotection de dérivés N-tosyl aspartates (9a-c) et (9’a-c).......... - 100 -

III.2 Synthèse des dérivés β-alkyl β-hydroxy aspartates ................................................... - 103 -

III.2.1 Stratégie de synthèse ............................................................................................... - 103 -

III.2.2 Synthèse du 1,2-Bis(éthoxycarbonyl)éthylidènetriphényl-phosphorane (11) ......... - 104 -

III.2.3 Réaction d’alkylation du 1,2-Bis(éthoxycarbonyl)éthylidènetriphényl phosphorane (11)

............................................................................................................................................ - 104 -

III.2.4 Réaction d’élimination sur les composés (12a-e).................................................... - 105 -

III.2.5 Réaction d’aminohydroxylation asymétrique (AAS) sur les oléfines (13a-f) ......... - 106 -

III.2.6 Réaction de déprotection des dérivés aminohydroxylés (14a-f) et (14’a-f) ............ - 113 -

III.2.6.1 Réaction de saponification des dérivés aminohydroxylés (14a-f) et (14’a-f) ...... - 113 -

- 11 -

III.2.6.2 Réaction de déprotection des dérivés N-tosyl aspartates (19a-f) et (19’a-f) ........ - 114 -

III.3 Conclusion : ................................................................................................................ - 116 -

Tests Biologiques .................................................................................................... - 117 -

Conclusion générale .................................................................................................. 127

Partie Expérimentale ............................................................................................... 130

ANNEXE

122222

- 12 -

Introduction générale


- 13 -

Dans le système nerveux central (SNC), les acides aminés neuroexcitateurs sont en

partie responsables de la transmission synaptique entre les neurones. Le glutamate (Glu) est le

plus représentatif de ces acides aminés. Il intervient dans une variété de phénomènes

neuronaux (mémoire, apprentissage, développement...) et dans nombreuses affections

neurologiques dégénératives (Maladies de Huntington, d’Alzheimer....).

Dans la synapse, il existe une famille de transporteurs d’acides aminés neuro

excitateurs (EAATs) qui contrôle le taux du Glu permettant ainsi d’éviter le dépassement du

seuil excitotoxique ou encore une déficience en glutamate dans la fente synaptique. A ce jour,

cinq sous types de transporteurs ont été identifiés (EAAT1-5). Leur rôle est de mobiliser le

Glu de la fente synaptique et de garder sa concentration à un niveau approprié.

En raison de l’importance de ce transport, de nombreux dérivés de l’acide glutamique

et aspartique ont été employés comme outils pharmacologiques pour étudier les rôles

physiologiques de leurs transporteurs et de leurs récepteurs. Parmi ses analogues, les dérivés

β-substitués de l’acide aspartique sont décrits comme des inhibiteurs efficaces de ces

transporteurs : le plus efficace jusqu’à ce jour décrit est le (L)-thréo-benzyloxyaspartate (L)-

TBOA.

Dans notre projet, nous nous sommes engagés dans l’élaboration de deux stratégies

stéréosélectives pour préparer deux nouvelles séries de β-hydroxyaspartates β-alkylés ou

arylés à l’image du (L)-TBOA. La première série compte les dérivés β-aryl-β-

hydroxyaspartates, préparés avec différents groupements aryles en position β de l'acide

aspartique, alors que la deuxième représente les dérivés β-alkyl-β-hydroxyaspartates.

Ces dérivés ont commencé à être testés pour leur activité biologique d’inhibiteur du

transport du glutamate. Les résultats préliminaires seront donnés en toute fin de ce manuscrit.


- 14 -

Ces travaux de thèse font l’objet d’une cotutelle entre l’Université d’Oran et

l’Université de Montpellier II, dans le cadre du programme AVERROES. Ce manuscrit

présente l’ensemble du projet mené depuis trois ans et s’organise en trois chapitres.

Tout d’abord, le premier chapitre consiste en une présentation du système

glutamatergique. Les différents récepteurs et transporteurs du glutamate dans le SNC ainsi

que leurs agonistes et antagonistes spécifiques.

Le deuxième chapitre comporte des rappels sur les différentes procédures de synthèse

des dérivés d’acide aspartique β-substitués et leurs activités envers les transporteurs du Glu

dans le SNC.

Enfin, le dernier chapitre est consacré à la synthèse de nouveaux dérivés β-hydroxy

aspartates β-substitués et détaille les différentes stratégies de synthèse étudiées ainsi que les

résultats des évaluations biologiques.

- 15 -

Chapitre I

Chapitre I Rappels Bibliographiques

- 16 -

I.1 Le Glutamate dans le SNC :

L’acide aminé L-Glutamate est considéré comme le neurotransmetteur majeur du signal

excitateur dans le système nerveux central (SNC) des mammifères. Au moyen de la

transmission synaptique, le Glu joue un rôle crucial dans différents processus

neurophysiologiques tels que la mémoire, le développement et l’apprentissage1.

La transmission du signal électrique dans les synapses est la conséquence de l’arrivée d'un

potentiel d’action membranaire qui provoque la libération du Glu localisé à l’intérieur de

vésicules du neurone pré-synaptique dans la fente synaptique (Figure1).

Figure 1 : la synapse glutamatergique dans le SNC2.

Ces molécules du Glu libérées vont activer différents récepteurs Ionotropiques

(iGluRs) et Métabotropiques (mGluRs) situés sur les membranes plasmiques du neurone post-

synaptique, en créant une dépolarisation entre le milieu inter et extracellulaire du neurone par

l’intermédiaire de cations (Na+, K+, H+ et Ca2+) via leurs récepteurs, permettant ainsi le

passage de l’influx nerveux. Cependant, des concentrations élevées en Glutamate dans la

fente synaptique peuvent être à l'origine de plusieurs maladies neurodégénératives telles que

la maladie d’Alzheimer, la maladie d’Huntington, l'Épilepsie et

1 N. C. Danbolt, Progress in Neurobiology. 2005, 65, 1-105. 2 E. E. Benarroch, Neurology. 2010, 74, 259-264.


- 17 -

la sclérose latérale amyotrophique (ALS)3. A partir de certaines concentrations appelées "seuil

excitotoxique", le Glu devient un agent neurotoxique et peut tuer les neurones1.

Pour ces raisons, la présence des transporteurs du Glu localisés sur les membranes

plasmiques de cellules gliales et d’astrocytes est essentielle pour mobiliser le Glu

extracellulaire et stabiliser sa concentration en-dessous du niveau excitotoxique.

Le Glu capté par les cellules gliales est engagé dans un cycle de reproduction où il est

transformé dans premier temps en Glutamine (Gln) par l’enzyme Glutamine Synthétase, puis

il est transporté vers le neurone pré-synaptique afin d'être converti encore une fois en

glutamate par l’enzyme Glutamase (Figure 2).

Figure 2 : Le cycle Glutamate/Glutamine dans le SNC

Dans le neurone pré-synaptique, le Glu est stocké à l’intérieur de vésicules. Il y est

transféré au moyen des transporteurs spécifiques (VGluTs), en attendant qu'un nouveau

potentiel d’action enclenche une dépolarisation membranaire et une externalisation du Glu

dans la fente synaptique.

I.2 Les récepteurs du Glu dans SNC :

Il existe deux grandes catégories de récepteurs du Glu dans le SNC :

a- Les récepteurs Ionotropiques : Ils sont responsables des réponses synaptiques

excitatrices rapides dans SNC.

3 L. Bunch, B. Nielsen, A. A. Jensen, H. Bräuner-Osborne, J. Med. Chem. 2006, 49, 172-178.


- 18 -

b- Les récepteurs Métabotropiques : Ils sont impliqués dans la génération de réponses

synaptiques lentes et dans la modulation de l’excitabilité neuronale.

I.2.1 Les récepteurs Ionotropiques (iGluRs) :

Les iGluRs sont présents dans tout le SNC, couplés directement aux canaux ioniques.

La fixation du neurotransmetteur (Glu) sur ces récepteurs provoque l’ouverture directe des

canaux, qui permet le passage des ions (Na+, K+, Ca2+) de part et d’autre de la membrane, en

induisant une dépolarisation de la membrane du neurone post-synaptique.

Ces récepteurs ont une structure tétramérique, constitué de quatre sous-unités,

subdivisés en trois classes différentes et sont nommés par leurs agonistes sélectifs : l’acide 2-

amino-3-(3-hydroxy-5-méthyl-4-isoxazolyl)-propionique (AMPA), l’acide Kaïnique (KA) et

l’acide N-méthyl-D-aspartique (NMDA) (Figure 3).

Les récepteurs AMPA et KA ont des propriétés pharmacologiques voisines, alors que les

récepteurs NMDA possèdent une pharmacologie unique.

Figure 3 : Différentes structures d’agonistes sélectifs des iGluRs.

I.2.1.1 Les récepteurs AMPA (AMPARs) :

Les AMPARs sont des récepteurs spécifiquement activés par l’acide 2-amino-3-(3-

hydroxy-5-méthyl-4-isoxazolyl)-propionique ; ils sont perméables aux ions K+ et Na+ et leur

activation ne nécessite pas la présence d’un co-agoniste.

I.2.1.1.1 Physiologie des AMPARs :

Les AMPARs sont des tétramères4, constitués par quatre sous-unités et désignés

GluR1-4. La plupart des AMPARs existe sous forme d’un hétérotétramére, composée d’un

dimère de dimères contenant chacun la sous-unité GluR2 avec une autre unité (GluR1, GluR3

4 I. Song, R. L. Huganir, Trends in Neurosciences. 2002, 25, 578-588.


- 19 -

ou GluR4)5. Chaque sous-unité de ces récepteurs est constituée d’une queue N-terminale

extracellulaire et d’une C-terminale intracellulaire, de quatre hélices transmembranaires

(TM1-4) et d’une région d’épissage alternatif d’une séquence de 38 résidus d’acides aminés,

située entre les deux domaines transmembranaires TM3 et TM4 et appelées (Flip/Flop)

extracellulaire6. La partie extracellulaire est divisée en deux domaines, nommés domaine de

liaison au ligand et domaine N-terminal (Figure 4).

La sous-unité GluR2 des AMPARs est caractérisée par un site d’édition d’ARN (Q/R),

localisé dans la région du domaine (TM2). Le remplacement de la glutamine (Q) par

l’arginine (R) dans ce site rend les AMPARs imperméables aux ions Ca2+ en raison de la taille

et de la charge de la chaine latérale de l’arginine7.

Figure 4 : Structure des AMPARs8.

I.2.1.1.2 Fonctionnement des AMPARs :

Lorsque le Glu se fixe au site de liaison formé par la queue N-terminale et la boucle

extracellulaire située entre le domaine transmembranaire TM3 et TM4 des AMPARs, cela

provoque l’ouverture des pores par un déplacement du domaine de liaison au ligand vers le

5 M. L. Mayer, Current Opinion in Neurobiology. 15, 2005, 282-288. 6 K. M. Partin, J. Neurosci. 2001, 21, 1939-1948. 7 N. P. Whitney, H. Peng, N. B. Erdmann, C. Tian, D. T. Monaghan, J. C. Zheng, FASEB. J. 2008, 22, 2888-2900. 8 Extrait de « Bristol University | MRC Centre for Synaptic Plasticity | AMPA Receptors », disponible en ligne sur www.bris.ac.uk


- 20 -

domaine N-terminal9. Cet évènement déclenche l’ouverture du canal ionique, perméable aux

ions K+ et Na+ et va permettre un changement de concentration des ions de part et d’autre de

la membrane : le potassium sort et le sodium entre dans le neurone post-synaptique (Figure 1).

I.2.1.1.3 Les agonistes des AMPARs :

En plus du l’acide (L)-2-amino-3-(3-hydroxy-5-méthyl-4-isoxazolyl)-propionique

(AMPA), les AMPARs sont activés par les acides (L)-5-fluorowillardiine et (L)-Quisqualique

(QUIS) (Figure 5). Toutefois, ce dernier possède de forts effets agonistes sur les récepteurs

métabotropiques, donc il est difficile de l’employer comme agoniste sélectif sur ces

récepteurs10.

Des dérivés tétrazoliques substitués tel que les composés (S)-2-Me-TeT-AMPA11 et

(S)-2-Bn-TeT-AMPA12 ont été récemment caractérisés comme des ligands sélectifs des sous-

unités GluR (1-4) des AMPARs et sans aucune affinité pour les récepteurs au Kaïnate

(KARs).

N

NH

OHO2C

NH2

O

O

(L)-QUIS

N

O

HO

CO2H

NH2

(L)-AMPA

N

HN OO

CO2HH2N

F

(L)-5- fluorowillardiine

(S)-2-Bn-TeT-AMPA

NO

OH

NN

N

N

CO2H

NH2

(S)-2-Me-TeT-AMPA

NO

OH

NN

N

N

CO2H

NH2

Figure 5 : Agonistes des AMPARs.

9 N. Armstrong, Y. Sun, G. Q. Chen, E. Gouaux, Nature. 1998, 395, 913-917. 10 E. K. Michaelis, Progress in Neurobiology.1998, 54, 369-415. 11 S. B. Vogensen, R. P. Clausen, J. R. Greenwood, T. N. Johansen, D. S. Pickering, B. Nielsen, B. Ebert, P. Krogsgaard-Larsen. J. Med. Chem. 2005, 48, 3438-3442. 12 S. B. Vogensen, K. Frydenvang, J. R. Greenwood, G. Postorino, B. Nielsen, D. S. Pickering, B. Ebert, U. Bølcho,X. J Egebjerg, M. Gajhede, J. S. Kastrup, T. N. Johansen, R. P. Clausen, P. Krogsgaard-Larsen, J. Med.

Chem. 2007, 50, 2408-2414.


- 21 -

I.2.1.1.4 Les antagonistes des AMPARs :

Les ligands antagonistes des AMPARs peuvent être regroupés en trois classes : Les

antagonistes compétitifs, les non-compétitifs et les bloqueurs du canal ionique.

I.2.1.1.4.1 Les antagonistes compétitifs des AMPARs :

Les dérivés quinoxalindiones (CNQX, DNQX, NBQX) ont révélé une activité

d'antagonistes compétitifs vis à vis des AMPARs et KARs13,14. Toutefois, deux de ces

antagonistes (CNQX, DNQX) interagissent aussi comme des antagonistes non-compétitifs sur

le site de reconnaissance de la glycine des récepteurs NMDA (NMDARs) 10, 15.

Plus récemment, les quinazolinediones sulfonamides ont été décrits comme étant une

nouvelle classe d’antagonistes compétitifs des AMPARs et avec des affinités atteignant le

nanomolaire. Parmi ces dérivés, on peut citer les composés (P1) et (P2) qui inhibent

sélectivement les AMPARs. Comparés aux dérivés quinoxalindiones (CNQX, DNQX,

NBQX), ces deux molécules ne réagissent pas sur le site glycine de NMDARs16 et sont donc

très sélectifs (Figure 6).

Figure 6 : antagonistes compétitifs des AMPARs. 13 E. J. Fletcher, D. Martin, J. A. Aram, D. Lodge, T. Honore, Br. J. Pharmacol. 1988, 95, 585-597. 14 M. J. Sheardown, E. O. Nielsen, A. J. Hansen, P. Jacobsen, T. Honore, Science. 1990, 247, 571-574. 15 R. M. Woodward, J. E. Huettner, J. Guastella, J. F. Keana, E. Weber, Mol. Pharmacol. 1995, 47, 568 -581. 16 M. Koller, K. Lingenhoehl, M. Schmutz, I. T. Vranesic, J. Kallen,Y. P. Auberson , D. A. Carcache, H. Mattes, S. Ofner, David Orain, S. Urwyler , Bioorg. Med .Chem. Lett. 2011, 21, 3358-3361.


- 22 -

I.2.1.1.4.2 Les antagonistes non-compétitifs des AMPARs :

En plus de leur site de reconnaissance du Glu, les AMPARs sont caractérisés par des

sites de liaison pour d'autres ligands17.

Parmi les activateurs de ces sites, on peut citer les dérivés 2,3-benzodiazépines GYKI-

52466, GYKI-53784 et GYKI-53773 (Figure 7) qui sont considérés comme de puissants

antagonistes non-compétitifs pour les AMPARs. La propriété de ces ligands est de réagir

sélectivement sur les AMPARs en n'ayant aucune activité sur les KARs18,19.

Figure 7 : antagonistes non-compétitifs des AMPARs.

I.2.1.1.4.3 Les bloqueurs du canal ionique des AMPARs :

En général, les bloqueurs du canal ionique sont des toxines de type polyamines,

présentes dans les venins de guêpes et d’araignées. Ces polyamines se lient dans le canal

ionique et inhibent sélectivement les AMPARs.

A titre d’exemple, on peut rapporter les produits naturels Argiotoxin-636 (ArgTx-636)

et Joro spider toxin 3 (JSTX-3) (Figure 8) à structure polyamine qui bloquent les différents

canaux ioniques homomériques composés par les sous-unités GluR1, GluR3, GluR420.

On peut citer aussi la Philanthotoxin-7,4 (PhTx-74) qui inhibe sélectivement les

différents canaux homomériques (GluR1, GluR3) et hétéromérique (GluR1/2) des AMPARs.

Toutefois, cette toxine ne présente aucune activité de bloqueur sur l’hétéromère (GluR2/3)21.

17 D. Bleakman, D. Lodge, Neuropharmacology. 1998, 37, 1187-1204. 18 S. D. Donevan, M. A. Rogawski, Neuron. 1993, 10, 51-59. 19 O. Osipenko, A. Mike, A. Gyevai, E. S. Vizi , Develop. Brain. Res.1994, 77, 257-263. 20 J. J. Fleming, P. M. England, Bioorg. Med. Chem. 2010, 18, 1381-1387.


- 23 -

Figure 8 : bloqueurs du canal ionique des AMPARs.

I.2.1.2 Les Récepteurs au Kaïnate (KARs) :

Comme les AMPARs, les KARs favorisent la neurotransmission rapide dans le SNC.

Ces récepteurs sont activés principalement par l’acide kaïnique et sont perméables aux ions

monovalents Na+ et K+.

I.2.1.2.1 Physiologie des KARs22 :

Cinq sous-unités ont été identifiées pour les KARs (GluR5, GluR6, GluR7, KA1,

KA2). Elles sont classées en deux familles différentes, selon leur homologie de séquence et

leurs propriétés d’interaction avec les agonistes.

La première famille contient les sous-unités GluR5, GluR6 et GluR7. Elles ont une

identité de séquence de 70% entre elles, 30 à 35% avec les AMPARs et 10 à 20% avec les

NMDARs.

21 A. Nilsen, P. M. England, J. Am. Chem. Soc. 2007, 129, 4902-4903. 22 R. Dingledine, K. Borges, D. Bowie, S. F. Traynelis, Pharmacol. Rev, 1999, 51, 7-62.


- 24 -

Les sous-unités KA1 et KA2 représentent la deuxième famille et elles possèdent les

mêmes identités que la première famille.

Ces sous-unités peuvent être organisées sous forme de tétramère par différentes

combinaisons structurales. Les sous-unités GluR5-7 sont capables de former des homomères

(ex : un récepteur composé entièrement de GluR5) ou des hétéromères (ex : un récepteur

formé par deux sous-unités GluR5 et GluR6). Cependant, les KA1 et KA2 forment seulement

des récepteurs fonctionnels par la combinaison d’une de ces sous-unités avec les GluR5-7.

Ces derniers ont une mauvaise affinité pour le kaïnate contrairement aux sous-unités KA1 et

KA2 qui ont une forte affinité.

I.2.1.2.2 Fonctionnement des KARs23 :

Le rôle physiologique des KARs est réparti entre les deux neurones pré et post

synaptiques. Ils ont une distribution assez limitée dans le cerveau comparée à celle des

AMPARs et des NMDARs et leur fonctionnement reste encore bien indéfini.

Au niveau du neurone post-synaptique, les KARs jouent un rôle très important dans la

transmission du signal excitateur. Ils possèdent une cinétique plus lente et une amplitude du

signal plus faible que celle des AMPARs, donc il semblerait que ces récepteurs participent à

la régulation de l’excitabilité neuronale alors qu’au niveau du neurone pré-synaptique, les

KARs réagissent comme des autorécepteurs en facilitant la libération du Glu dans des

conditions de stimulation particulières. Cet évènement peut être lié à la dépolarisation

membranaire et / ou à un influx nerveux des ions Ca2 qui traversent directement les KARs.

Dans certaines régions du cerveau, l’activation des KARs pré-synaptiques aurait un effet

inverse en réduisant la libération du Glu.

I.2.1.2.3 Les agonistes des KARs :

Les KARs possèdent une forte affinité envers le kaïnate (agoniste isolé de l’algue

Digenea Simplex). D’autres agonistes ont été découverts tel que : l’acide Domoïque (DOMO)

et les acides Acroméliques (ACRO A et B). Néanmoins, ces derniers ont montré une faible ou

pas de sélectivité du tout envers les différentes sous-unités de KARs.

23 P. Pinheiro, C. Mulle, Cell Tissue Res. 2006, 326:457–482.


- 25 -

Des ligands plus sélectifs ont été décrits dans la littérature; on peut citer les composés

ATPA, (2S,4R)-méthyl Glutamate (SYM2081) et E-4-neopentylidene Glutamate (Figure 9)

qui ont présenté des affinités sélectives vers la sous-unité GluR5 des KARs24.

Plus récemment, des structures basées sur le squelette 1H-Cyclopentapyrimidin-

2,4(1H,3H)-dione ont été caractérisées comme des ligands qui présentent une sélectivité

remarquable pour la sous-unité GluR5 des KARs et avec des affinités de l'ordre du

nanomolaire (composé (6a) : Ki=3.9nM, composé (6c) : Ki=5.89nM)25.

HO2C CO2H

NH2 CH3

(2S,4R)-méthyl Glutamate

ON

HO

CO2H

H2N

ATPA

H2N

CO2H

HO2C

E-4-neopentylidene Glutamate

NH

CO2H

HO2C

KA

NH

CO2H

HO2C

CO2H

DOMO

NH

CO2H

HO2C

NH

O

HO2C

ACRO-A

NH

CO2H

HO2C

NH

CO2H

O

ACRO-B

NH

N

CO2H

NH2

O

O

SNH

N

CO2H

NH2

O

O

S

6a 6c

Figure 9 : Agonistes des KARs.

24 L. Bunch, T. Gefflaut, S. Alaux, E. Sagot, B. Nielsen, D. S. Pickering, Eur. J. Pharmacol , 2009, 609, 1-4. 25 R. Venskutonyte^, S. Butini, S. S. Coccone, S. Gemma, M. Brindisi, V. Kumar, E. Guarino, S. Maramai, S. Valenti, A. Amir, E. A. Valadés, K. Frydenvang, J. S. Kastrup, E. Novellino, G. Campiani, D. S. Pickering, J. Med. Chem. 2011, 54, 4793-4805.


- 26 -

I.2.1.2.4 Les antagonistes des KARs :

Peu d’antagonistes sélectifs des KARs ont été décrits. En effet, la majorité des ligands

bloque indistinctement les KARs et les AMPARs, tel que les quinoxalindiones (CNQX,

DNQX, NBQX).

Parmi les ligands sélectifs des KARs, on trouve le NS102 (Figure 10) qui inhibe les

récepteurs homomériques formés par les sous-unités GluR5 et GluR6, avec de légers effets

antagonistes sur l’hétéromère GluR2/4 des AMPARs. Toutefois, la faible solubilité de ce

composé dans l’eau limite leur utilisation pharmacologique26.

Les composés (7a) et (7b), basés sur le squelette 1H-Cyclopentapyrimidin-

2,4(1H,3H)-dione décrit précédemment ont été développés et présentent des activités

d’antagonistes envers les KARs et plus spécifiquement pour la sous-unité GluR5 [ composé

(7a) : 157 nM, composé (7b) : 576 nM]25.

Figure 10 : Antagoniste des KARs.

I.1.2.3 Les récepteurs NMDA (NMDARs) :

Les NMDARs sont caractérisés par une transmission synaptique lente du signal

excitateur. Ils sont perméables aux ions monovalents (Na+, K+) et bivalent (Ca2+).

26 T. A.Verdoorn, T. H. Johansena, J. Drejera, E. Nielsen, Eur. J. Pharmacol. Mol. Pharmacol. 1994, 269, 43-49.


- 27 -

I.1.2.3.1 Physiologie des NMDARs :

Les NMDARs sont des hétérotétramères, composés par deux sous-unités obligatoire

(un dimère du NR1) et d’un dimère NR2 qui peut prendre plusieurs formes (NR2A, NR2B,

NR2C, ou NR2A).

Cette famille de récepteurs a une structure similaire à celle des AMPARs; ce sont les

seuls parmi les récepteurs ionotropiques pour lesquels l'activation nécessite la fixation du

neurotransmetteur (Glu) et d’un co-agoniste (Glycine et D-Sérine) sur leurs sites localisés,

respectivement, sur les sous-unités NR2 et NR1 de la partie extracellulaire du récepteur27

(Figure 11).

Figure 11 : Structure des NMDARs28.

I.1.2.3.2 Fonctionnement des NMDARs :

Considérés comme les seuls iGluRs perméables aux ions Ca2+, les NMDARs sont

caractérisés par leurs réponses plus lentes vis à vis de leur liaison au Glu, dues à la présence

des ions Mg2+qui bloquent le canal ionique. Cependant, l’activation de ces récepteurs

nécessite une dépolarisation de la membrane du neurone post-synaptique (déjà effectuée par

l’activation des AMPARs et KARs qui sont plus rapidement sensibilisés que les NMDARs)

capable de chasser les Mg2+.

27 J. N. C. Kew, J. A. Kemp, Psychopharmacology. 2005, 179, 4-29. 28 A. Witt, N. Macdonald, P. Kirkpatrick, Nat. Rev. Drug. Discov. 2004, 3, 109-110.


- 28 -

En plus du Glu, les NMDARs sont activés par les acides NMDA, (2S)-amino(3-

hydroxy-1,2-oxazol-5-yl)-éthanoïque (acide Ibotenique), L-homocysteique et quinoléique

(Figure 12).

Figure 12 : Agonistes des NMDARs.

I.1.2.3.3 Les antagonistes des NMDARs :

Les antagonistes des NMDARs peuvent être classés en deux catégories différentes :

compétitifs et non-compétitifs.

I.1.2.3.3.1 Les antagonistes compétitifs des NMDARs :

Cette classe d'antagonistes est caractérisée par l’interaction directe du ligand avec son

site de fixation dans le récepteur. Elle contient majoritairement des acides aminés

phosphoriques tel que les composés CGS19755 et (R)-AP5 (Figure 13). Ce dernier a révélé

une inhibition dans l’induction de potentialisation à long terme dans l’hippocampe29.

Les dérivés (R)-CPP et (R)-AP7 sont respectivement des analogues de CGS19755 et

(R)-AP5. Ils sont couramment utilisés comme des antagonistes des NMDARs. Toutefois, ces

deux composés ne montrent pas de sélectivité vis-à-vis les différentes sous-unités NR2 des

NMDARs30.

D’autres ligands plus sélectifs ont été décrits dans la littérature: par exemple le WMS-

1410 qui a une structure de type tétrahydro-3-benzazépine-1,7-diol présente une activité

d'antagoniste sélectif de la sous-unité NR2B des NMDARs et ce avec une affinité de l'ordre

du nanomolaire (Ki = 14 nM). Ainsi, ce ligand présente une bonne stabilité métabolique chez

les souris31.

29 S. Davis, S. P. Butcher, R. G. Morris, Journal of Neuroscience. 1992, 12, 21-34. 30 B. Feng, R. M. Morleyb, D. E. Janeb, D. T. Monaghana, Neuropharmacology. 2005, 48, 354-359. 31 B. Tewes, B. Frehland, D, Schepmann, K-U. Schmidtke, T. Winckler, B. Wünsch. Bioorg. Med. Chem.2010,

18, 8005-8015.


- 29 -

Figure 13 : Antagonistes compétitifs des NMDARs.

I.1.2.3.3.2 Les antagonistes non-compétitifs des NMDARs :

I.1.2.3.3.2.1 Bloqueur du canal ionique des NMDARs :

Ces bloqueurs agissent en se liant au pore du canal ionique des NMDARs. Parmi ces

composés, on compte la Mémantine (Figure 14) qui possède une affinité modérée (Ki = 1.2

µM) envers les NMDARs et la Mémantine est utilisée dans le traitement de la maladie

d’Alzheimer32.

Un des plus puissants antagonistes décrits dans la littérature est le MK-801. Ce

composé bloque sélectivement le canal ionique des NMDARs, en même temps, il inhibe

l’induction de potentialisation à long terme dans l’hippocampe de rat33.

Un autre bloqueur très connu est la kétamine. Cette molécule a montré des effets

antidépresseurs et a été utilisée en traitement de la douleur neuropathique34.

Plus récemment, des nouveaux analogues de la kétamine et la phenylcyclidine (PCP)

ont été développés comme bloqueurs des NMDARs. Dans l’ensemble, ces dérivés ont

présenté des affinités faibles pour les sous-unités NR2A et NR2B des NMDARs35.

32 A. Banerjee, D. Schepmann, J. Köhler, E-U. Würthwein, B. Wünsch, Bioorg. Med. Chem. 2010, 18, 7855-7867. 33 E. J. Coan, W. Saywood, G.L. Collingridge, Neurosci. Lett. 1987, 80, 111-114. 34 M. G. Annetta, D. Iemma, C. Garisto, C. Tafani, R. Proietti, Current Drug Targets. 2005, 6, 789-794. 35 P. Zarantonello, E. Bettini, A .Paio, C. Simoncelli, S. Terreni, F. Cardullo, Bioorg. Med. Chem. Lett. 2011, 21, 2059-2063.


- 30 -

Figure 14 : Bloqueurs du canal ionique des NMDARs.

I.1.2.3.3.2.1 Antagonistes se liant au site de la glycine :

Il existe plusieurs antagonistes non-compétitifs qui se fixent sur le site glycine des

NMDARs. On compte l’acide Kynurénique (KYNA) (Figure 15) qui est un antagoniste

endogène des NMDARs et qui a une influence importante sur le processus pathologique de la

Schizophrénie36.

Dans le même ordre d’idée, on trouve aussi les dérivés de l’acide kynurénique tel que

le 5,7-DCK37 ou encore le L68334438 qui ont montré des effets neuroprotecteurs après des

accidents ischémiques.

Figure 15 : Antagonistes se liant au site de la glycine des NMDARs.

36 S. Erhardt, L. Schwieler, L. Nilsson, K. Linderholm, G. Engberg, Physiol. Behav. 2007, 92, 203-209. 37 D. McNamara, E. C. R. Smith, D. O. Calligaro, P. J. O'Malley , L. A. McQuaid, R. Dingledine Neurosci.

Lett. 1990, 120, 17-20. 38 P. D. Leeson, R. Baker, R.W. Carling, N. R. Curtis, K. W. Moore, B. J. Williams, A. C. Foster, A. E. Donald, J. A. Kemp, G. R. Marshall, J. Med. Chem. 1991, 34, 1243-1252.


- 31 -

I.2.2 Les récepteurs Métabotropiques (mGluRs) :

Les mGluRs ont été clonés la première fois en 198539. Ces récepteurs ont des

propriétés pharmacologiques uniques et un grand degré de variabilité dans l’évènement de

transduction du signal10.

En général, les mGluRs sont couplés aux protéines G, contrairement aux iGluRs, cette

famille de récepteurs ne contient pas de canaux ioniques.

I.2.2.1 Physiologie des mGluRs40 :

Ces protéines sont formées par : une séquence à sept domaines transmembranaires,

une partie extracellulaire constituée d’une extrémité N-terminale et un domaine de liaison et

une extrémité C-terminale intracellulaire qui est souvent impliquée dans la régulation du trafic

(Figure 16).

Huit formes de ces récepteurs ont été identifiées et elles sont classées en trois groupes,

selon leur séquence en résidus d’acide aminé et leur pharmacologie.

Le groupe I contient deux récepteurs (mGluR1et mGluR5), alors que les groupes II et

III sont respectivement composés de récepteurs (GluR2-3) et (Glu4, GluR6-8).

Figure 16 : Structure des mGluRs41.

39 F. Sladeczek, J-P. Pin, M. Récasens, J. Bockaert, S. Weiss, Nature. 1985, 317, 717-719. 40 A. Palucha, A. Pilc, Pharmacol. Ther. 2007, 115, 116-147.


- 32 -

I.2.2.2 Fonctionnement des mGluRs :

La fixation du Glu sur les mGluRs déclenche la fermeture de la structure bilobée du

récepteur (le domaine de liaison au ligand et le domaine N-terminal) et qui va engendrer à son

tour l’activation de protéines G couplées à ce récepteur.

Cette stimulation peut être positive par une activation de l’enzyme phospholipase C

(PLC) couplé au récepteur du groupe I ou négatif par l’inhibition de l’activité de l’enzyme

Adénylate Cyclase (AC) couplé aux récepteurs du groupe II et III. L’activation de la PLC

provoque une augmentation en concentration de l'inositol-1,4,5-triphosphate (IP3) et du

calcium extracellulaire, alors que l’inhibition de l'activité de l’AC diminue la concentration

intracellulaire en Adénosine Monophosphate cyclique (AMPc).

I.2.2.3 Les agonistes des mGluRs :

I.2.2.3.1 Agonistes du groupe I :

Différents agonistes des mGluRs ont été décrits. Certains d’entre eux, tels que les

acides quisqualique et ibotenique activent les mGluRs couplés à la PLC (récepteurs du groupe

I). Cependant, ces ligands ne sont pas sélectifs, car ils activent également les iGluRs (voir la

partie des récepteurs ionotropiques). On peut citer encore les composés (S)-3,5-DHPG42,

CHPG43 et Z-CBQA44 (Figure17) qui sont des agonistes sélectifs du groupe I, mais avec des

affinités modérées.

Figure 17 : Agonistes des mGluRs du groupe I.

41 Extrait de « Bristol University | MRC Centre for Synaptic Plasticity | Metabotropic Receptors » disponible en ligne sur www.bris.ac.uk 42 W. M. Zho, J. L.You, C. C. Huang, K. S. Hsu, Journal of Neuroscience. 2002, 22, 8838-8849. 43 A. J. Doherty, M. J. Palmer, J. M. Henley, G. L. Collingridge, D. E. Jane, Neuropharmacology.1997, 36, 265-267. 44 L. Littman, C. Tokar, S. Venkatraman, R. J. Roon, J. F. Koerner, M. B. Robinson, R. L. Johnson, J. Med.

Chem.1999, 42, 1639-1647.


- 33 -

I.2.2.3.2 Agonistes du groupe II :

Parmi les nombreux agonistes des mGluRs du groupe II, on peut mentionner en

priorité le LY35474045,46 (Figure18) qui est fréquemment employé en tant un ligand sélectif

pour le groupe II et avec une affinité de l'ordre du nanomolaire pour les mGluR2 et mGluR3.

D’autres analogues bicycliques de ce composé ont été développés dans le but

d’augmenter la diversité de leur potentiel pharmacologique, comme les dérivés à groupement

sulfonyl LY40403947 et LY210023 ou leur analogue LY54434448 qui ont fait l’objet de

plusieurs travaux pour leurs propriétés anxiolytiques49.

CO2H

H

HNH2HO2C

CO2HH

H

NHCO2H

S

CO2H

H

HNH2HO2C

O

NH2

OO

S

CO2H

H

HHN

CO2H

O O

O

S 3

LY354740 LY544344 LY404039

LY2140023

Figure 18 : Agonistes des mGluRs du groupe II.

45 D. D. Schoepp, B. G. Johnson, R. A. Wright, C. R. Salhoff, N. G. Mayane, S, Wu, S. L. Cockerham, J. Paul Burnett, R. Belegaje, D. Bleakman, J. A. Monn, Neuropharmacology.1997, 36, 1-11. 46 M. Kellner, C. Muhtz . K. Stark, A. Yassouridis, J. Arlt, K. Wiedemann, Psychopharmacology. 2004, 179, 310-315. 47 L. M. Rorick-Kehn, B. G. Johnson, J. L. Burkey, R. A. Wright, D. O. Calligaro, G. J. Marek, E. S. Nisenbaum, J. T. Catlow, A. E. Kingston, D. D. Giera, M. F. Herin, J. A. Monn, D. L. McKinzie, D. D. Schoepp, J.

Pharmacol. Exp. Ther, 2007, 321, 308-317. 48 D. S. Coffey, M. K. Hawk, S. W. Pedersena, R. K. Vaid, Tetrahedron. Lett. 2005, 46, 7299-7302. 49 E. Dunayevich, J. Erickson, L. Levine, R. Landbloom, D. D. Schoepp, G. D. Tollefson, Neuropsycho

pharmacology. 2008, 33, 1603-1610.


- 34 -

I.2.2.3.3 Agonistes du groupe III50, 51, 52, 53:

En ce qui concerne la structure moléculaire des agonistes du groupe III, la majorité

d'entre eux sont des acides aminés phosphoriques tels le L-AP4 et son analogue L-SOP

(Figure 19). Ils présentent des affinités sélectives envers le mGluR4 [L-AP4 : EC50 = 0.1 µM

(mGluR4)]. Les dérivés LSP1-2111, LSP1-3081 et (S)-PPG présentent des affinités sélectives

de l'ordre du micromolaire pour le groupe III [(S)-PPG : EC50 = 0.2µM (mGluR8)]; [LSP1-

2111 : EC50 = 2.2 µM (mGluR4), EC50 = 1.71 µM (mGluR8)].

Figure 19 : Agonistes des mGluRs du groupe III.

I.2.2.4 Antagonistes des mGluRs :

I.2.2.4.1 Antagoniste du groupe I :

Comme les NMDARs, les antagonistes des mGluRs peuvent être classés en deux

catégories différentes : compétitifs et non-compétitifs.

50 N. J. Toms, D. E. Jane, M. C. Kemp, J. S. Bedingfield, P. J. Roberts, Br. J. Pharmacol. 1996, 119, 851-854. 51 C. Selvam, N. Oueslati, I. A. Lemasson, I. Brabet, D. Rigault, T. Courtiol, S. Cesarini, N. Triballeau, H-O. Bertrand, C. Goudet, J-P. Pin, F. C. Acher, J. Med. Chem. 2010, 53, 2797-2813. 52 D. Cuomo, G. Martella, E. Barabino, P. Platania, D. Vita, G. Madeo, C. Selvam, C. Coudet, N. Oueslati, J-P Pin, F. Acher, A. Pisani, C. Beurrier, C. Melon, L. Kerkerian-Le Goff, P. Gubellini, J. Neurochemistry. 2009, 109, 1096-1105. 53 C. Beurrier, S. Lopez, D. Révy, C. Selvam, C. Goudet, M. Lhérondel, P. Gubellini, L. Kerkerian-LeGoff, F. Acher, J-P Pin, M Amalric, The FASEB Journal. 2009, 23, 3619-3628.


- 35 -

I.2.2.4.1.1 Antagoniste compétitifs du groupe I :

Le premier grand progrès dans le développement des antagonistes compétitifs de

mGluR1 est la découverte des analogues de la phénylglycine tel que le 4-CPG et le MCPG

(Figure 20) qui réagissent sur le mGluR1 en inhibant la transmission synaptique. Cependant,

ces deux structures ont également montré des effets antagonistes sur mGluR5 (groupe I) et

agonistes pour le groupe II et III des mGluRs54.

Des analogues du Glu ont été développés en tant qu'antagonistes du groupe I. Les

composés 3-MATIDA55 et AIDA56 présentent une sélectivité vis à vis de mGluR1, avec des

affinités de l'ordre du micromolaire.

Figure 20 : Antagonistes compétitifs des mGluRs du groupe I.

I.2.2.4.1.2 Antagonistes non-compétitifs du groupe I :

Identifié en 1996, le CPCCOEt possède une structure moléculaire non-comparable au

Glu. Ce composé inhibe sélectivement les mGluR1 (IC50 = 6.5 µM)57,58.

54 F. Ferraguti, L. Crepaldi, F. Nicoletti, Pharmacol Rev. 2008, 60, 536 -581. 55 Flavio Moroni, S. Attucci, A. Cozzi, E. Meli, R. Picca, M. A. Scheideler, R. Pellicciari, C. Noe, I. Sarichelou, D. E. Pellegrini-Giampietro, Neuropharmacology. 2002, 42, 741-751. 56 F. Moroni, G. Lombardi, C. Thomsen, P. Leonardi, S. Attucci, F. Peruginelli, S. A. Torregrossa, D. E. Pellegrini-Giampietro, R. Luneia, R. Pellicciari, J. Pharmacol. Exp. Ther. 1997, 281, 721-729. 57 H. Annoura, A. Fukunaga, M. Uesugi, T. Tatsuoka, Y. Horikawa, Bioorg. Med. Chem Lett. 1996, 6, 763-766.


- 36 -

Dans le même ordre d’idée, les composés BAY36-7620 et EM-TBPC ont été décrits

comme étant des antagonistes non-compétitifs en réagissant avec les hélices

transmembranaires des mGluR159,60.

Pour les antagonistes des mGluR5, on distingue les composés MPEP61 et MTEP62 ,

sélectifs pour les mGluR5 et avec des affinités élevées (MPEP : IC50 = 0.03 µM).

Dans l’ensemble, les antagonistes non-compétitifs des mGluRs du groupe I sont

connus pour avoir une activité thérapeutique pour les troubles liés au traitement par certaines

drogues, C'est le cas du MPEP qui provoque une diminution de l’auto-administration de la

nicotine chez les rats et les souris63.

Figure 21 : Antagonistes non-compétitifs des mGluRs du groupe I.

58 S. Litschig, F. Gasparini, D. Rueegg, N. Stoehr, P.J. Flor, I. Vranesic, L. Prezeau, J-P. Pin, C. Thomsen, R. Kuhn, Mol. Pharmacol. 1999, 55, 453 -461. 59 F. Y. Carroll, A. Stolle, P. M. Beart, A. Voerste, I. Brabet, F. Mauler, C. Joly, H. Antonicek, J. Bockaert, T. Muller, J-P. Pin, L. Prezeau, Mol. Pharmacol. 2001, 59, 965 -973. 60 P. Malherbe, N. Kratochwil, F. Knoflach, M-T. Zenner, J. N. C. Kew, C. Kratzeisen, H. P. Maerki, G. Adam, V. Mutel, J. Biol. Chem. 2003, 278, 8340 -8347. 61 F. Gasparini, K. Lingenhöhl, N. Stoehr, P. J. Flor, M. Heinrich, I. Vranesic, M. Biollaz, H. Allgeier, R. Heckendorn, S. Urwyler, M. A. Varney, E. C. Johnson, S. D. Hess, S. P. Rao, A. I. Sacaan, E. M. Santori, G. Veliçelebi, R. Kuhn, Neuropharmacology. 1999, 38, 1493-1503. 62 N. D. P. Cosford, L. Tehrani, J. Roppe, E. Schweiger, N. D. Smith, J. Anderson, L. Bristow, J. Brodkin, X. Jiang, I. McDonald, S. Rao, M. Washburn, M. A. Varney, J. Med. Chem. 2002, 46, 204-206. 63 P. J. Kenny, N. E. Paterson, B. Boutrel, S. Semenova, A. A. Harrison, F. Gasparini, G. F. Koob, P. D. Skoubis, A. Markou, Ann. N. Y. Acd. Sci. 2003, 1003, 415-418.


- 37 -

I.2.2.4.2 Les antagonistes des mGluRs du groupe II :

En raison de leur implication dans les désordres psychiatriques tels que la dépression,

l’anxiété et la schizophrénie, les mGluRs du groupe II ont été fréquemment étudiés. Ainsi

plusieurs antagonistes compétitifs et sélectifs du groupe II ont été décrits dans la littérature.

Les composés LY341495 et MGS0039 (Figure 22) présentent des effets antidépresseurs et des

potentialités pour le traitement des troubles obsessionnels compulsifs dans certains modèles

animaux64,65,66. En outre, des études plus récentes sur le LY341495 montrent la possibilité de

l’utiliser dans une stratégie pour le traitement de la maladie d’Alzheimer67.

Figure 22 : Antagonistes des mGluRs du groupe II.

I.2.2.4.3 Antagonistes des mGluRs du groupe III :

Très peu d’antagonistes compétitifs et sélectifs pour les mGluRs du groupe III ont été

décrits. Nous pouvons citer le dérivé de la phénylglycine MPPG (Figure 23). Ce composé a

montré une sélectivité vis à vis des différents mGluRs du groupe III du modèle humain avec

dans l’ordre : mGluR8>> mGluR4=mGluR768, alors que son analogue CPPG est non sélectif

envers les mGluRs du groupe III à des concentrations de l’ordre de micromolaire.

L’acide aminé phosphorique (MAP4) est un antagoniste compétitif des mGluRs du

groupe III, avec une sélectivité vis à vis des mGluR4 et mGluR8 mais aussi avec une certaine

64 N. Kawashima, J-I Karasawab, T. Shimazakib, S. Chakib, S. Okuyamac, A. Yasuharab, A. Nakazato, Neurosci. Lett. 2005, 378, 131-134. 65 S. Chaki, R. Yoshikawa, S. Hirota, T. Shimazaki, M. Maeda, N. Kawashima, T. Yoshimizu, A. Yasuhara, K. Sakagami, S. Okuyama, S. Nakanishi, A. Nakazato, Neuropharmacology. 2004, 46, 457-467. 66 T. Shimazaki, M. Iijima, S. Chaki, Eur. J. Pharmacol. 2004, 501, 121-125. 67 S. H. Kim, P. E. Fraser, D. Westaway, P. H. St. George-Hyslop, M. E. Ehrlich, S. Gandy, J. Neurosci. 2010, 30, 3870-3875. 68 Su Wu, R. A. Wright, P. K. Rockey, S. G. Burgett, J. S. Arnold, P. R. Rosteck Jr, B. G. Johnson, D. D. Schoepp, R. M. Belagaje, Mol. Brain. Res.1998, 53, 88-97.


- 38 -

affinité et activité d'antagoniste pour mGluR2 et une activité d’agoniste faible pour mGluR6.

Cependant, son analogue MSOP est sélectif pour mGluR2 et mGluR4.

Figure 23 : Antagonistes des mGluRs du groupe III.

I.3 Les transporteurs du glutamate (GluTs) :

Les GluTs jouent un rôle très important dans la régulation de la concentration du Glu

dans le compartiment extracellulaire. Comme nous l’avons indiqué auparavant, ces

transporteurs vont mobiliser l’excès du Glu libéré dans la fente synaptique et maintenir sa

concentration au-dessous du niveau excitotoxique.

Deux classes de GluTs ont été identifiées. La première classe contient les transporteurs

membranaires; ils sont Na+-dépendants et nommés transporteurs d’acide aminé excitateur

EAATs (Excitatory Amino Acids Transporters). La deuxième classe comporte les

transporteurs vésiculaires du Glu. Ils sont H+-dépendants, notés VGluTs et ils interviennent

au niveau des vésicules synaptiques du Glu (Figure 1).

I.3.1 Physiologie et rôle des EAATs :

En 1992, les trois premiers transporteurs du Glu ont été identifiés chez les rongeurs et

nommés GLAST, GLT1 et EAAC169. Les deux premiers se situent essentiellement au niveau

des cellules gliales, tandis que le sous-type EAAC1 est localisé au niveau du neurone post

synaptique.

Deux ans plus tard, trois sous-types de transporteur EAAT1, EAAT2 et EAAT3

correspondant respectivement au GLAST, GLT1 et EAAC1 ont été ont été découverts chez

69 Y. Kanai, M. A. Hediger, Nature. 1992, 360, 467-471.


- 39 -

l’homme70. Deux sous-types supplémentaires (EAAT4 et EAAT5) ont été caractérisés

ultérieurement. Le sous-type EAAT4 est abondant dans les cellules cérébrales de Purkinje,

cependant, le transporteur EAAT5 est présent uniquement dans la rétine71.

Ces cinq sous-types de transporteurs (EAAT1-5) sont des homotrimères, formés par

environ 500 à 600 résidus d’acides aminés. Chaque sous-type est constitué de : deux

séquences N et C-terminale intracellulaires, de huit domaines transmembranaires (TM1-8) et

de deux boucles intramembranaires (HP1 et HP2) qui relient respectivement les domaines

(TM6-7) et (TM7-8), en créant une zone impliquée dans l’internalisation du Glu (Figure24).

Figure 24 : Structure commune des EAATs72.

Le passage du Glu à travers les EAATs vers le milieu intracellulaire est accompagné

d'un co-transport de Na+ et d’une sortie de potassium (K+) vers le milieu extracellulaire.

L'énergie nécessaire est apportée par des gradients de sodium et de potassium, maintenus par

les pompes Na/K-ATPase.

La stœchiométrie du processus est vérifiée : le transport d’une molécule du Glu

implique trois ions Na+ et un H+, avec la sortie d’un cation K+ (Figure 25).

70 J. L. Arriza, W. A. Fairman, J. I. Wadiche, G. H. Murdoch, M. P. Kavanaugh, S. G. Amara, J. Neurosc. 1994, 14, 5559-5569. 71 W. A. Fairman, R. J. Vandenberg, J. L. Arriza, M. P. Kavanaught, S. G. Amara, Nature. 1995, 375, 599-603. 72 G. E. Torres, S. G Amara, Curr. Opin. Neurobiol. 2007, 17, 304-312.


- 40 -

Figure 25 : Processus du transport du Glu par les transporteurs Na+-dépendants.73

En plus de ces échanges de cations (Na+, K+ et H+), le Glu peut également activer le

transport des ions chlorures spécifiquement dans les neurones de la rétine par le biais du sous-

type EAAT5 et dans les cellules gliales par le biais du sous-type EAAT4.

I.3.2 Physiologie et rôle des VGluTs :

Trois sous-types de transporteurs vésiculaires du glutamate (VGluT1-3) ont été

caractérisés. Ils sont formés par environ 600 résidus d’acides aminés, avec des séquences très

conservées (70% d’homologie). Les VGluTs sont constitués de : 10 domaines

transmembranaires, insérées dans les membranes de vésicules synaptiques, de deux séquences

N et C terminales extra-membranaires (placées à l’extérieur de la vésicule) (Figure 26).

Figure 26 : Structure des VGluTs74.

73 A. Camacho, L. Massieu, Arch. Med. Res. 2006, 37, 11-18.


- 41 -

Cette famille des transporteurs est caractérisée par sa faible affinité pour le Glu, par

rapport aux EAATs (Km ≈ 1 mM, pour VGluTs, Km = 4-40 µM pour les EAATs). Comparés

aux sous-types EAATs, les VGluTs sont des transporteurs spécifiques pour le Glu (sans

aucune affinité pour l’Asp)74.

Le fonctionnement des VGluTs dépend d'un gradient de protons, créé par l’hydrolyse

de l’adénosine triphosphate (ATP) par l’enzyme H+-ATPase. Pour avoir une efficacité

optimale des GluTs, la présence d’une faible concentration en ions Cl- (1-5 µM) est

nécessaire. L’ion chlore peut servir de contre ion de H+ ou d'effecteur allostérique des

VGluTs, mais le mécanisme précis qui montre l’effet des ions chlorures sur le transport reste

inconnu (Figure 27)74,75.

Figure 27 : Processus du transport du Glu par les transporteurs H+-dépendants74.

I.3.3 Pharmacologie des EAATs :

Pendant plus de 30 ans, les analogues structuraux du L-Glu et du L-/D-Asp ont été

couramment utilisés comme des drogues pour les EAATs75. Ces dérivés peuvent être des

inhibiteurs transportables des GluTs, qui entrent en compétition avec le Glu, ou non-

transportables qui bloquent les GluTs sans être internalisés. En plus de ces inhibiteurs, il

existe des activateurs des EAATs qui engendrent des effets thérapeutiques dans le SNC.

I.3.3.4 Les inhibiteurs des EAATs :

Plusieurs dérivés du Glu et d’Asp ont été évalués pour inhiber les sous-types des

EAATs et on peut les sélectionner selon leurs structures.

74 M. Liguz-Lecznar, J. Skangiel-Kramska, Acta. Neurobiol. Exp. 67, 2007, 207-218. 75 Y. Shigeri, R. P. Seal, K. Shimamoto, Brain. Res. Rev. 2004, 45, 250-265.


- 42 -

I.3.3.4.1 Les dérivés d’acide aspartique :

Parmi les analogues d’Asp, des dérivés du β-thréo-hydroxyaspartate sont non-

transportables et sont connus pour avoir des activités inhibitrices vis à vis des EAATs. On

peut citer le composé thréo-benzyloxyaspartate (TBOA) (Figure 28) qui est considéré comme

un bloqueur des EAATs à des concentrations de l'ordre du micromolaires (Ki ≈ 0.1µM,

EAAT2)76. Toutefois, cette molécule n’est pas sélective envers les différents sous-types des

transporteurs et montre des effets agonistes vis-à-vis les NMDARs. D’autres analogues du

(TBOA) ont été développés, parmi lesquels le thréo-méthoxyaspartate (TMOA) qui inhibe les

cinq sous-types des EAATs mais il agit comme un inhibiteur non-transportable pour les sous-

types EAAT2 et EAAT577. Des analogues plus encombrants du (TBOA) comme les composés

(2S,3S)-3-(3-[4-(trifluorométhyl)-benzoylamino]benzyloxy)aspartate (TFB-TBOA), le thréo-

β-(1-naphthyl) méthyloxyaspartate (TNOA1) et le thréo-β-(2-naphthyl)méthyloxyaspartate

(TNOA2) ont montré des affinités importantes de bloqueurs pour les sous types EAAT(1-3)75.

Figure 28 : analogues du β-thréo-hydroxyaspartate.

76 K. Shimamoto, B. Lebrun, Y. Yasuda-Kamatani, M. Sakaitani, Y. Shigeri, N. Yumoto, T. Nakajima, Mol.

Pharmacol. 1998, 53, 195–201. 77 Y. Shigeri, K. Shimamoto, Y. Yasuda-Kamatani, R. P. Seal, N. Yumoto, T. Nakajima, S. G. Amara, J.

Neurochem. 2001, 79, 297–302.


- 43 -

I.3.3.4.2 Les dérivés méthylglutamates :

Des analogues du L-Glu substitués par un groupement méthyl, tels que le thréo-3

méthylglutamate (T3MG) et le (2S,4R)-4-méthylglutamate (SYM2081) (Figure 29), ont été

étudiés. Le T3MG agit en tant qu'inhibiteur non-transportable du sous-type EAAT2 et

compétitif (transportable) de l' EAAT4. Il semble par ailleurs être un inhibiteur ayant peu

d’affinité pour les transporteurs EAAT1 et EAAT378,79. D’autre part, le SYM2081 est un

substrat (transportable) pour EAAT1 (Km = 54 µM), mais il agit en tant que bloqueur pour

EAAT2 (Kb = 3.4 µM). Cependant, ce composé possède quelques affinités d’agonistes pour

les KARs (IC50 = 32 nM)80donc on observe une perte de spécificité.

Figure 29 : Les dérivés méthylglutamates.

I.3.3.4.3 Les stéréoisomères du 2-(Carboxycyclopropyl)glycines :

Afin d’étudier les interactions du Glu avec son site liaison sur EAATs, une série de 2-

(Carboxycyclopropyl)glycines (CCGs) a été synthétisée et caractérisée81,82,83. Huit

stéréoisomères de CCGs (L-CCG-I, D-CCG-I, L-CCG-II, D-CCG-II, L-CCG-III, D-CCG-III,

L-CCG-IV et D-CCG-IV) (Figure 30) ont été testés vis-à-vis du transport des EAATs84,85.

Parmi ces structures, le L-CCG-III a montré des activités inhibitrices remarquables pour

EAAT1 et 2 avec des affinités respectivement Ki = 7.5 et 2.5 µM. Toutefois, ce composé a

présenté des affinités comparables envers les KARs (IC50 = 26 µM), donc il est impossible de

l’employer comme un inhibiteur sélectif pour les EAATs75.

78 S. Eliasof, H. B. McIlvain, R. E. Petroski, A. C. Foster, J. Dunlop, J. Neurochem. 2001, 77, 550–557. 79 R. J. Vandenberg, A. D. Mitrovic, M. Chebib, V. J. Balcar, G. A. R. Johnston, Mol. Pharmacol. 1997, 51, 809–815. 80 L-M. Zhou, Z-Q. Gu, A. M. Costa, K. A. Yamada, P. E. Mansson, T. Giordano, P. Skolnick, K. A. Jones, J.

Pharmacol. Exp. Ther. 1997, 280, 422–427. 81 K. Shimamoto, Y. Ohfune, J. Med. Chem. 1996, 39, 407–423. 82 K. Shimamoto, M. Ishida, H. Shinozaki, Y. Ohfune, J. Org. Chem. 1991, 56, 4167–4176. 83 H. Shinozaki, M. Ishida, K. Shimamoto, Y. Ohfune, Br. J. Pharmacol. 1989, 98, 1213–1224. 84 M. Kawai, Y. Horikawa, T. Ishihara, K. Shimamoto, Y. Ohfune, Eur. J. Pharmacol. 1992, 211, 195–202. 85 Y. Nakamura, K. Kataoka, M. Ishida, H. Shinozaki, Neuropharmacology. 1993, 32, 833–837.


- 44 -

NH2

CO2HH

HO2C

H

NH2

CO2HH

H

CO2H

NH2

CO2H

HO2C

H

H

NH2

CO2H

H

CO2H

H

NH2

CO2HH

HO2C

H

NH2

CO2HH

H

CO2H

NH2

CO2H

HO2C

H

H

NH2

CO2H

H

CO2H

H

L-CCG-I L-CCG-II L-CCG-III L-CCG-IV

D-CCG-I D-CCG-II D-CCG-III D-CCG-IV

Figure 30 : Stéréoisomères du 2-(Carboxycyclopropyl)glycines.

I.3.3.4.4 Les stéréoisomères du L-2-(Carboxycyclobutyl)glycines :

Récemment, 4 stéréoisomères du L-2-(Carboxycyclobutyl)glycines (L-CBG-I, L-

CBG-II, L-CBG-III, L-CBG-IV) (Figure 31) ont été synthétisés et testés vis-à-vis des

EAATs86. Parmi ces composés, le L-CBG-IV a montré une inhibition sélective envers les sous

types EAAT2 et 3, avec des affinités respectivement Ki = 7 et 10 µM.

Figure 31 : Stéréoisomères du L-2-(Carboxycyclobutyl)glycines.

I.3.3.4.5 Les dérivés du diacide pyrrolidine dicarboxylique :

Des dérivés du diacide pyrrolidine dicarboxylique (PDC) sont aussi été décrits pour

inhiber les EAATs. Parmi eux, on trouve le L-trans-2,4-PDC (Figure 32) qui a été utilisé

dans les premières investigations pour étudier les EAATs87 et toujours aujourd'hui en tant que

composé de référence. Ce composé est un inhibiteur compétitif (transportable) vis-à-vis les

EAAT1, 2, 3 et 4 [Km (respectifs) = 28 ± 2, 7 ± 0, 27 ± 5 et 2.6 ± 0.4 µM] et comme un

86 S. Faure, A. A. Jensen, Vincent Maurat, X. Gu, E. Sagot, David J. Aitken, J. Bolte, T. Gefflaut, L. Bunch, J.

med. chem. 2006, 49 , 6532 87 R. J. Bridges, M. S. Stanley, M. W. Anderson, C. W. Cotman, A. R. Chamberlin, J. Med. Chem. 1991, 34, 717– 725


- 45 -

bloqueur (non-transportable) pour EAAT5 (Ki = 6.2 ± 1.7 µM)88. Le L-trans-2,4-PDC est

largement utilisé pour élucider les rôles physiologiques des EAATs car cette molécule ne

réagit pas avec les récepteurs ionotropiques du Glu (NMDA, AMPA, KA). Il est donc très

sélectif. En plus du L-trans-2,4-PDC, d’autres dérivés de PDC, tel que le L-trans-2,3-PDC, le

3,4-MPDC (L-anti-endo-3,4-méthanopyrrolidine dicarboxylique) et le 2,4-MPDC (2,4-

méthanopyrrolidine dicarboxylique) ont été étududiés89, 90. Le L-trans-2,3-PDC n'a montré

aucun effet sur les sous-types EAAT1 et 3, mais il réagit comme un bloqueur (non-

transportable) pour EAAT2 (Ki = 12 µM) et avec une affinité d’agoniste pour le récepteur

NMDA. Le 2,4-MPDC est un inhibiteur compétitif vis-à-vis des EAAT1, 2 et 3. Cependant, le

3,4-MPDC est un bloqueur pour EAAT2 (Ki = 1.6 µM).

Figure 32 : Dérivés du diacide pyrrolidine dicarboxylique (PDC).

88 J. L. Arriza, S. Eliasof, M. P. Kavanaugh, A. G. Amara, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1997, 94, 4155–4160. 89 C. L. Willis, J. M. Humphrey, H. P. Koch, J. A. Hart, T. Blakely, L.Ralston, C. A. Baker, S. Shim, M. Kadri, A. R. Chamberlin, R. J. Bridges, Neuropharmacology. 1996, 35, 531–539 90 S. Esslinger, H. P. Koch, M. P. Kavanaugh, D. P. Philips, A. R. Chamberlin, C. M. Thompson, R. J. Bridges, Bioorg. Med. Chem. Lett. 1998, 8, 3101–3106.


- 46 -

I.3.3.5 Les activateurs des EAATs :

Comme nous avons l'avons expliqué précédemment, il existe plusieurs modulateurs

des EAATs, caractérisés dans le but d’étudier de nombreux troubles du SNC. Parmi eux, Le

Riluzole (Figure 33) est un neuroprotecteur utilisé pour le traitement de la sclérose latérale

amyotrophique. Cette drogue réagit comme un modulateur allostérique positif, augmentant

l’affinité des différents sous-types de transporteurs EAAT1-3 pour le Glu91.

Figure 33 : Structure de Riluzole.

I.3.4 Pharmacologie des VGluTs :

Le développement des molécules capables d’activer ou d’inhiber les VGluTs est

indispensable pour élucider les rôles physiologiques de cette famille de transporteurs.

Comme pour les EAATs, les inhibiteurs des VGluTs sont classés selon leur structure

moléculaire.

I.3.4.1 Les analogues des acides aminés75 :

Afin de trouver des substances compétitives du glutamate, qui peuvent réagir avec le

site de liaison des VGluTs, des analogues d’acides aminés ont été étudiés. On peut noter le

(2S,4R)-4-méthylglutamate et le trans-ACPD (Figure 34) qui ont montré de fortes inhibitions

dans le fonctionnement des VGluTs, avec des affinités Ki (respectifs) = 0.7 et 0.4 mM. Leur

analogue, 4-méthylène-L-glutamate, a présenté une affinité modérée (Ki = 2.9 mM). Ces

composés ne sont pas sélectifs envers les KARs et peuvent réagir comme des substrats

compétitifs avec les EAATs et les mGluRs.

Dans le développement de ligands plus efficaces et sélectifs, plus de 50 dérivés

d’acide quinoline-2,4-dicarboxylique (QDC) ont été examinés. Parmi ces derniers, les

91 E. Fumagalli, M. Funicello, M. Gobbi, T. Mennini, Eur. J. Pharmacol. 2008, 578, 171-176.


- 47 -

composés 6-biphenyl-4-yl-QDC et 6-(4’-phenylstyryl)-QDC se sont avérés être des

inhibiteurs compétitifs avec des affinités Ki (respectifs) = 41 et 64 µM.

Figure 34 : Analogues d’acides aminés.

I.3.4.2 Les composés colorants75 :

Plusieurs composés colorants qui possèdent une structure différente a celle du Glu, tel

que le Bleu Chicago Sky et le Bleu d’Evans (Figure 35), sont classés comme des inhibiteurs

pour les VGluTs, avec des valeurs de IC50 (respectives) = 3 µM et 87 nM. Ces deux

composés ont été testés sur les 3 trois sous types des VGluTs. Le bleu d’Evans inhibe les

VGluT2 et 3 à des faibles concentrations (IC50 ≈ 300 nM), alors que les VGluT3 sont moins

sensibles. En outre, le Rose Bengale a aussi été examiné sur les VGluTs des vésicules

synaptiques du rat. Ce composé a montré des activités d’inhibiteur non-compétitives, avec des

concentrations de lordre du nanomolaire (19.4±0.8 nM).


- 48 -

Figure 35 : Structure des produits colorants (Inhibiteurs des VGluTs).

I.4 Conclusion :

A ce jour, dans le but de d’étudier les différents types de récepteurs et transporteurs du

Glu, l’utilisation des ligands compétitifs et sélectifs reste l’approche thérapeutique la plus

citée car ces molécules ont montré des effets considérables dans la diminution de la

progression chronique des maladies neurodégénératives dues à la toxicité du Glu.

Dans notre projet, nous nous sommes orientés beaucoup plus vers l’élaboration de

nouveaux modulateurs des transporteurs du Glu (GluTs), en utilisant des ligands sélectifs,

compétitifs ou non-compétitifs vis-à-vis du Glu. Comme nous l’avons indiqué auparavant, les

dérivés β-hydroxyaspartates ont été fréquemment décrits comme des inhibiteurs sélectifs vis-

à-vis les différents sous types des GluTs et avec des bonnes affinités92.

92

J. Guiramand, A. Martin, M-C de Jesus Ferreira, C. Cohen-Solal, M. Vignes, M. Récasens, J. Neurosci. Res.

2005, 81, 199-207.

CHAP2

- 49 -

Chapitre II

Chapitre II Rappels bibliographiques sur la synthèse des dérivés d’acide aspartique

β-substitués

- 50 -

II. Rappels bibliographiques sur la synthèse des dérivés d’acides aspartique β-substitués :

II.1 Synthèse des dérivés L-β-benzylaspartates :

Une courte synthèse d’une série de dérivés β-benzylaspartates a été développée par

Esslinger et al.93 La protection de la fonction amine de l’acide L-aspartique par un

groupement trityle (Tr) et les deux fonctions acides en esters méthyliques, suivie d’une β-

alkylation par divers groupements aryle donnent un couple de diastéréoisomères (2S,3S) et

(2S,3R) avec une diastéréosélectivité variable (SS:SR = de 1:11 à 99:1) et qui dépend de la

structure de l’agent alkylant (ArCH2Br), de la température de la réaction et de la nature de la

base utilisée (KHMDS, LiHMDS). Enfin, l’hydrolyse du groupement (Tr) et l’hydrolyse de

deux fonctions esters dans la dernière étape donnent les dérivés β-benzylaspartates avec des

rendements variables (8% à 73%) et sous forme d’un mélange des deux diastéréoisomères

(2S,3S) et (2S,3R) (Schéma 1).

Schéma 1 : Synthèse des dérivés L-thréo-β-aryl aspartates.

Ces dérivés ont été évalués comme des inhibiteurs de sous type EAAT3 des

transporteurs du Glu par une mesure de leur capacité à réduire la capture du composé 3H-D-

aspartate. Pour chaque mesure, Mavencamp et al. ont utilisé les dérivés d’aspartate non

séparés avec un rapport diastéréoisomérique (SS/SR : 1/1). 93 T. L. Mavencamp, J. F. Rhoderick, R. J. Bridges, C. S. Esslinger, Bioorg. Med.Chem. 2008, 16, 7740–7748.


β-substitués

- 51 -

Les pourcentages de capture de composé 3H-D-aspartate en présence de dérivés β-

benzylaspartates sont classés dans le tableau ci-dessus (Tableau 1).

Dérivés d’aspartates (%) de capture de 3H-D-asp (25 µM) par EAAT3

Dérivés d’aspartates (%) de capture de 3H-D-Asp (25 µM) par EAAT3

L-β-Benzyl-asp (A)

4±2

L-β-3-Br-Benzyl-asp (F)

8 ± 3

L-β-Méthyl-2-napthyl-asp (B)

68 ± 6

L-β-3-F-Benzyl-asp (G)

0 ± 0

L-β-3,5Diméthyl-benzyl-asp (C)

36 ± 7

L-β-4-F-Benzyl-asp (H)

7 ± 3

L-β-3-Méthyl-benzyl-asp (D)

33 ± 3

L-β-3-Nitro-benzyl-asp (I)

29 ± 5

L-β-2,6Dichloro-benzyl-asp (E)

86 ± 5

L-β-4-Nitro-benzyl-asp (J)

65 ± 8

Tableau 1 : Résultats de la capture de composé 3H-D-aspartate par EAAT3 en présence dérivés β-benzylaspartates.

En présence de L-β-Benzyl-asp (A), une forte diminution dans la capture de 3H-D-

aspartate par EAAT3 a été observée (4±2%). Ce qui indique qule le composé (A) est un tres


β-substitués

- 52 -

bon inhibiteur du transport et qu’il n’est pas déplacé par 3H-D-aspartate sur EAAT3.

Cependant, cette capture augmente avec le changement de nature du groupement benzyle par

un groupement plus encombrant tel que naphtyle, composé B (68±6%). La substitution en

méta ou en para du groupement benzyle de L-β-Benzyl-asp (A) par des halogénures (F, Br)

fournit une bonne activité inhibitrice aux dérivés d’aspartate : Composés L-β-3-Br-Benzyl-asp

F (8±3%), L-β-4-F-Benzyl-asp H (7±3%), L-β-3-F-Benzyl-asp G (0±0%). Par contre, la

substitution par un groupement chlorure en position ortho (composé L-β-2,6-Dichloro-benzyl-

asp E) baisse l’activité inhibitrice par une diminution de la capacité du dérivé d’aspartate

d’interagir avec le site de liaison de transporteur EAAT3. Alors que la substitution du

groupement benzyle de L-β-Benzyl-asp (A) en position méta et en para avec des groupements

(CH3, NO2) diminue l’activité inhibitrice des dérivés d’aspartates : Composés C (36 ± 7%), D

(33 ± 3%), I (29 ± 5%) et J (65 ± 8%).

En outre, Mavencamp et al93. ont montré à partir d’une étude de modelisation

moléculaire de dérivés β-benzylaspartates, la similarité entre le L-thréo-β-benzyl aspartate

(L-TBA) et le L-thréo-β-Benzyloxyaspartate (L-TBOA) dans le type d’interaction avec le site

de liaison du transporteur EAAT3. Ils ont prouvé que les deux cycles aromatiques des

composés L-TBA et L-TBOA s’orientent dans le même coté (figure 36). Ils ont ainsi

susceptibles d'interagir subtilement avec les différentes régions lipophiles du domaine de

liaison de EAAT3. Cependant, le L-TBA est plus sélectif pour EAAT3 par interactions

spécifiques avec certaines parties du domaine de liaison de ce transporteur.

Figure 36 : Présentation de deux conformations superposées de L-TBOA (en vert)

et L-TBA (en orange).93


β-substitués

- 53 -

II.2 Synthèse des dérivés β-hydroxy aspartates :

II.2.1 Synthèse des dérivés L-thréo-β-hydroxy aspartates et ses analogues:

Le DL-thréo-β-hydroxy aspartate (DL-β-THA) (figure 37) est considéré comme un

des premiers inhibiteurs des EAATs dans le SNC. Cette molécule réagit comme inhibiteur

transportable pour les sous-types EAAT1-4 et non-transportable pour EAAT5. Cependant,

cette molécule active également les récepteurs NMDA94.

Figure 37 : structure de DL-thréo-β-hydroxy aspartate (DL-β-THA).

Afin de résoudre le problème de sélectivité du DL-β-THA, une série d'analogues de

cette molécule, estérifiés sur le groupement hydroxy a été développé (DL-TAcOAsp,

DL-TPnOAsp, DL-T1NpOAsp, DL-T2NpOAsp, DL-TBzOAsp) (Schéma 2). Ces molécules

ont été examinées sur les différents sous-types des transporteurs EAATs de cerveau de boeuf.

Le composé DL-thréo-β-benzoyloxy aspartate (DL-TBzOAsp) et le DL-thréo-β-(1-

naphthoyl)oxyaspartate DL-T1NpOAsp bloquent sélectivement le sous-type EAAT1 avec de

bonnes affinités (respectifs : Km = 17.2 et 52.1µm), sans aucune activité pour les NMDARs.

A l'opposé, les autres dérivés DL-TAcOAsp et DL-TPnOAsp réagissent sélectivement avec

le même sous type de transporteurs (EAAT1) mais avec des affinités plus faibles que celle

obtenue avec le L-β-THA [Km (DL-TAcOAsp) = 40±11 µm; Km (DL-TPnOAsp) = 64±9µm;

Km (DL-β-THA) = 9 µm] 95.


Pharmacol. 1998, 53, 195–201. 95 B. Lebrun, M. Sakaitani, K. Shimamoto, Y. Yasuda-Kamatani, T. Nakajima, J. Biol. Chem. 1997, 272, 20336-20339.


β-substitués

- 54 -

Schéma 2 : Synthèse des dérivés DL-thréo-β-hydroxy aspartates.

II.2.2 Synthèse du L-thréo-benzyloxy aspartate (L-TBOA) et ses analogues :

Pour des raisons d’instabilité de la fonction ester sur le groupement hydroxyle du

composé (L-TBzOAsp) (Schéma 3) par hydrolyse, l’équipe de Shimamoto a développé un

nouvel analogue éthéré du L-TBzOAsp96. Le L-thréo-benzyloxy aspartate (L-TBOA)

(Schéma 2) a été synthétisé en dix étapes en passant par l’aldéhyde de Garner97. Cependant,

les autres dérivés éthérés L-TMOA, L-TNOA1 et L-TNOA2 ont été obtenus en 14 étapes.

Dans cette stratégie, le couple de diastéréoisomères (R,R) et (R,S) sont séparés dans la sixième

étape. Le rendement de cette synthèse est faible au vu du nombre d'étapes. Comme nous

l’avons signalé précédemment, le L-TBOA a montré une forte inhibition dans le transport du

Glu et spécifiquement pour les sous-types EAAT1-3.

96 K. Shimamoto, Y. Shigeri, Y. Yasuda-Kamatani, B. Lebrun, N. Yumoto, T. Nakajimaa, Bioorg. Med. Chem.

Lett. 2000, 10, 2407-2410 97 P. Garner, J. M. Park, Org. Syn, 1998, 9, 300.


β-substitués

- 55 -

Schéma 3 : Synthèse de L-TBOA par Shimamoto et al96.

Plus récemment, un analogue plus encombré de L-TBOA a été développé par la même

équipe de Shimamoto98. Le TFB-TBOA (Figure 38) est l'inhibiteur le plus puissant des

EAAT1-3. Les concentrations IC50 sont en nanomolaire et sont respectivement de 22, 17 et

300 nM pour EAAT1, EAAT2 et EAAT3, comparées à celles du L-TBOA qui sont

respectivement 33, 6.2 et 15 µM.

98 K. Shimamoto, R. Sakai, K. Takaoka, N. Yumoto, T. Nakajima, S. G. Amara, Y. Shigeri, Mol. Pharmacol. 2004, 65, 1008–1015.


β-substitués

- 56 -

Figure 38 : Structure de TFB-TBOA.

II.2.3 Synthèse des dérivés cycliques des β-hydroxy aspartates :

En 2001, Campiani et ses collaborateurs ont synthétisé de nouveaux dérivés cycliques

des β-hydroxy aspartates, en partant d’un dérivé protégé de l’acide aspartique, pour donner

des structures cycliques oxazoline ou oxazole99 (Schéma 4).

RO2CCO2R

NHO N O

CO2RRO2C

LiHMDS, I2

-78°C

LiOH,THF/ H2OR = CH3

NiO2

R = BnH2, Pd/C

N O

CO2HHO2C

N O

CO2RRO2C

N O

CO2HHO2C

Schéma 4 : Synthèse des dérivés cycliques des β-hydroxy aspartates.

Ces deux composés ont montré une inhibition sélective dans le transport du Glu. Ils

réagissent comme des substrats non-transportables avec le sous type EAAC1 des transporteurs

chez les rongeurs et ils ne possèdent aucune activité sur les récepteurs ionotropiques (KARs,

AMPARs, NMDARs). 99 G. Campiani, M. D. Angelis, S. Armaroli, C. Fattorusso, B. Catalanotti, A. Ramunno, V. Nacci, E. Novellino, C. Grewer, D. Ionescu, T. Rauen, R. Griffiths, C. Sinclair, E. Fumagalli, T. Mennini, J. Med. Chem. 2001, 44, 2507-2510


β-substitués

- 57 -

II.2.4 Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates :

En raison de difficultés importantes pour créer un stéréocentre tertiaire en position β

de l’acide aspartique, peu de travaux ont été réalisés et décrits sur les dérivés β-alkyl-β-

hydroxy aspartates et sur leurs applications. Ce sont les objectifs que nous nous sommes fixés

dans le cadre de ces travaux de thèse.

II.2.4.1 Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Hayashi et al.100, 101:

En 1986, le groupe de Hayashi a synthétisé les premiers dérivés β-alkyl-β-hydroxy

aspartates par une réaction d’aldolisation catalytique d’isocyanoacétate avec des aldéhydes et

des α-cétoesters en présence d’un catalyseur qu’il faut synthétiser (cat*) et l’emploi d’un

métal cher, l’or (Schéma 5). Les cycles oxazolines ont été obtenus sous forme de mélanges de

deux stéréoisomères (Syn/anti) et en différentes proportions de (51/49) à (80/20). Cette

variation dans la stéréosélectivité de la réaction est due à la nature de l’électrophile. Les

dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates sont obtenus après l’hydrolyse des cycles oxazolines en

milieu acide dans le méthanol.

Schéma 5 : Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Hayashi et al.

100 T. Hayashi, Y. Ito, M. Sawamura, J. Am. Chem. Soc. 1986, 108, 6405–6406. 101 T. Hayashi, T. Emura, H. Hamashima, M. Sawamura, Y. Ito, Tetrahedron. Lett. 1989, 30, 4681-4684.


β-substitués

- 58 -

II.2.4.2 Synthèse des dérivés β-méthyl-β-hydroxy aspartates selon Sardina et al.102 :

Sardina et ses collaborateurs ont synthétisé des dérivés β-méthyl-β-hydroxy aspartates

par une hydroxylation régiosélective d’un dérivé protégé de l’acide 3-méthyl aspartique

(Schéma 6). Cette réaction se fait en présence d’un oxydant (MoOPH) et d’une base forte

(KHMDS). La fonction amine de dérivé d’acide aspartique a été protégée par un groupement

9-phénylfluorèn-9-yl (Pf) afin d’empêcher l’arrachement du proton en position α et une

racémisation. La stéréosélectivité de la réaction varie entre (1/1) et (2/1) malgré les différentes

conditions opératoires testées.

Schéma 6 : Synthèse stéréosélective des dérivés β-méthyl-β-hydroxy aspartates selon Sardina

et al.

Des résultats plus intéressants ont été obtenus par l’alkylation de cycle oxazolidine,

préparé à partir d’une condensation de formaldéhyde avec un dérivé protégé de l’acide

aspartique (Schéma 7). Le mélange d’épimères d’oxazolidine (syn et anti) obtenu est traité

avec du KHMDS puis avec un agent alkylant comme l'iodure de méthyle, pour donner le

couple de diastéréoisomères a (S,R) et b (S,S) avec une stéréosélectivité (a/b : 4/1). Ce

résultat peut être expliqué par l’approche de l’électrophile du coté anti du groupement Pf en

favorisant la formation de l’isomère (a).

102 E. Fernandez-Megia, M. M. Paz, F. J. Sardina, J. Org. Chem. 1994, 59, 7643-7652.


β-substitués

- 59 -

Schéma 7 : Synthèse des dérivés cycliques de β-méthyl-β-hydroxy aspartates

selon Sardina et al.102.

II.2.4.3 Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Zhu et al.103 :

Plus récemment, une réaction multi-composants (MCRs) a été développée par Zhu et

ses collaborateurs pour préparer des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates, en faisant réagir

des α-cétoesters β,γ-insaturés avec du diazoacétate, de l’aniline et du triflate de cuivre (II)

(Cu(OTf)2) comme catalyseur (Schéma 8).

Schéma 8 : Synthèse des dérivés β-hydroxy aspartates β-substitués selon Zhu et al.103.

103 Y. Zhu, C. Zhai, L. Yang, W. Hu, Eur. J. Org. Chem. 2011, 1113–1124.


β-substitués

- 60 -

Cette réaction est caractérisée par sa régiospécificité lors de l’addition 1,2 entre l'α-

cétoester β,γ-insaturé et l’ylure d’ammonium, formé in-situ par condensation de l’aniline sur

le diazoacétate (Schéma 9). Les analogues d’aspartates ont été obtenus avec des rendements

élevés (85-94%) et une bonne diastéréosélectivité (anti/syn : de 85/15 à 92/8).

Schéma 9 : Mécanisme de la réaction multi-composants (MCRs) développé par Zhu et al103.

Cette synthèse est très récente et les dérivés d’aspartates obtenus n’ont été ni

déprotégés ni testés pour leurs activité vis-à-vis du transport du Glu dans le SNC ou encore

vis à vis des récepteurs NMDA ou AMPA.

II.3 TRAVAUX du LABORATOIRE :

II.3.1 Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Wehbe et al104:

Dans notre laboratoire, l’équipe du Pr. Rolland a synthétisé des dérivés β-alkyl-β-

hydroxy aspartates via une estérification de l'auxiliaire chiral (1S,2S,5S)-2-hydroxypinan-3-

one par la Z-glycine (Schéma 10). Le bicycle oxazinone ainsi obtenu a été condensé avec

différents α-cétoesters afin d’obtenir la configuration (S) au niveau du carbone en position α

104 J. Wehbe, T. Kassem, V. Rolland, M. Rolland, M. Tabcheh, M-L Roumestant, J. Martinez, Org, Biomol,

Chem. 2003, 1, 1938-1942.


β-substitués

- 61 -

de l’acide aminé. Un couple de diastéréoisomères (S,S) et (S,R) est obtenu dans différentes

proportions, selon la structure de groupement alkyle en β (R=Me, iPr, CH2CH2Ph). Après

séparation des diastéréoisomères par chromatographie, les produits optiquement purs ont été

déprotégés en milieu acide et les dérivés aspartates ainsi obtenus ont été examinés vis-à-vis

des différents sous-types des transporteurs EAATs. L’acide (2S,3R) 2-méthyl-2-hydroxy

aspartique est un inhibiteur sélectif du transport du Glu et n'a aucun effet ni agoniste ni

antagoniste sur les récepteurs AMPA et NMDA du Glu.

Schéma 10 : Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Wehbe et al104.

Dans le but d’augmenter la diversité de ces analogues en modifiant la nature du

groupement alkyl lié au carbone β des dérivés d’acide aspartique, Whebe et al. ont décrit une

deuxième stratégie. Le point de départ est la base de Schiff (Schéma 11), préparée par

condensation du glycinate de tertiobutyle (H-Gly-OtBu) avec la (1R,2R,5R)-2-hydroxypinan-

3-one. En milieu basique hexaméthyldisilazane de potassium (KHMDS), l’énolate de la base

de Schiff et le bromopyruvate d’éthyle donnent le produit β-hydroxylé, sous forme de deux

diastéréoisomères (2S,3S) et (2S,3R) avec rd = 88/12. Après séparation, l’isomère majoritaire

(2S,3S) de la base de Shiff alkylée est ensuite transformé en époxyde par l’action du fluorure

de césium (CsF). Enfin, le clivage de l’auxiliaire chiral en milieu acide citrique conduit à la

formation du composé β-époxy aspartate sous forme d'amine libre avec un rendement

moyen104.


β-substitués

- 62 -

Schéma 11 : Synthèse du composé β-époxy aspartate.

Ce β-époxy aspartate est considéré comme un précurseur clé pour accéder à une

grande variété de dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates par ouverture avec différents

nucléophiles. Wehbe et al. ont réalisé plusieurs tests pour ouvrir cet époxyde, en utilisant des

amines primaires comme nucléophiles (Schéma 12). Seule la benzyle amine (BnNH2) a donné

le résultat escompté mais le produit aminohydroxylé optiquement pur a été obtenu avec un

très faible rendement (Rdt = 7%)105.

Schéma 12 : Ouverture du dérivé protégé de β-époxy aspartate.

Afin d’optimiser cette réaction, Wehbe et al. ont appliqué une deuxième stratégie pour

ouvrir cet époxyde: Après coupure de l’auxiliaire chiral de la base Schiff alkylée en milieu

105 «Analogues du Glutamate et de l’Aspartate : Ligands des récepteurs métabotropiques et inhibiteurs du transport du Glutamate» Thèse Johny Wehbe, octobre 2002.


β-substitués

- 63 -

acide citrique, l'amine libre du dérivé époxydique est à nouveau protégée par un groupement

moins encombrant (Boc) (Schéma 13).

Schéma 13 : Ouverture du dérivé protégé de β-époxy aspartate.

Malheureusement la réaction d’ouverture de l’époxyde avec différentes amines n’a

pas abouti aux produits aminohydroxylés correspondants, seul le composé de départ a été

récupéré105.

Depuis les travaux de Wehbe et al., plusieurs expériences ont été effectuées dans notre

laboratoire sur l’ouverture de dérivé β-époxy aspartate par des nucléophiles.

Malheureusement, aucune tentative n’a fourni le produit aminohydroxylé.

II.3.2 Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Moussa et al.106 :

Récemment, d'autres stratégies ont été mises en point par notre équipe afin d’accéder

aux dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates. Moussa et al. ont développé une synthèse

stéréosélective de ces analogues à partir de l’acide maléique (Schéma14). L’époxydation de

ce dernier, suivie d’une estérification des deux fonctions acides par l’alcool benzylique donne

le diester oxirane dicarboxylate avec un bon rendement.

106 A. Moussa, Cahier laboratoire, A71321, p43.


β-substitués

- 64 -

Cependant l’ouverture de l’époxyde avec des dialkyl cuprates n’a pas eu lieu, sauf

dans le cas où R = n-Bu : le produit alkylé correspondant est obtenu avec un faible rendement

(Rdt = 20%)106.

Schéma 14 : Synthèse des dérivés β-alkyl-β-hydroxy aspartates selon Moussa et al.

A partir des résultats préliminaires de MOUSSA et al, l'ouverture de l’époxyde a été

étudiée de façon plus approfondie en jouant cette fois-ci sur les conditions opératoires de la

réaction (température, la nature de la base et de l’agent alkylant); toutefois le produit alkylé

correspondant a toujours été obtenu avec un faible rendement et uniquement avec R = n-Bu.

Au vu de ces résultats décevants tant en terme de réactivité comme de stéréosélectivité

nous avons envisagé une autre stratégie stéréosélective pour arriver au diester alkylé

précédemment décrit.

Ces nouvelles synthèses font l'objet de mes travaux de thèse qui sont détaillés dans le

chapitre suivant.

- 65 -

Chapitre III

Chapitre III Synthèse de nouveaux dérivés β-substitués β-hydroxy aspartates

- 66 -

III. Synthèse de nouveaux dérivés ββββ-substitués ββββ-hydroxy aspartates :

III.1 Synthèse des dérivés ββββ-aryl ββββ-hydroxy aspartates :

III.1.1 Stratégie de synthèse :

La stratégie globale adoptée pour synthétiser cette nouvelle série de dérivés β-aryl β-

hydroxy aspartates figure dans le schéma 15: cette stratégie en 5 étapes est une des plus

courtes décrites dans la littérature96,102,104 ; le produit de départ est l'acide L-Malique.

Dans la première étape, l’acide malique est protégé sous forme de diester benzylique.

Le diester ainsi obtenu subit une alkylation stéréosélective avec différentes structures d’agent

alkylant (ArCH2Br). La troisième étape est une réaction d’élimination qui donne des oléfines

trisubstituées très encombrées. Ces dernières sont engagées dans une Aminohydroxylation

Asymétrique de Sharpless (AAS). Cette réaction est l’étape clé de la stratégie. Enfin, les

dérivés β-alkyl β-hydroxy aspartates sont obtenus après saponification des deux fonctions

esters et l'hydrolyse du groupement tosyle amené par la réaction d'aminohydroxylation et qui

protège l’amine des produits aminohydroxylés.

Schéma 15 : Stratégie générale de synthèse des nouveaux dérivés β-aryl β-hydroxy aspartates.

Avant de présenter les résultats des différentes étapes de synthèse des dérivés β-aryl

β-hydroxy aspartates, nous allons faire un point bibliographique sur la réaction

d’Aminohydroxylation Asymétrique de Sharpless (AAS).


- 67 -

III.1.2 La réaction d’Aminohydroxylation Asymétrique de Sharpless (AAS) :

III.1.2.1 Description :

Mise au point en 1996 par Sharpless et al.107, la réaction d’Aminohydroxylation

Asymétrique consiste à préparer des 1,2-amino alcools de façon énantiosélective à partir

d’une addition vicinale d’un groupement hydroxyle et d'une amine sur une double liaison

C=C. Cette réaction a couramment été utilisée pour la synthèse de nombreuses molécules

cibles différentes. Une de ces applications est la synthèse de la chaine latérale du paclitaxel

connu sous le nom du Taxol®, drogue anticancéreuse108 (Figure 39).

Figure 39 : Application de la réaction d’AAS sur synthèse de la chaine latérale du

Taxol® 108.

Cette réaction est réalisée en présence de :

- Tétroxyde d’osmium (OsO4), en quantité catalytique amenant la future fonction OH.

L’autre générateur de fonction OH est le trichlorure d’osmium (OsCl3).

- d’un sel N-halosulfonamide, N-halocarbamate ou N-halocarboxamide comme source

d’amine. Nous étudierons ci-dessous les différentes réactivités liées à ces différentes sources

d'amines protégées.

107 G. Li, H.T. Chang, K.B. Sharpless, Angew. Chem., Int. Ed. 1996, 35, 451–454. 108

G. Li, K. B. Sharpless, Acta. Chem. Scand. 1996, 50, 649-651.


- 68 -

- d’un ligand chiral nécessaire pour contrôler l’énantiosélectivité de la réaction

(Schéma 16).

Schéma 16 : Réaction générale d’Aminohydroxylation Asymétrique de Sharpless (AAS).

III.1.2.2 Le choix de la source d’amine dans la réaction d’AAS :

Nous pouvons classer les sources d’amines utilisées dans la réaction d’AAS selon

leurs structures :

a) Les sels N-halosulfonamides :

Parmi les sels N-halosulfonamides, on trouve la chloramine T (TsNClNa) et la

chloramine M (MsNClNa). Ces deux amides sont des sels respectivement du paratoluène

sulfonamide (TsNH2) et du méthanesulfonamide (MsNH2). Plusieurs réactions d’AAS avec

ces deux sources d’amines ont été développées dans la littérature. On peut rapporter les

réactions d’AAS sur le cinnamate de méthyle en présence de chloramine T ou M décrites par

Sharpless et al.107, 109 (Schéma 17).

109

J. Rudolph, P.C. Sennhenn, C.P. Vlaar, K.B. Sharpless, Angew. Chem. Int. Ed. 1996, 35, 2810.


- 69 -

Schéma 17 : Réactions d’AAS avec la chloramine T et M.

La réaction avec la chloramine M a donné un meilleur excès énantiomérique (ee = 95%)

comparé à celui obtenu avec la chloramine T (ee = 81%). Sharpless et al. ont expliqué cette

différence entre l’énantiosélectivité de ces deux réactions par la taille du sel N-

halosulfonamides. Ils ont mentionné que la réaction d’AAS donne de bons excès

énantiomériques lors de l’utilisation d’un sel moins encombré, comme dans le cas de la

chloramine M109.

b) Les sels N-halocarbamates :

En raison de la facilité de déprotection de la fonction amine de dérivés carbamates par

rapport aux sulfonamides obtenus par la chloramine T ou M, les sels N-halocarbamates ont

été utilisés comme une source d’amine dans la réaction d’AAS110. Parmi ses dérivés, le sel N-

halo N-Sodio alkyl carbamate (S) a montré de bonnes énantio et régiosélectivités dans la

réaction d’AAS sur le cinnamate de méthyle (Schéma 18). Par exemple, l’utilisation du N-

chloro N-Sodio benzyl carbamate ou N-chloro N-Sodio éthyl carbamate (S1: R=Bn et S2 :

R=Et) dans la réaction d’AAS donne l’aminoalcool (2R,3S) avec des excès énantiomériques

supérieurs à ceux obtenus avec la chloramine T (respectivement: ee = 97% et 99%)107.

110 G. Li, H. H. Angert, K. B. Sharpless, Angew. Chem., Int. Ed. 1996, 35, 2813–2817.


- 70 -

Schéma 18 : Réactions d’AAS avec le N-chloro N-Sodio alkyl carbamate.

c) Les sels N-halocarboxamates :

Parmi les différentes structures de N-halocarboxamates, le N-bromoacétamide s'est avéré

être une bonne source d’amine utilisée dans la réaction d’AAS. Sharpless et al. ont développé

une réaction d’AAS sur le cinnamate d’isopropyle en présence de N-bromoacétamide comme

source d’amine, dans le but de synthétiser la (2R,3S)-3-phénylisosérine111 (Schéma 19). Cette

molécule est considérée comme un intermédiaire clé dans la synthèse du Taxol®, drogue

anticancéreuse (Figure 39).

Schéma 19 : Synthèse de la (2R,3S)-3-phénylisosérine.

111

M.Bruncko, G. Schligloff, K. B. Sharpless, Angew. Chem., Int. Ed. 1997, 35, 1483–1486.


- 71 -

Dans le même ordre d’idée, Sharpless et al. ont effectué une réaction d’AAS sur le

cinnamate d’isopropyle mais cette fois-ci en utilisant une variété de sels N-

bromocarboxamates comme source d’amine112 (Schéma 20). Les sels N-bromocarboxamates

aliphatiques (R = n-Pr, CH2Cl, Cy) ont donné de bons résultats en terme de rendement,

d’énantio et de régiosélectivité, en comparaison avec les sels N-bromocarboxamates

aromatiques (R = Ph, p-MeOPh) qui sont moins efficaces et qui donnent des résultats faibles

du point du vue du rendement, de l’énantio et de la régiosélectivité.

Ph OiPr

O

Cinnamate d'isopropyle

Ph

NH

OH

O

R O

OiPr

LiOH (1.3 éqts)

tBuOH/H2O (2/3)

K2[OsO2(OH)4] (4.4mol%)

(DHQD)2PHAL (4mol%)

Régioisomère (a)

RCONBrNa (1.4 éqts)

R = Cy, n-Pr, Ph, CH2ClRégioisomère (b)

+

Ph

OH

HN

O

OiPr

O

R

R = n-Pr (Rdt = 94%, ee = 95%, a/b = 21/1)

R = CH2Cl (Rdt = 75%, ee = 95%, a/b = 23/1)

R = Cy (Rdt = 71%, ee = 80%, a/b = 20/1)

R = Ph (Rdt = 38%, ee = 77%, a/b = 2.0/1)

R = p-MeOPh (Rdt = 42%, ee = 43%, a/b = 2.5/1)

(2R,3S) (2R,3S)

Schéma 20 : Réactions d’AAS avec les sels N-bromocarboxamates.

III.1.2.3 Le choix du ligand chiral dans la réaction d’AAS :

De nombreux ligands chiraux utilisés dans la réaction d’AAS ont été décrits. Ces

ligands sont composés généralement d’une partie achirale telle que la phtalazine (PHAL), la

pyridazine (PYD), l’indoline carboxylate (IND) ou l’anthraquinone (AQN) et d’une partie

chirale formée par des Alcaloïdes chiraux extraits des champignons Cinchonidinium tels que

la dihydroquinine (DHQ) ou la dihydroquinidine (DHQD) (Figure 40).

112 Z. P. Demko, M. Bartsch. K. B. Sharpless, Org. Lett. 2000, 2, 2221-2223.


- 72 -

Figure 40 : Des ligands chiraux utilisés dans la réaction d’AAS.

Parmi ses différentes structures de ligands chiraux, Le (DHQD)2 PHAL et le

(DHQ)2PHAL sont les plus décrits dans la littérature107,109, en raison de leur efficacité dans la

réaction d’AAS.

Sharpless et al. ont décrit un modèle mnémotechnique qui permet d'anticiper la nature

du ligand à utiliser dans une réaction d’AAS pour obtenir l’aminoalcool de stéréoisomérie

souhaitée, ce modèle est similaire à celui décrit pour la réaction de dihydroxylation

asymétrique de Sharpless (DAS)113. A titre d’exemple, nous présentons sur le schéma un

modèle mnémotechnique de la réaction d’AAS sur une oléfine disubstituée (Schéma 21).

Les ligands qui possèdent la dihydroquinine (DHQ) comme partie chirale dans leur

structure, tel que (DHQ)2PHAL et (DHQ)2AQN favorisent la formation de l’énantiomère

(R,R) de l’aminoalcool, alors que les ligands composé de dihydroquinidine (DHQD) comme

(DHQD)2PHAL et (DHQD)2AQN privilégient la formation de l’énantiomère (S,S).

113 M. A. Andersson, R. Epple, W. Fokin, K. B. Sharpless, Angew. Chem. Int. Ed. 2002, 41, 472–475.


- 73 -

RO2C

CO2R

NW NE

SESW

RO2C

OH

NHX

CO2R

RO2C

OH

NHX

CO2R

N N

OO

N

H

OMe

N

MeO

HH

NN

Dihydroquinidinyl Phtalazine

(DHQD)2PHAL

N N

OO

N

N

HH

OMe

N

N

MeO

HH

Dihydroquininyl Phtalazine

(DHQ)2PHAL

énantiomère (R,R)

énantiomère (S,S)

Schéma 21 : Modèle mnémotechnique de la réaction d’AAS sur une oléfine disubstituée.

L’utilisation du ligand chiral n’influe pas seulement sur l’énantiosélectivité et la

stéréosélectivité de la réaction d’AAS mais, il joue un rôle très important dans la diminution

de l’obtention du produit dihydroxylé (diol).

III.1.2.4 Mécanisme de l'aminohydroxylation asymétrique114 :

L’aminohydroxylation asymétrique de Sharpless (AAS) s’effectue en trois boucles

catalytiques dépendantes (Schéma 22).

Dans la première boucle, le tétroxyde d’osmium A, coordonné avec le ligand chiral

(L*) va réagir dans un mécanisme de cycloaddition [3+2] avec l’oléfine pour former le

complexe B. Ce dernier est oxydé par le sel XNClNa (avec X = Boc, Ts, Ms, Z,..). Le

complexe C ainsi obtenu est hydrolysé pour donner le complexe trioxoimide d’osmium D et

114 B. B. Lohray, P. S. Thombare, V. Bhushan, PINSA. 2002, 68, 391-416.


- 74 -

une quantité équimolaire de composé dihydroxylé. Le complexe D est alors engagé dans une

seconde boucle via une structure osmiate d'azaglycolate E pour générer l’aminoalcool avec

une bonne énantiosélectivité. D'autre part, le complexe E peut réagir avec l’oléfine dans une

réaction de cyclo addition [3+2] pour former le bisazaglycolate F (3ème boucle). Cependant,

l’hydrolyse de ce dernier donne l’aminoalcool mais avec une faible énantiosélectivité.

Os

L*

N

N O

O

R2

R1O

X

X

R1

R2

Os

L*

N

O O

O

R2

R1

Ts

R1R2

NX

Cl

H2O

R2

R1

HO

NHX

3eme cycle

Formation d'amino alcool

faible enantiosélectivité

Os

L*

O

O O

O

Os

L*

O

O O

O

R2

R1

R1R2

XN

ClOs

L*

O

O O

NX

R2

R1O

H2O

R2

R1

HO

OH

Os

L*O NX

OO

H2O

XNH2

1er cycle

Formation du Diol

Os

L*

N

O O

O

R2

R1

X

R1R2

Os

L*

N

O O

NX

R2

R1O

X

H2O

R2

R1

HO

NHX

2eme cycle

Formation d'amino alcool

bonne enantiosélectivité

XN

Cl

(B)

(C)

(D)

(E)

(A)

(F)

Schéma 22 : Mécanisme réactionnel de l’Aminohydroxylation Asymétrique de Sharpless.

III.1.2.5 Enantiosélectivité de la réaction d’AAS :

Le sens de l'énantiosélectivité dans la réaction d’AAS est prévisible par le modèle

mnémonique de Sharpless mais sa grandeur (ee) dépend fortement de la structure et de la

nature des substituants sur l’oléfine. D’après la littérature, la réaction d’AAS donne

généralement de bons excès énantiomériques avec les oléfines monosubstituées110,115. A titre

d’exemple, la réaction d’AAS sur une oléfine mono substituée, le 2-vinylnaphtalène mène à

l’aminoalcool correspondant avec une grande régiosélectivité (10:1). L’utilisation du ligand

(DHQD)2PHAL favorise la formation de l’énantiomère de configuration (R) avec ee = 99%,

alors que l’utilisation de son analogue, le (DHQ)2PHAL fournit l’énantiomère (S) avec

ee = 99%110 (Schéma 23).

115 P. O’Brien, S. A. Osborne, D. D. Parker, J. Chem. Soc. Perkin. Trans1. 1998, 2519.


- 75 -

Schéma 23 : Réaction d’AAS sur le 2-vinylnaphtalène.

Cependant, deux cas de figure sont observés avec les oléfines disubstituées. Dans le

premier cas de figure, les oléfines de configuration (E) induisent fréquemment une excellente

énantiosélectivité dans la réaction d’AAS. On peut citer la réaction d’aminohydroxylation du

trans-stilbène en présence de (DHQ)2PHAL donnant l’énantiomère (S,S) avec ee = 91%. La

même réaction mais avec (DHQD)2PHAL permet d’obtenir l’énantiomère (R,R) avec ee =

88% (Schéma 24).

Schéma 24 : Réaction d’AAS sur le trans-stilbène110.

En raison d’une énantiosélectivité modérée de la réaction d’AAS sur les oléfines

disubstituées de configuration (Z), peu de travaux ont été réalisés sur ces dérivés. En présence

de (DHQ)2PHAL, l’aminohydroxylation de cyclohexène donne l’aminoalcool (1S,2R) avec

ee = 63%. alors que l’utilisation de son pseudoénantiomére, le (DHQD)2PHAL, favorise la

formation de l’énantiomère (1R,2S) avec ee = 56% (Schéma 25)110.


- 76 -

Schéma 25 : Réaction d’AAS sur le cyclohexène.

En outre, malgré les travaux considérables sur la réaction d’AAS, très peu de progrès

ont été réalisés sur la réaction d’AAS sur les oléfines (1,1)-disubstituées, trisubstituées et

tétrasubstituées116. Ces réactions sont généralement non énantiosélectives et donnent les

aminoalcools correspondants sous forme de mélanges racémiques117,118.

L’aminohydroxylation de dérivés trisubstitués, dérivé de l’indène et son analogue le

dihydronaphtalène (Schéma 26) a fourni les aminoalcools correspondants avec une

régiosélectivité totale. La fonction amine se fixe préférentiellement sur le carbone moins

substitué et le groupement hydroxyle sur le carbone le plus substitué. Cependant, ces deux

réactions ne sont pas énantiosélectives et les aminoalcools sont obtenus sous forme

racémique pour le dérivé de l’indène (ee =0%) et avec un ee<10% pour le dérivé de

dihydronaphthalène119.

Schéma 26 : Réaction d’AAS sur le dérivé de l’indène et le dihydronaphtalène.

116 J. A. Bodkin, M. D. McLeod, J. Chem. Soc. Perkin. Trans. 1. 2002, 2733–2746. 117 A. E. Rubin, K. B. Sharpless, Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1996, 36, 2637-2640. 118 W. Pringle, k. B. Sharpless, Tetrahedron Lett. 1999, 40, 5151-5154. 119 L. Barboni, C. Lambertucci, G. Appendino, D. G. Vander Velde, R. H. Himes, E. Bombardelli, M. M. Wang, J. P. Snyder, J. Med. Chem. 2001, 44, 1576.


- 77 -

III.1.2.6 Régiosélectivité de la réaction d’AAS :

La régiosélectivité est considérée comme un élément très important dans la réaction

d’AAS. Elle est influencée généralement par le type de substitution sur l’oléfine. La

régiosélectivité de la réaction d’AAS sur les oléfines mono et disubstituées dépend

essentiellement de la nature des substituants. Par exemple, l’aminohydroxylation de dérivés

de l’alcool homoallylique (Schéma 27) montre que la fonction amine s’additionne

préférentiellement sur le carbone le moins encombré. L’oléfine monosubstitué (A) donne

majoritairement le régioisomère (I) avec une bonne régiosélectivité (I:II = >20:1). A l’opposé,

la réaction d’AAS sur le dérivé disubstitué (B) a montré une faible régiosélectivité

(I:II = 2.0:1.0)116.

Schéma 27 : Réaction d’AAS sur des dérivés de l’alcool homoallylique.

En revanche, cette constatation n'est pas généralisable; en effet il existe plusieurs

exemples où l’amine se fixe préférentiellement sur le centre le plus encombré, comme dans le

cas des dérivés de styrène110.

Cependant, l’influence du type de substitution sur la régiosélectivité de l’AAS peut

être prédominante avec les oléfines (1,1)-disubstituées et trisubstituées. Un seul régioisomère

serait obtenu lorsque l’amine se fixe spécifiquement sur le carbone moins substitué (moins

encombré) et le groupement hydroxyle sur le centre le plus substitué116-119. Cette illustration

peut être expliquée par l’effet stérique du complexe trioxoimide d’osmium D, formé au cours

de la réaction d’AAS (Figure 41). La double liaison substituée (Os=NX) est plus encombrée

que la non substitué (Os=O) dans le complexe D (Schéma 28), cela favorise l’approche du


- 78 -

centre moins encombré (moins substitué) de l’oléfine vers la liaison (Os=NX) et le centre le

plus encombré (plus substitué) vers la liaison (Os=O).

Figure 41 : Différentes approches d’une oléfine trisubstituée vers le complexe d’osmium.

III.1.3 Résultats des différentes étapes de synthèse des dérivés ββββ-aryl ββββ-hydroxy aspartates :

Comme indiqué dans le schéma 15, nous allons donc décrire les différentes étapes de

cette synthèse dont certaines ont été optimisées et interpréter les résultats obtenus.

III.1.3.1 Réaction d’estérification de l’acide L-malique120 :

La réaction d’estérification de l’acide L-malique en diester benzylique est réalisée

avec de l’alcool benzylique en présence d’une quantité catalytique d'acide paratoluène

sulfonique (APTS) et sous reflux de toluène pendant 24 heures (Schéma 28). Le (S)-2-

hydroxybutane-1,4-dioate de dibenzyle (2) est obtenu avec un rendement de 71% après

purification par chromatographie sur colonne de gel de silice (éluant: Chex/AcOEt: 4/1).

Schéma 28 : Réaction d’estérification de l’acide L-malique.

120 H. C. Ryu, M-K. Jin, S. Y. Kim, H-K Choi, S-U. Kang, D.W. Kang, J. Lee, L. V. Pearce, V. A. Pavlyukovets, M. A. Morgan, R. Tran, A. Toth, D. J. Lundberg, P. M. Blumberg, J. Med. Chem. 2008, 51, 57–67.


- 79 -

III.1.3.2 Réaction d’alkylation du (S)-2-hydroxybutanedioate de dibenzyle 2 :

La condensation du (S)-2-hydroxybutane-1,4-dioate de dibenzyle 2 avec différents

bromures d'aryle à -78°C dans le THF et en présence d'hexaméthyldisilazane de Lithium

LiHMDS comme base et de l'hexaméthylphosphoramide HMPA comme agent inhibiteur de

formation d’agrégats de LiHMDS donne les diesters alkylés (Schéma 29), en position β, après

purification par chromatographie sur colonne de gel de silice (éluant: Chex/AcOEt: 4/1).

Schéma 29 : Réaction d’alkylation de diester de l’acide L-malique.

Le rendement en (2S,3R)-2-benzyl-3-hydroxybutanedioate de dibenzyle 3a est de

54%, rendement moyen mais légèrement supérieur à celui obtenu dans la littérature120. Par

contre, les rendements diminuent avec la nature plus ou moins encombrée des substitutions en

para du bromure de benzyle. Par exemple les composés 3b, 3c et 3d sont obtenus avec

respectivement 48, 46 et 39% de rendement.

Cette réaction d’alkylation est caractérisée par sa stéréospécificité. Un seul

stéréoisomère (2S,3R) a été formé, suite à l’addition de l’électrophile par la face la moins

encombrée de l’énolate (addition anti) (Schéma 30). Cette stéréospécificité a été confirmée

par analyses RMN et prise du pouvoir rotatoire qui correspond à celui décrit dans la

littérature120. A côté des diesters alkylés 3a-d, on retrouve le produit de départ 2 qui après

séparation et purification peut être réutilisé.


- 80 -

Schéma 30 : Mécanisme de la réaction d’alkylation.

III.1.3.3 Réaction de déshydratation des diesters 3a-d :

De nombreuses méthodes de déshydratation existent dans la littérature. Nous avons

essayé dans un premier temps une méthode classique qui consiste à transformer le

groupement hydroxyle du diester (2S,3R)-2-benzyl-3-hydroxybutane-1,4-dioate de dibenzyle

3a en mésylate par l’action du chlorure de mésyle (MsCl) et de la triéthylamine dans DCM à

0°C121. En présence d’un excès de triéthylamine (3éqts), le produit mésylé ainsi formé est

transformé spontanément en oléfine (E)-2-benzylfumarate de dibenzyle 4a (Schéma 31). Ce

dernier est obtenu avec un faible rendement (Rdt = 21%) en raison de la faible conversion de

produit mésylé en oléfine 4a (Conv = 26%).

Schéma 31 : Réaction de déshydratation du diester (2S,3R)-2-benzyl-3-hydroxybutane- 1,4-dioate de dibenzyle 3a

Dans un premier temps, nous avons estimé que la triéthylamine n’était pas assez

basique pour arracher le proton en α de l'ester benzylique. Nous avons voulu activer la

réaction en travaillant avec une base plus puissante telle que la 1,8-Diazabicylo[5.4.0]undec-

7-ène (DBU).

En partant de cette hypothèse, nous avons relancé la réaction de déshydratation sur le

diester 3a. Après la formation du produit mésylé par l’action le chlorure de mésyle (MsCl) et

121 T. Linker, U. Linker, Angew. Chem. Int. Ed. 2000, 39, 902.


- 81 -

la triéthylamine dans DCM à 0°C, le brut réactionnel ainsi obtenu a été placé sous reflux de

toluène et en présence de DBU (Schéma 32).

Avec de la DBU comme base le produit mésylé est quantitativement converti en

oléfine (E)-2-benzylidènebutane-1,4-dioate de dibenzyle 4i, isomère de l’oléfine (E)-2-

benzylfumarate de dibenzyle 4a.

Schéma 32 : Réaction de déshydratation du diester (2R,3S)-2-benzyl-3-hydroxy butan-1,4-dioate de dibenzyle 3a.

La structure de l’isomère 4i a été caractérisée par RMN-1H (dans CDCl3). Le

déplacement chimique de l’hydrogène sur la double liaison conjuguée (C=C) de l’isomère 4i

est 7.88 ppm tandis que celui de l’oléfine 4a est 6.9 ppm.

L’oléfine 4a est ainsi formée lors de la réaction mais subit au cours du temps, une

isomérisation. La base DBU provoquerait cette isomérisation par déprotonation du méthylène

du groupement benzyle de l’oléfine 4a (Schéma 33).

BnO2CCO2Bn

4a (E)

BnO2CCO2Bn

4i (E)

H B

BnO2CCO2Bn

BH+

Schéma 33 : Mécanisme de l’isomérisation de l’oléfine (E)-2-benzylfumarate de

dibenzyle 4a.

Suite à cette constatation d'isomérisation, nous avons cherché d’autres méthodes de

déshydratation qui fonctionnent dans des conditions opératoires plus douces. Donc, nous


- 82 -

avons appliqué les conditions expérimentales de Mitsunobu et al.122 qui consistent à faire

réagir les diesters (3a-d) avec du phtalimide, de la triphénylphosphine (PPh3) et de

l’azodicarboxylate de diisopropyle (DIAD) à température ambiante dans le THF (Schéma 34).

Schéma 34 : Réaction de déshydratation des diesters (3a-d) par la méthode de Mitsunobu et al.

122

La triphénylphosphine et le DIAD sont utilisés pour activer le groupement hydroxyle des

diesters (3a-d), alors que la phtalimide joue le rôle d’une base pour arracher le proton en C2 des

diesters. Le mécanisme est expliqué dans schéma ci-dessous (Schéma 35).

122 M. Wada, T. Sano, O. Mitsunobu, Bull. Chem. Soc. Jpn. 1973, 46, 2833–2835.


- 83 -

CO2Bn

CO2Bn

HO

R

iPrO2CN

NCO2iPr

(DIAD)

PPh3 CO2iPrN

NiPrO2C

PPh33

BnO2CCO2Bn

OH

R

Ph3P

NNiPrO2C

CO2iPr

BnO2CCO2Bn

O

R

Ph3P

NNH

iPrO2CCO2iPr

HN

O

OH

Phtalimide

BnO2CCO2Bn

+iPrO2C

HN

NH

CO2iPr+ HN

O

O

Phtalimidehydrazine-1,2-dicarboxylate de diisopropyle

4

R

PPh3+Triphénylphosphine

Schéma 35 : Mécanisme de la réaction de déshydratation des diesters 3a-d par la méthode de

Mitsunobu et al.122

Les oléfines trisubstituées ont été obtenues sous forme d’un mélange de deux isomères

4 (E) et 4’ (Z). Les valeurs de pourcentage (4/4’) sont comparables. Les oléfines 4a-c de

configuration (E) sont obtenues avec des rendements modérés (36-49%) après purification par

chromatographie sur colonne de gel de silice (éluant: DCM).


- 84 -

Oléfine 4 (Fumarate)

Isomère 4’ (Maléate)

Conv* (4+4’) (%)

Rapport* (4/4’) (%)

Rdt du (4) (%)

89%

77/23

49%

BnO2CCO2Bn

4b

CH3

73%

73/27

42%

71%

78/22

36%

75%

75/25

43%

*Les conversions et les proportions des oléfines 4 et 4’ sont identifiés par RMN-1H.

Tableau 2 : Résultats de synthèse des oléfines trisubstituées.

III.1.3.4 Réaction d’Aminohydroxylation Asymétrique de Sharpless (AAS) sur les oléfines trisubstituées 4a-d :

Comme nous l'avons signalé auparavant, l’avant dernière étape de notre stratégie est

une aminohydroxylation asymétrique de Sharpless (AAS). Dans cette réaction, nous avons

utilisé les conditions opératoires décrites par Sharpless et al.107

123, en faisant réagir le (E) 2-

benzylfumarate de dibenzyle 4a dans un mélange d’ACN/H2O (1/1) et à température

ambiante avec une quantité catalytique (4mol%) de K2[OsO2(OH)4], un excès de chloramine- 107 G. Li, H.T. Chang, K.B. Sharpless, Angew. Chem., Int. Ed. 1996, 35, 451–454.


- 85 -

T (3éqts) comme source d’amine et le ligand chiral (DHQD)2PHAL (5mol%) choisi selon le

schéma mnémotechnique109 afin de former l’énantiomère (2S,3S) de façon privilégiée.

Dans ces conditions, la réaction ne donne pas le produit aminohydroxylé 5a mais le

produit dihydroxylé (2S,3S)-2-benzyl-2,3-dihydroxybutan-1,4-dioate de dibenzyle 6a avec un

rendement de 71% et un excès énantiomérique égal 50% (Schéma 36).

OBn

O

BnO

O

4a

OBn

O

BnO

O

6a (2S,3S)

(Rdt =71%, ee =50%)

OBn

O

BnO

O

5a (2S,3S)

NHTs

OH

OH

OH

Chloramine-T (3éqts)

ACN/H2O (1/1)

TA

K2[OsO2(OH)4] (4mol%)

(DHQD)2PHAL (5mol%)

Schéma 36 : Réaction d’Aminohydroxylation Asymétrique sur le (E) 2-benzylfumarate de

dibenzyle.

Au vu de ce résultat décevant, nous avons modifié les conditions opératoires de la

réaction pour orienter la réaction vers la synthèse du produit aminohydroxylé 5a. Beaucoup

de paramètres ont été étudiés :

- Les proportions de solvants (ACN/H2O).

- La température.

- Les quantités de catalyseur K2[OsO2(OH)4].

- La source d'amine (chloramine-T).


- 86 -

Les résultats des différentes conditions réactionnelles testées sont résumés dans le

tableau suivant :

Entrées T (°C) a ACN/H2O K2[OsO2(OH)4] (mol%)

Chloramine-T (éqts)

Diol 6a %

Amino alcool 5a %

1b TA 1/1 4 3 100% 0%

2 TA 1/1 1 3 - -

3 TA 1/1 10 3 100% 0%

4 TA 3/2 4 3 92% 8%

5 TA 2/1 4 3 92% 8%

6 4 5/2 4 3 90% 10%

7 TA 2/1 4 1.2 88% 12%

8 4 2/1 4 3 65% 35%

9 0 1/1 4 3 60% 40%

10 0 2/1 4 3 45% 55%

a La température les premières 4 heures de la réaction,

b Mode opératoire selon la référence (107).

Tableau 3 : Les différentes conditions réactionnelles testées de l'AAS sur l’oléfine 4a.

D’après les résultats, l’entrée 10 est la plus intéressante lorsque la température est

stabilisée à 0°C pendant 4 heures puis qu'elle remonte à température ambiante. Après 2 jours

de réaction, la formation de produit dihydroxylé 6a est limitée à 55% alors que dans les

conditions de l'entrée 1 décrites par Sharpless107124, l’oléfine de départ 4a est transformée

quantitativement en diol 6a.

Nous avons également constaté que l’utilisation de 1 mol% de catalyseur

K2[OsO2(OH)4] (entrée 2) est insuffisante pour l’avancement de la réaction : en effet seule

l’oléfine de départ 4a a été récupérée. En parallèle l’ajout de 10 mol% de K2[OsO2(OH)4]

dans la réaction (entrée 3) favorise la formation de produit dihydroxylé 6a. Ainsi la quantité

optimale de K2[OsO2(OH)4] pour l'aminohydroxylation de nos fumarates trisubstituées est

4 mol%.

107 G. Li, H.T. Chang, K.B. Sharpless, Angew. Chem., Int. Ed. 1996, 35, 451–454.


- 87 -

Dans un second temps, nous avons voulu connaître l’effet de la modification des

proportions de solvants (ACN/H2O) sur les conversions (Diol/Amino alcool). Nous nous

sommes heurtés à des difficultés de solubilisation de l’oléfine de départ dans le cadre des

proportions classiques décrites dans la littérature (ACN/H2O : 1/1). Pour cette raison nous

avons travaillé avec un excès d’acétonitrile par apport à l’eau (entrée 4, 6, 10).

Afin d'optimiser l'avancement réactionnel et la conversion en produit aminohydroxylé,

nous nous sommes penchés sur le mécanisme de la réaction d’AAS et sur l’origine de la

formation du produit dihydroxylé.

Comme nous l'avons décrit précédemment, la synthèse du produit aminohydroxylé

nécessite le passage par 2 boucles catalytiques. Dans la première boucle, la réaction du

complexe le tétroxyde d’osmium A avec les oléfines 4a-d donne les diols correspondants

6a-d et une quantité équimolaire en complexe azaglycolate B. Ce dernier est engagé dans la

seconde boucle pour former les produits aminohydroxylés 5a-d (Schéma 37).

Schéma 37 : Mécanisme de la réaction d’aminohydroxylation asymétrique sur les oléfines

trisubstituées 4a-d.


- 88 -

L’addition des oléfines trisubstituées 4a-d sur le complexe le tétroxyde d’osmium A

dans la première boucle est plus favorable que leur addition sur le complexe azaglycolate B

dans la deuxième boucle. Cela est une conséquence de l’effet stérique entre le groupement

tosyle fixé sur le complexe B et l’ester benzylique de l’oléfine, qui va empêcher

l’enchainement de la deuxième boucle (Figure 42). Cependant, cet effet n’existe pas lors de

l’approche de l’oléfine vers le complexe A dans la première boucle; la formation du produit

dihydroxylé est favorisé.

Figure 42 : Comparaison entre les approches probables des oléfines 4a-c vers les

complexes d’osmium A et B dans la réaction d’AAS.

A partir de ce mécanisme, nous avons envisagé un mode opératoire spécifique pour

bloquer la première boucle et favoriser la deuxième boucle et ainsi former l’aminoalcool

préférentiellement au produit dihydroxylé. Donc, nous avons partagé la quantité d’oléfine de

départ en deux fractions. 10 mol% de la quantité totale uniquement est mis en réaction au

début du cycle catalytique. Une heure plus tard, nous ajoutons les 90mol% restant.


- 89 -

Avec ce procédé, nous avons pu limiter la formation de diol et accéder aux produits

aminohydroxylés correspondants (tableau 4).

Amino alcool Temps de Réaction

Aminoalcool/Diol (%)*

Rdt (%) ee (%)

2 jours

75/25

75%

22%

6 jours

66/34

53%

20%

9 jours

59/41

37%

23%

-

-

Pas de

réaction

-

*Rapports identifiés par RMN-1H

Tableau 4 : Résultats de synthèse des produits aminohydroxylés.


- 90 -

Les produits 5a-c sont obtenus avec des rendements variables, selon la nature de

l'aryle fixé sur le carbone en position β de l’aminoalcool. Nous avons constaté que les

rendements diminuent progressivement avec l'encombrement stérique des substitutions en

para de l'aryle. L'absence totale de produit aminohydroxylé 5d est dû à des problèmes de

solubilité de l’oléfine (E)-2-(4-tert-butylbenzyl)fumarate de dibenzyle 4d dans le mélange

utilisé (ACN/H2O : 2/1). En augmentant la quantité d'acétonitrile par rapport à l’eau

ACN/H2O : 3/1 ou 5/2 la formation du diol correspondant est favorisée.

La pureté énantiomérique de ces composés aminohydroxylés 5a-c a été vérifiée par

HPLC chirale. Cependant les excès énantiomériques sont faibles de l'ordre de 20 à 23%. Afin

d'enrichir le mélange dans le composé de stéréochimie souhaité, des triturations et des

recristallisations fractionnées ont été réalisées. Le composé aminohydroxylé 5a a ainsi été

obtenu avec un ee = 87% après trois triturations dans un mélange AcOEt/Chex. Comme suite

à toute manipulation d'enrichissement le rendement en produit purifié est faible (Rdt = 20%).

Durant la procédure d’enrichissement du composé 5a, un monocristal a été isolé.

L'analyse de ce cristal par diffraction des rayons X prouve la structure en dimère du racémate

(2S,3S) (2R,3R) de l’aminoalcool 5a qui cristallise donc préférentiellement125. Ce cristal fait

l'objet d'une publication dans la revue Acta Cryst section C du fait du polymorphisme des

cristaux obtenus. La représentation ORTEP (Figure 43) du racémate du composé 5a prouve

cependant la régiosélectivité totale de la réaction d'aminohydroxylation (AAS) et s’accorde

avec celle décrite dans la littérature où le groupement hydroxyle est situé sur le carbone le

plus substitué (carbone en position β) alors que l'amine est liée au carbone le moins substitué

(carbone α).

Les essais de cristallisation réalisés sur l’aminoalcool (5a) enrichi à 94%, n'ont pas

abouti: seules de très fines aiguilles ont été obtenues, rendant impossible une analyse par

diffraction des rayons X sur ce composé.

125 S. Mekki, V. Rolland, S. Bellahouel, A. Van der Lee, M. Rolland, Acta. Crystallogr. Sect. C (2011), 67,

o301–o305.


- 91 -

Figure 43 : Représentation ORTEP du (2S,3S) et (2R,3R) 2-benzyl-2-hydroxy-3-(4-

méthylphénylsulfonamido)butan-1,4-dioate de dibenzyle 5a.

Afin d’améliorer les excès énantiomériques de la réaction d’aminohydroxylation sur

les oléfines trisubstituées et éviter les étapes de trituration, nous avons décidé de modifier

d'autres paramètres comme :

- changer la nature du donneur d'amine afin de changer la nature du groupement

protecteur de l’amine : Acétyl (Ac), Mésyle (Ms), Butyloxycarbonyl (Boc) ou

benzyloxycarbonyl (Z) à la place du groupement tosyle issu de la chloramine T.

- utiliser d’autres ligands chiraux tels que le (DHQD)2AQN ou (DHQD)2PYD.

Comme nous l‘avons signalé précédemment, Sharpless et al.105

126ont rapporté que le

changement du groupement tosyle fixé sur l’amine par un groupement moins encombré tel

que le mésyle Ms pouvait améliorer les excès énantiomériques. L'équipe de Sharpless a

comparé les deux AAS sur le fumarate de diméthyle (Schéma 38). Ils ont prouvé que

l’utilisation de la chloramine-M comme source d’amine dans la réaction d’AAS donne

le N-mésyl aminoalcool avec un très bon excès énantiomérique (ee = 96%), comparé au

résultat obtenu par la chloramine-T où le N-tosyl aminoalcool est récupéré avec un ee = 53%.

109

J. Rudolph, P.C. Sennhenn, C.P. Vlaar, K.B. Sharpless, Angew. Chem. Int. Ed. 1996, 35, 2810.


- 92 -

Schéma 38 : Réaction d’AAS sur le fumarate de diméthyle.

En partant des résultats obtenus par Sharpless et al., nous avons utilisé cette fois-ci la

chloramine-M comme source d’amine (Schéma 39) pour la réaction d'AAS sur les oléfines 4a

et 4b. La chloramine-M doit être fraîchement préparée avant d'entrer en réaction d'AAS.

Schéma 39 : Réaction d’aminohydroxylation avec la chloramine-M sur le composé 4a et 4b.

Un résultat inattendu a été observé lorsque l’oléfine 4a est transformée en diol 6a avec

un rendement de 80% et avec un excès énantiomérique (ee = 50%). Alors que le composé de

départ 4b donne l’aminoalcool 7b avec un très faible rendement (Rdt = 13%) et sous forme

d’un mélange racémique (ee = 0%). De la même manière que précédemment, nous avons

modifié les conditions opératoires (proportion de solvants et quantités de réactifs) pour


- 93 -

orienter la réaction vers le produit aminohydroxylé 7, toutefois, le composé dihydroxylé 6 se

forme très majoritairement.

Après cette constatation, nous avons relancé la réaction d’AAS sur l’oléfine (E) 2-

benzylfumarate de dibenzyle 4a, en employant d’autres sources d’amine telle que ZNClNa,

BocNClNa (Schéma 40).

Schéma 40 : Réaction d’aminohydroxylation avec différentes sources d’amines sur

le (E) 2-benzylbutanedioate de dibenzyle 4a.

Une forte diminution dans les conversions de la réaction d’AAS a été remarquée

lorsque le groupement protecteur tosyle de l’amine est remplacé par un Boc ou un Z. Nous

avons noté respectivement 53% et 63% de conversion pour le Boc et le Z. Cependant, une

augmentation importante dans la formation de diol a été observée. Nous obtenons

respectivement 47 et 74% pour le Boc et le Z, comparée à 25% obtenu avec le groupement

tosyle. Dans le cas où X = Ac, nous n’avons pas pu former l’aminoalcool correspondant, seul

le diol (2S,3S)-2-benzyl-2,3-dihydroxybutan-1,4-dioate de dibenzyle 6a a été détecté.

Après ces tentatives infructueuses d'amélioration des excès énantiomériques de la

réaction d’AAS sur les oléfines trisubstituées, nous nous sommes interrogés quant à l'intérêt

de la présence du ligand.

La réaction d'AAS sur l’alcène 4a optimisée pour l'obtention des N-tosylaminoalcools

5a-c a été menée sans le ligand ((DHQD)2PHAL) (Schéma 41).


- 94 -

OBn

O

BnO

O

4a

OBn

O

BnO

O

OBn

O

BnO

O

NHTs

OH

OH

OH

Chloramine-T (3éqts)

ACN/H2O (2/1)

TA

K2[OsO2(OH)4] (4mol%)

sans ligand (L*)

+

5a (34%) 6a (66%)

Schéma 41 : Réaction d’aminohydroxylation en absence de ligand.

En absence de ligand, la conversion n'est pas totale et le rendement en produit

aminohydroxylé 5a chute de 75% à 34%, (Tableau 5). Le ligand joue un rôle très important

dans la limitation de la formation du diol (2S,3S)-2-benzyl-2,3-dihydroxybutan-1,4-dioate de

dibenzyle 6a (Diol).

De même, une forte augmentation dans la formation de diol 6a a été constatée lorsque

nous avons changé le ligand (DHQD)2PHAL par (DHQD)2AQN. L’aminoalcool 5a a été isolé

avec 12% de rendement et avec un très faible excès énantiomérique (ee =8%).

Conversion (%) Diol/Aminoalcool (%)

Sans ligand 88% 66/34

Avec ligand

L* = (DHQD)2PHAL 100% 25/75

L* = (DHQD)2AQN - 66/12

Tableau 5 : Comparaison des résultats de la réaction d’aminohydroxylation avec ou sans ligand.

Ces résultats sont comparables à ceux décrits dans la littérature. En effet Sharpless et

al.117,118.127, 128ont montré dans deux réactions d’aminohydroxylation que la présence ou l’absence

du ligand n’influent pas sur les excès énantiomériques de ces réactions.

La première réaction est une AAS sur des amides α,β-insaturés, qui mène à deux

régioisomères d’aminoalcools où chacun forme un racémate. La deuxième est une AAS sur

des oléfines de type Baylis-Hillman, et fournit aussi deux mélanges racémiques de produits

aminohydroxylés (anti et syn) (Schéma 42).

117 A. E. Rubin, K. B. Sharpless, Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1996, 36, 2637-2640. 118 W. Pringle, k. B. Sharpless, Tetrahedron Lett. 1999, 40, 5151-5154.


- 95 -

Schéma 42 : Différentes réactions d’aminohydroxylation réalisées par Sharpless et al.

Afin de trouver une interprétation aux faibles excès énantiomériques obtenus dans la

réaction d’AAS, nous nous sommes retournés vers les cycles catalytiques.

Comme nous l’avons signalé antérieurement, en plus des deux boucles catalytiques

qui donnent l’aminoalcool avec un bon ee, la réaction d'AAS peut s’engager dans une

troisième boucle qui donne l’aminoalcool racémique (Schéma 43). Ce racémate diminue

automatiquement l’excès énantiomérique global de la réaction.

Schéma 43 : Mécanisme de la réaction d’AAS sur les oléfines trisubstituées.


- 96 -

Afin de poursuivre notre stratégie et pour obtenir des produits finaux optiquement purs

pour les tests biologiques, les couples d’énantiomères (2S,3S) et (2R,3R) des produits

aminohydroxylés ont été séparés par HPLC chirale semi-préparative. Les étapes de

déprotection permettent enfin d'obtenir les dérivés β-aryl-β-hydroxy aspartates optiquement

purs (Schéma 44). Cette séparation nous a permis par la suite de caractériser correctement

chacun des produits optiquement purs et d’étudier séparément l’activité biologique de chaque

énantiomère protégés ou non vis-à-vis du transport du glutamate dans le SNC. Les activités

biologiques préliminaires sont détaillées dans le dernier chapitre.

Schéma 44 : Séparation des couples d’énantiomères (2S,3S) et (2R,3R) d’aminoalcools par

HPLC chirale semi préparative.

Nous présentons à titre d'exemple, la séparation du couple d’énantiomères 5c (2S,3S)

et 5’c (2R,3R) de l’aminoalcool 5c (R= iPr) par HPLC chirale semi préparative. Cette

séparation a été menée sur une colonne chirale (Chiralpak IB®) comme phase stationnaire et

une phase mobile constituée d’un mélange de trois solvants (chloroforme/hexane/éthanol :

5/4/1). Les chromatogrammes HPLC du produit 5c avant et après la séparation indiquent que

l’énantiomère minoritaire (2R,3R) sort en premier avec tr = 4.42 min, alors que l’énantiomère

majoritaire (2S,3S) paraît à tr = 6.43 min (Figure 44).


- 97 -

Figure 44 : Chromatogrammes HPLC chirale de l’aminoalcool 5c avant et après la séparation

des énantiomères (2S,3S) et (2R,3R).

III.1.3.5 Réaction de déprotection de dérivés aminohydroxylés 5a-c et 5’a-c :

Dans un premier temps, nous avons tenté de faire la déprotection de dérivès

aminohydroxylés, optiquement purs 5a-c (2S,3S) et 5’a-c (2R,3R) en une seule étape.


- 98 -

Nous avons déprotégé les deux esters benzyliques et le groupement tosyle fixé sur l’amine en

introduisant les composés 5a-c (2S,3S) et 5’a-c (2R,3R) dans une solution d'acide

bromhydrique HBr dans l’acide acétique (33%), en présence de phénol comme « scavenger »

des ions bromures (Br-) et sous reflux (Schéma 45) 108129.

Schéma 45 : Réaction de déprotection du composé (2S,3S)-2-benzyl-2-hydroxy-

3-(4-méthylphénylsulfonamido)butan-1,4-dioate de dibenzyle 5a.

L’acide (2S,3S)-3-amino-2-benzyl-2-hydroxybutane-1,4-dioïque 10a a été obtenu avec

un rendement de 42% après purification par HPLC préparative. En parallèle, l’analyse

(LC/MS) du brut réactionnel a montré la formation des produits partiellement déprotégés

(Monoester, Diacide), ainsi que le dérivé N-acétylé, l’acide 3-acetamido-2-benzyl-2-

hydroxybutane-1,4-dioïque comme produit secondaire.

Devant ce résultat, la réaction de déprotection des dérivés aminohydroxylés 5a-c et

5’a-c a été réalisée en deux étapes. Les esters benzyliques ont été saponifiés en diacides puis,

le groupement tosyle fixé sur l’amine a été hydrolysé pour obtenir les dérivés d’acides

aspartiques correspondants.

III.1.3.5.1 Réaction de saponification de dérivés aminohydroxylés 5a-c et 5’a-c :

La réaction de saponification de dérivés aminohydroxylés 5a-c et 5’a-c a été réalisée

dans un système de solvant THF/H2O (2/1), en milieu basique (LiOH.H2O) à température

ambiante et fournit les dérivés N-tosyl aspartates 9a-c et 9’a-c avec des rendements

quantitatifs après plusieurs extractions dans l’AcOEt (Schéma 46).

108

G. Li, K. B. Sharpless, Acta. Chem. Scand. 1996, 50, 649-651.


- 99 -

Schéma 46 : Réaction de saponification de dérivés aminohydroxylés.

Les résultats de la réaction de saponification de dérivés aminohydroxylés 5a-c et

5’a-c sont regroupés dans le tableau suivant :

Diacide Rdt (%) Diacide Rdt (%)

Quantitatif

Quantitatif

93% CO2H

HO2C

NHTs

OH

9'b (2R,3R)

94%

Quantitatif

Quantitatif

Tableau 6 : Résultats de la réaction de saponification de dérivés N-tosyl aminoalcools.

Le seul inconvénient de cette réaction de saponification est le temps de réaction. Les

diacides ont été obtenus après 7 jours. Nous avons souhaité ultérieurement diminuer le temps

de réaction en activant la réaction par chauffage classique ou par micro-onde. Une diminution


- 100 -

du temps de réaction a été observée lorsque la température de la réaction est augmentée à

60°C. Les diacides ont été récupérés entre 7 à 9 heures de réaction.

Tous ces dérivés d'acide aspartiques N-tosylés ont été caractérisés tant pour leur pureté

chimique que pour leur pureté optique. Aucune racémisation n'a été observée lors de l’étape

de saponification. Ces dérivés ont également été testés pour leur activité biologique présumée.

III.1.3.5.2 Réaction de déprotection de dérivés N-tosyl aspartates 9a-c et 9’a-c :

Pour la déprotection des dérivés N-tosyl aspartates de départ 9a-c (2S,3S) et 9’a-c

(2R,3R), nous avons utilisé les mêmes conditions appliquées précédemment. Les N-tosyl

aspartates 9a-c et 9’a-c sont introduits dans une solution d'acide bromhydrique HBr dans

l’acide acétique (33%), en présence de phénol et sous reflux. Afin d’hydrolyser le dérivé N-

acétylé, l’acide 3-acetamido-2-benzyl-2-hydroxybutane-1,4-dioïque, qui se forme

secondairement en présence d'acide acétique nous avons placé les bruts réactionnels ainsi

obtenus sous reflux d’une solution d'HCl (6N) et les dérivés d'acide aspartiques finaux 10a-c

et 10’a-c ont été obtenus sous forme de chlorhydrates après purification par trituration dans

l’éther éthylique (Et2O) et l’acétate d’éthyle (AcOEt) (Schéma 47).

Schéma 47 : Réaction de déprotection de dérivés N-tosyl aspartates.

Comme les dérivés N-tosyl aspartates de départ 9a-c (2S,3S) et 9’a-c (2R,3R) ont été

obtenus en très faible quantité , les diacides (2S,3S) et (2R,3R)-3-amino-2-aryl-2-

hydroxybutane-1,4-dioïque 10 et 10’ ont été récupérés avec des rendements variables. Nous

avons constaté aussi que les conversions de déprotection n’étaient pas totales et le temps de la

réaction varie selon la nature du groupement en para de l’aryle. Par exemple, dans le cas

R = Me ou R = iPr, la réaction de déprotection dure 72 heures, comparé à 21 heures avec

(R = H). Les rendements sont donc plus faibles avec R = Me ou R = iPr (Tableau 7).


- 101 -

Diacide Rdt (%) Diacide Rdt (%)

80%

42%

23%

32%

46%

10%

Tableau 7 : Résultats de la réaction de déprotection de dérivés N-tosyl aspartates.

La pureté énantiomérique des produits finaux a été vérifiée par HPLC chirale en

utilisant des conditions spécifiques pour avoir une bonne séparation entre les énantiomères

(2S,3S) et (2R,3R). L’analyse a été effectuée à basse température (8°C), sur une colonne

chirale de type Crownpak CR (+)® et en présence d’une phase mobile acide (HClO4/

méthanol : 90/10) et la mise au point des conditions optimales a été longue et délicate. Les

dérivés d’aspartates sont obtenus avec une bonne pureté énantiomérique sans aucune

épimérisation. A titre d’exemple, nous présentons dans le schéma suivant deux

chromatogrammes d'HPLC chirale du l’acide 3-amino-2-benzyl-2-hydroxybutane-1,4-dioïque

(R = Bn) (Figure 45). Le premier chromatogramme montre un mélange racémique des

(2R,3R) et (2S,3S)-3-amino-2-benzyl-2-hydroxybutan-1,4-dioïques 10a et 10b, alors que le

deuxième présente un chromatogramme du produit énantiomériquement pur, l’acide (2S,3S)-

3-amino-2-benzyl-2-hydroxybutane-1,4-dioïque 10a.


- 102 -

23.44

26.67

0 5 10 15 20 25 30

Retention Time (min)

23.29

28.49

0 5 10 15 20 25 30

Retention Time (min)

Figure 45 : Chromatogrammes de HPLC chirale du l’acide 3-amino-2-benzyl-2-

hydroxybutane-1,4-dioïque 10a.

Après avoir obtenu la série les dérivés β-aryl β-hydroxy aspartates, nous avons

souhaité par la suite accéder aux structures β-alkyl β-hydroxy aspartates. Donc, dans un

premier temps, nous avons essayé de travailler avec la même stratégie décrite pour les dérivés

d’aspartates arylés120. Malheureusement, nous avons rencontré un problème avec la réaction

d’alkylation du diester de l’acide L-malique 2. Avec des électrophiles de type alkyles (Me, Et,

Pr….), aucun produit d’alkylation n'a été détecté (Schéma 48).

Schéma 48 : Réaction d’alkylation de diester de l’acide L-malique.


- 103 -

Afin de résoudre le problème de la réaction d’alkylation, nous avons donc élaboré

dans notre laboratoire une deuxième stratégie pour obtenir les dérivés β-alkyl β-hydroxy

aspartates en utilisant cette fois-ci le fumarate de diéthyle comme substrat de départ.

III.2 Synthèse des dérivés ββββ-alkyl ββββ-hydroxy aspartates :

III.2.1 Stratégie de synthèse :

Dans cette stratégie, nous avons modifié seulement l’itinéraire de préparation des

oléfines trisubstituées, alors que les réactions d’aminohydroxylation (AAS) et de

déprotections optimisées précédemment ont été conservées et appliquées dans la synthèse des

dérivés β-alkyl β-hydroxy aspartates (Schéma 49).

Dans la première étape, nous avons fonctionnalisé la double liaison (C=C) du fumarate

de diéthyle par une triphénylphosphine130. Le produit ayant un méthylène actif réagit avec

différents électrophiles dans une réaction d’alkylation131. La troisième étape est une

élimination qui donne des oléfines trisubstituées. La quatrième et la cinquième étape sont

respectivement une aminohydroxylation asymétrique (AAS) et une déprotection.

Schéma 49 : Stratégie de synthèse des nouveaux dérivés β-alkyl β-hydroxy aspartates.

130 R. Eyjolfsson, Acta. Chem. Scand. 1970, 24, 3075-3078 131 P. Manning, Jr. Cooke, tetrahedron Lett.1981, 22, 381-384.


- 104 -

III.2.2 Synthèse du 1,2-Bis(éthoxycarbonyl)éthylidènetriphényl-phosphorane 11 130:

La condensation du fumarate de diéthyle avec le bromhydrate de triphénylphosphine

(PPh3.HBr) donne le 1,2-Bis(éthoxycarbonyl)éthylidènetriphényl-phosphorane 11 avec un

rendement de 88% après traitement de la réaction par une solution de soude NaOH (2N) et

une recristallisation dans le cyclohexane (Schéma 50).

Schéma 50 : Synthèse du produit 11.

III.2.3 Réaction d’alkylation du 1,2-Bis(éthoxycarbonyl)éthylidènetriphényl phosphorane 11 131 :

La réaction d’alkylation du composé 11 par différents bromures d’alkyles se fait dans

le THF et en présence d’un excès de diisopropylamidure de Lithium LDA (2éqts) à -78°C

(Schéma 51). Les produits alkylés 12a-e n’ont été pas isolés car ils se dégradent au cours de la

purification. Donc, nous avons continué la synthèse (réaction d’élimination) avec les bruts

réactionnels des produits 12a-e.

Schéma 51 : Réaction d’alkylation du produit 11.


- 105 -

III.2.4 Réaction d’élimination sur les composés 12a-e :

Les composés 12a-e par l’action d’une quantité catalytique d’acide benzylique et un

reflux de toluène donnent des oléfines trisubstituées, sous forme d’un mélange de deux

isomères 13 (E) et 13’ (Z). Le pourcentage (13/13’) a été identifié par RMN-1H et il varie

selon la nature de la chaine alkyle en position α de l’oléfine.

Schéma 52 : Réaction d’élimination sur les composés 12a-e.

La formation du dérivé maléate 13’ de configuration (Z) peut être expliquée par

l'isomérisation de la double liaison (C=C) du dérivé fumarate 13 de configuration (E) à

température élevée (reflux de toluène). Nous avons observé que plus le groupement alkyle est

encombrant plus la présence de maléate dans le mélange est importante. La séparation des

deux isomères Z et E a été effectuée par chromatographie sur gel de silice (éluant :

Chex/DCM : 1/1).

Le mécanisme réactionnel est schématisé ci-dessous:

EtO2CCO2Et

R

12

PPh3

H

Ph OH

O

(Acide benzoique)

EtO2CCO2Et

R

PPh3

H

O Ph

O

EtO2CCO2Et

R

-PPh3

-PhCOOH

CO2Et

R

13' (Z)13 (E)

CO2Et

Schéma 53 : Mécanisme de la réaction d’élimination sur les composés 12a-e.

Les résultats de réaction d’élimination sur les composés 12a-e sont regroupés dans le tableau

suivant :


- 106 -

Oléfine 13 (E) Oléfine 13’ (Z) Rapport (E/Z) (%)* Rdt du (E) (%)**

88/12

47%

66/34

30%

66/34

33%

25/75

25%

EtO2CCO2Et

13e

CO2Et

13'eCO2Et

68/32

31%

*Rapport (E/Z) identifié par RMN-1H du brut réactionnel.

**Rendement de (03) étapes.

Tableau 8 : Résultats de la réaction d’élimination sur les composés 12a-e.

III.2.5 Réaction d’aminohydroxylation asymétrique (AAS) sur les oléfines 13a-f :

Dans un premier temps, nous avons appliqué le même mode opératoire utilisé dans la

synthèse des aminoalcools 5a-d décrite précédemment pour les dérivés β-aryl β-hydroxy

aspartates. Toutefois, la réaction ne donne pas le (2S,3S)-2-hydroxy-2-methyl-3-(4-

méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioate de diéthyle 14a mais le diol (2S,3S)-2,3-

dihydroxy-2-méthylbutane-1,4-dioate de diéthyle 15a. Ce dernier n’a pas pu être quantifié à

cause de l’excès de tosylamine TsNH2, issu de la chloramine T qui est co-élué avec le diol


- 107 -

lors de la purification par chromatographie sur gel de silice (éluant : Chex/AcOEt = 4/1)

(Schéma 54).

Schéma 54 : Réaction d’AAS sur le (E)-2-méthylfumarate de diéthyle 13a.

De la même manière que précédemment, nous avons modifié les conditions

opératoires de la réaction telle que le rapport (ACN/H2O) et la concentration de l’oléfine de

départ dans le solvant (ACN/H2O). Une forte diminution de la formation des produits

dihydroxylés 15a-f a été observée lorsque nous avons travaillé à une concentration d’oléfine

de 0,2 M dans le mélange de solvant ACN/H2O (1/1), au lieu de 0.07M dans le mélange

ACN/H2O (2/1) appliquées pour la synthèse des composés aminohydroxylés 5a-d. Avec ce

changement, nous avons pu récupérer les produits aminohydroxylés 14a-f avec des

rendements moyens après purification par HPLC préparative avec un gradient linéaire

d'acétonitrile dans l'eau contenant 0.1% de TFA.

Les conditions opératoire de la réaction AAS sur les dérivés fumarates ont été

appliquées sur les dérivés maléates 13’a et 13’c (R = Me et R = iPr). Dans ces deux réactions,

les conversions ont été très faibles et les produits aminohydroxylés 14’a et 14’c ont été

détectés à l'état de traces (Schéma 55).

Schéma 55 : Réaction d’AAS sur les dérivés maléates 13’a et 13’c.


- 108 -

Les résultats de la réaction d’AAS sur les oléfines 13a-f sont classés dans le tableau suivant :

Aminoalcool 14 Diol 15 Conv % (14/15)* Rdt % (14) ee % de (14)

63/37

46%

28%

79/21

66%

26%

67/33

62%

28%

EtO2CCO2Et

14d

OH

NHTs

57/43

41%

10%

72/28

59%

28%

75/25

65%

30%

*Rapport (Aminoalcool/Diol) identifié par RMN-1H du brut réactionnel.

Tableau 9 : Résultats de Réaction d’AAS sur les oléfines 13a-f.


- 109 -

La pureté énantiomérique de ces composés aminohydroxylés 14a-f a été vérifiée par

HPLC chirale en utilisant une colonne chirale CHIRACEL-ODH® comme phase stationnaire

et une phase mobile constituée d’un mélange de deux solvants (hexane/Isopropanol: 9/1).

Malheureusement de faibles excès énantiomériques ont été observés (10-30%).

La structure de ces aminoalcools 14a-f a été confirmée par RMN-1H et par diffraction

des rayons X. La représentation ORTEP (Figure 46) d’un monocristal de l’aminoalcool 14b

(R= Et) montre à nouveau la structure en dimère du racémate (2S,3S) et (2R,3R) de

l’aminoalcool. Le groupement hydroxyle est situé sur le carbone le plus substitué de l’oléfine

(carbone en position β) alors que l'amine est liée au carbone moins substitué (carbone α)132

.

Ce résultat prouve la régiosélectivité totale de la réaction d'AAS sur les oléfines trisubstituées

14a-f et s’accorde avec celles décrite dans la littérature116133.

Figure 46 : Représentation ORTEP du (2S,3S) et (2R,3R)-2-hydroxy-2-éthyl-3-

(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioate de diéthyle 14b et 14’b.

De la même manière que pour les N-tosyl aminoalcools 5a-c, décrits précédemment,

nous avons essayé d’améliorer les excès énantiomériques des aminoalcools 14a-f, en

changeant la nature du groupement protecteur de l’amine (tosyle) par d’autres groupements

tels que Ms, Boc ou Z (Schéma 56).

132 S. Mekki, V. Rolland, A. van der Lee, M. Rolland, Acta Cryst, 2011, E67, o2181–o2182. 116

J. A. Bodkin, M. D. McLeod, J. Chem. Soc. Perkin. Trans. 1. 2002, 2733–2746.


- 110 -

Schéma 56 : Réaction d’AAS sur les oléfines 13a et 13f avec différentes sources d’amine.

Les conversions dans la réaction d’AAS restent totales sauf dans le cas de

où R = CH3 et X = Z pour lequel nous avons noté une diminution dans la conversion (69%)

(Tableau 10).

Lors du changement du groupement protecteur de l’amine (tosyle) par un mésyle, nous

avons obtenu un très bon excès énantiomérique dans la réaction d’AAS sur l’oléfine

disubstituée (fumarate de diéthyle 13f) (ee = 96%) comparé aux 30% obtenu avec le

groupement tosyle.

Une légère augmentation de l'excès énantiomérique a été observée pour l’oléfine trisubstituée

13a : ee = 44% par rapport à 28% détecté dans le cas du tosyle. Avec les autres oléfines

trisubstituées (R = Et, n-Pr, iPr, n-Bu), la réaction d’AAS avec la chloramine-M n’est pas

totale; nous avons également observé une conversion importante en diol 15. Nous n’avons

donc pas pu isoler les produits aminohydroxylés correspondants.

La réaction AAS avec les autres sources d’amine (BocNClNa et ZNClNa) n’a donné

aucun changement dans les valeurs d'ee de la réaction ; par contre, la formation majoritaire du

produit dihydroxylé 15 a été observée.

Après tous les essais effectués avec les différentes sources d’amine, nous avons

confirmé que le tosyle est le groupement optimal pour la réaction AAS sur oléfines

trisubstituées 13a-f: il limite la formation de diol 15 mais la contrepartie est la faible

énantiosélectivité.


- 111 -

R = H R = CH3

X

Conv (%)

D/AA (%)

Rdt (%) AA

ee (%) AA

Conv (%)

D/AA (%)

Rdt (%)AA

ee (%) AA

Ts 100% 25/75 75% 30% 100% 37/63 46% 28%

Ms 100% 38/62 30% 96% 100% 45/55 38% 44%

Boc 100% 48/52 - - 100% 55/45 - -

Z 100% 30/70 53% 50% 69% 43/57 - -

AA : Aminoalcool, D : Diol.

Tableau 10 : Résultats de l’AAS sur les oléfines 13a et 13f avec différentes sources d’amine.

Devant la faible énantiosélectivité et pareillement aux N-tosyl aminoalcools 5a-c, les

couples d’énantiomères (2S,3S) et (2R,3R) des produits aminohydroxylés 14a-f ont été

séparés par HPLC chirale semi-préparative (Schéma 57) avec l’aide du Dr. Nicolas

Vanthuyne du laboratoire Chirosciences « Université Paul Cézanne-Marseille ».

En raison de la très faible quantité obtenue et le faible excès énantiomérique de la

réaction AAS sur l’oléfine 13d (R=iPr), l’aminoalcool 2-hydroxy-2-isopropyl-3-(4-

méthylphénylsulfonamido) butane-1,4-dioate de diéthyle 14d n’a pas pu être séparé par

HPLC chirale semi-préparative et ne figure donc pas dans le Schéma 57. La synthèse de ce

dérivé isopropylique doit être recommencée afin d'obtenir les quantités adéquates pour la

caractérisation et les tests biologiques.

Schéma 57 : Séparation des énantiomères (2S,3S) et (2R,3R) des produits 14a-f par HPLC

chirale semi-préparative.


- 112 -

Nous présentons sur les chromatogrammes d’HPLC chirale semi préparative

(Figure 47) le couple d’énantiomères (2R,3R) et (2S,3S) du produit aminohydroxylé 14b

(R=Et). Leur séparation a été réalisée avec une colonne chirale (Chiralpak IC®) comme phase

stationnaire et en présence d’une phase mobile constituée d’un mélange hexane/éthanol

(90/10).

CO2EtEtO2C

NHTs

OH

14'b

(2R,3R)

CO2EtEtO2C

NHTs

OH

14b

(2S,3S)

CO2EtEtO2C

NHTs

OH

14'b

(2R,3R)

CO2EtEtO2C

NHTs

OH

14b

(2S,3S)

Figure 47 : Chromatogrammes HPLC chirale de l’aminoalcool 14b avant et après la

séparation des énantiomères (2S,3S) et (2R,3R).


- 113 -

III.2.6 Réaction de déprotection des dérivés aminohydroxylés 14a-f et 14’a-f :

Comme pour les hydroxysulfonamides arylés, nous avons réalisé la déprotection des

dérivés 14a-f et 14’a-f en deux étapes. Dans la première, nous avons saponifié les deux esters

éthyliques pour former des diacides, alors que la deuxième consiste à hydrolyser le

groupement tosyle fixé sur l’amine.

III.2.6.1 Réaction de saponification des dérivés aminohydroxylés 14a-f et 14’a-f :

L’introduction de dérivés aminohydroxylés 14a-f et 14’a-f dans une solution aqueuse

de LiOH et à température ambiante donnent respectivement les dérivés N-tosyl aspartates

19a-f et 19’a-f avec des rendements quantitatifs après une extraction (H2O/AcOEt).

Schéma 58 : Réaction de saponification de dérivés aminohydroxylés 14a-f et 14’a-f.

Les résultats de saponification des dérivés aminohydroxylés 14a-f et 14’a-f sont regroupés

dans le tableau suivant :

Diacides Rdt(%) Diacides Rdt(%)

Quant

Quant

97%

97%


- 114 -

Diacides Rdt(%) Dcides Rdt(%)

90%

Quant

Quant

97%

89% HO2CCO2H

H

19'f

OH

NHTs

Quant

Tableau 11 : Résultats de la saponification des dérivés aminohydroxylés.

III.2.6.2 Réaction de déprotection des dérivés N-tosyl aspartates 19a-f et 19’a-f :

La déprotection du groupement tosyle des dérivés N-tosyl aspartates 19a-c et 19’a-c

est réalisée sous reflux d’une solution de HBr dans l’acide acétique (33%) et en présence d’un

excès de phénol (3.1 éqts). Les bruts réactionnels obtenus après plusieurs extractions

(AcOEt/H2O) sont mis sous reflux d’une solution HCl (6N) pendant 3h30min. Les dérivés

d’aspartates 20a-f et 20’a-f sont obtenus sous forme de chlorhydrates après purification par

trituration dans l’éther éthylique (Et2O) et l’acétate d’éthyle (AcOEt) (Schéma 59).

Schéma 59 : Réaction de déprotection des dérivés d’acide N-tosyl aspartiques.


- 115 -

Les acides (2S,3S) et (2R,3R)-3-amino-2-hydroxy-2-méthylbutane-1,4-dioïque 20 et

20’ ont été récupérés avec des rendements supérieurs à ceux obtenus pour les dérivés β-aryl

β-hydroxy aspartates 10 (2S,3S) et 10’ (2R,3R).

Diacides Rdt(%) Diacides Rdt(%)

73%

77%

73%

93%

72%

63%

31%

38%

HO2CCO2H

H

20f

OH

NH2

61% HO2C

CO2H

H

20'f

OH

NH2

52%

Tableau 12 : Résultats de la réaction de déprotection des dérivés d’acides

N-tosyl aspartiques.


- 116 -

III.3 Conclusion :

Dans ce chapitre, nous avons développé deux stratégies stéréosélectives pour

synthétiser deux séries de dérivés β-hydroxyaspartates substitués par des groupements aryles

et alkyles en position β. Ces composés ont été caractérisés précisément par RMN-1H, RMN-13C et HRMS. Leur pureté énantiomérique a été vérifiée par HPLC chirale.

Ces travaux de synthèse et leur optimisation ont permis de dégager plusieurs informations

importantes :

- Ces deux stratégies de synthèse sont désignées parmi les plus courtes décrites dans la

littérature et donnent les dérivés β-hydroxyaspartates β−substitués avec une grande

diversité dans leurs structures.

- La réaction d’Aminohydroxylation Stéréosélective sur les oléfines trisubstitués reste

l’étape déterminante dans la synthèse.

- De grands progrès ont été réalisés sur cette réaction pour limiter la formation des diols

et donner les aminoalcools protégés avec des rendements acceptables.

- Les aminoalcools protégés ont été récupérés avec de faibles excès énantiomériques

malgré les nombreuses modifications effectuées sur les conditions opératoires de

l’AAS. Des séparations par HPLC chirale semi préparative nous ont permis d’obtenir

les dérivés d’aminoalcools protégés optiquement purs.

- Une régiosélectivité totale de la réaction d’AAS a été observée et confirmée par des

analyses RX des aminoalcools protégés quand les cristaux étaient accessibles.

- La réaction de déprotection du groupement tosyle des acides N-tosyl aspartiques

donne les dérivés β-hydroxyaspartates β−alkylés avec de bons rendements.

Cependant, les dérivés β-hydroxyaspartates β−arylés ont été obtenus avec des

rendements faibles, la réaction de déprotection reste à être optimisée. Les quantités

obtenues sont cependant suffisantes pour la caractérisation chimique et optique et

également pour les tests biologiques dont nous allons parler dans le chapitre suivant.

- 117 -

Tests Biologiques

Tests biologiques

- 118 -

1. Introduction :

Les tests biologiques sur les dérivés d’aspartates synthétisés ont été réalisés au sein du

laboratoire de plasticité cérébrale du Pr. Michel Vignes, "équipe Stress Oxydant et

Neuroprotection».

Nous rappelons brièvement le but de la synthèse de ces dérivés d'acides aspartiques :

Dans notre projet, nous nous sommes engagés dans l’élaboration de dérivés d'acides

aspartiques qui sont employés comme outils pharmacologiques pour étudier les rôles

physiologiques des transporteurs du Glu dans le SNC et d’évaluer leur sélectivité.

Parmi ses analogues, les dérivés β-substitués de l’acide aspartique sont décrits comme

étant des inhibiteurs efficaces de ces transporteurs : le plus efficace jusqu’à ce jour décrit est

le (DL)-thréo-benzyloxyaspartate (DL)-TBOA. Deux nouvelles séries de dérivés β-

hydroxyaspartates β-alkylés ou arylés optiquement purs ont été préparées (Figure 47).

Figure 47 : Les dérivés β-substitués de l’acide aspartique.

Les composés qui serviront de référence pour les tests développés ci-dessous seront les

inhibiteurs connus du transport du glutamate, le t-PDC (L-trans-pyrrolidine-2,4-

dicaboxylate), inhibiteur transportable134 et le (D,L) TBOA (DL-thréo-β-benzyloxy aspartate)

134 R. Griffiths, J. Dunlop, A. Gorman, A. Senior, A. Grieve, Biochem. Pharm. 1994, 47, 267-274.

Tests biologiques

- 119 -

qui est non transportable76135. Le (D,L) TBOA bloque le transport du glutamate et ainsi le seuil

excitotoxique intersynaptique est atteint et engendre la mort cellulaire. Le NMDA encore

appelé sur les courbes le D-APV reverse totalement cette toxicité et évite la mort cellulaire.

Les différents composés synthétisés seront donc comparés dans le cadre des expériences

menées ci-dessous sur des cultures de neurones d’hippocampe de rat. Comme tout tests

biologiques menés sur cellules vivantes, l’équipe de Janique Guiramand a rencontré quelques

difficultés pour les cultures de cellules en terme de durée de viabilité et de reproductibilité.

Les résulats présentés ci-dessous sont les plus représentatifs des nombreuses analyses

effectuées.

Dans un premier temps, les dérivés d’aspartates ont été testés pour leur cytotoxicité

envers les cellules nerveuses. Cette cytotoxicité a été mesurée à l’aide d’un test

colorimétrique MTT (bromure de 3-(4,5-diméthylthiazol-2-yl)-2,5-diphényl-tétrazolium), qui

est considéré comme une méthode rapide de numération des cellules vivantes après traitement

avec les analogues d’aspartates92135136.

Mais tout d’abord, des cultures primaires de neurones d’hippocampe de rat ont été

préparées pour ces tests.

2. Préparation de culture primaire de neurones d’hippocampe de rat :

Les cultures sont réalisées selon une méthode adaptée des travaux de Weiss (Weiss, Pin

et al. 1986). Les hippocampes sont prélevés sur des fœtus de rats Sprague-Dawley (centre

d'élevage Depré) à 18 jours embryonnaires. Le prélèvement des cerveaux et la dissection des

hippocampes s'effectuent dans des conditions stériles, sous hotte à flux laminaire. Les

hippocampes sont disséqués, après avoir préalablement ôté les méninges des hémisphères

cérébraux. Tout d'abord, les hippocampes sont incubés pendant 12 minutes dans le Versène

(chélateur de Ca2+ induisant une diminution des interactions cellulaires) (Invitrogen). Puis,

après deux rinçages dans du tampon phosphate salin spécial (PBS spécial : PBS 1X modifié

par Gibco sans Ca2+ ni Mg2+ supplémenté avec 100 U/mL de pénicilline, 100 µg/mL de

streptomycine et 33 mM de glucose), les cellules sont dissociées mécaniquement, à l'aide de

pipettes de verre rétrécies et rodées à la flamme ; la dissociation est réalisée dans le milieu de

culture défini : DMEM-F12 (4,5 g/L de glucose et avec HEPES) supplémenté avec 33 mM de


Pharmacol. 1998, 53, 195–201. 92 J. Guiramand, A. Martin, M-C de Jesus Ferreira, C. Cohen-Solal, M. Vignes, M. Récasens, J. Neurosci. Res.

2005, 81, 199-207.

Tests biologiques

- 120 -

glucose, 100 U/mL de pénicilline, 100 µg/mL de streptomycine, 2 mM de glutamine, 13 mM

de NaHCO3, 87 nM d'insuline, 50 µg/mL de transferrine, 20 nM de progestérone, 1 pM de

β-oestradiol, 3 nM de 3,5,3'-triiodothyronine, 100 µM de putrescine et 46 nM de séléniate de

sodium. La suspension cellulaire est centrifugée à 400 g pendant 4 minutes, puis resuspendue

dans le milieu de culture. La densité des cellules vivantes est ensuite déterminée par comptage

sur une cellule de Thoma d'une aliquote de la suspension, en présence de bleu trypan, un

colorant des cellules mortes. Avant l'ensemencement, les puits de cultures ont été

préalablement traités pendant au moins deux heures avec de la poly-L-lysine (Sigma)

(7,5 µg/mL), puis après élimination de la poly-L-lysine, rincés une fois avec 0,5 mL de PBS

spécial et puis incubés pendant 2 h supplémentaires avec du DMEM-F12 contenant 10 % de

sérum de veau foetal (SVF) (Invitrogen). Après aspiration du milieu précédent, le milieu

defini est alors ajouté dans les puits et les cellules y sont ensemencées. Pour les mesures de

survie cellulaire, l'ensemencement s'effectue dans des puits de 2 cm2 (NUNC) à raison de

5.105 cellules/puits dans 0,5 mL de milieu. Les cultures sont maintenues dans un incubateur à

37°C, dans une atmosphère contenant 5 % de CO2, sans aucun changement du milieu de

culture jusqu'au jour de la manipulation.

3. Traitements des cultures primaires de neurones d’hippocampe de rat avec les dérivés

d’aspartates synthétisés :

Les traitements des neurones d’hippocampe de rat sont effectués après en moyenne

deux semaines de cultures. Les différentes molécules de dérivés d’aspartates sont ajoutées

directement dans le milieu de culture sous forme de solutions concentrées 100 fois lorsque ce

sont des solutions aqueuses, ou au moins 200 fois lorsque le solvant est le DMSO ; on peut

noter qu'à des concentrations inférieures à 0,5 % le DMSO n'affecte pas la survie neuronale

dans les cultures hippocampiques. Les neurones sont incubés pendant 24 h avec les

molécules.

4. Dosage de la survie cellulaire grâce au MTT :

Afin de mesurer les effets des différentes molécules synthétisées sur la survie des

neurones, une méthode MTT (bromure de 3-(4,5-diméthylthiazol-2-yl)-2,5-diphényl-

tétrazolium) (Sigma) permet de quantifier l'activité respiratoire mitochondriale. En effet, le

MTT pénètre dans les cellules vivantes, et en particulier, dans les mitochondries où il est

transformé en sel de formazan d’une couleur violette par l’action des déshydrogénases (DH)

au niveau des mitochondries (Figure 48).

Tests biologiques

- 121 -

Figure 48 : A) Réaction de transformation de MTT en formazan. B) Représentation

schématique de la transformation du MTT en formazan par l’action des deshydrogènases

(DH) au niveau des mitochondries.

Pour la mesure de toxicité, chaque puit est rincé à l'aide de 500 µL de tampon Krebs

(124 mM de NaCl, 3 mM de KCl, 26 mM de NaHCO3, 1,25 mM de NaH2PO4, 1 mM de

MgSO4, 2 mM de CaCl2, 10 mM de D-glucose et 10 mM d'HEPES), puis 50 µL de MTT à

2,5 mg/mL sont ajoutés. Les boîtes sont alors remises à l'incubateur pendant 20 à 30 minutes.

La solution de MTT est ensuite aspirée et remplacée par 200 µL de DMSO, ce qui provoque

la lyse des cellules et la solubilisation des cristaux de formazan. La densité optique (DO) est

alors lue après dilution des échantillons, si nécessaire. Les résultats sont exprimés en

pourcentage par rapport à une base correspondant à la valeur de DO obtenue dans des puits

contrôles n'ayant subi aucun traitement. Pour toutes les expériences de MTT, les résultats sont

exprimés de la façon suivante : moyenne ± écart standard à la moyenne, chaque condition est

effectuée en triplicat.

Tests biologiques

- 122 -

5. Résultats des tests MTT :

Les tests MTT ont été réalisés sur des cultures hippocampiques, traitées par des

analogues d’aspartates protégés afin de mesurer la toxicité de ses composés.

Nous présentons sur le schéma des résultats des tests MTT sur le dérivé (2S,3S)-2-

hydroxy-2-benzyl-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioate de dibenzyle (5a) et sur

son énantiomère 5’a (2R,3R) avec différentes concentrations (100, 250, 500 µM).

Nous avons constaté que les composés 5a et 5’a ont presque le même effet sur les

cultures hippocampiques. Le taux de transformation du MTT en Formazan est important

lorsque les cellules sont traitées avec une faible concentration (100µM) du composé 5a ou

5’a. Cependant, cette transformation diminue progressivement avec l’augmentation de

concentration (500 µM) de ces composés. Ce résultat signifie que la cytotoxicité des dérivés

d’aspartates protégés 5a et 5’a sur cultures hippocampiques est très importante à des

concentrations élevées de ces dérivés (Figure 49) et ce sont donc de bons bloqueurs du

transport du Glu.

Ces résultats sont comparables avec ceux obtenus avec le DL-TBOA. Le traitement

des cellules hippocampiques avec une dose de 500 µM en DL-TBOA apporte une cytotoxicité

à ces cellules et diminue leur viabilité. Cela peut être expliqué par les effets inhibiteurs

appliqués par ce composé sur les transporteurs du Glu (EAATs) localisés dans les synapses

des cellules hippocampiques, en induisant un seuil excitotoxique en Glu qui conduit à la mort

des cellules.

Cette constatation a été confirmée par un test MTT réalisé sur des neurones

hippocampiques traité avec un mélange constitué du DL-TBOA et du D-APV (N-Méthyl D-

aspartate). En comparaison au Glu, le D-APV est un ligand typique pour les récepteurs

NMDA (NMDARs). Il ne possède aucune affinité d’inhibiteur vers les transporteurs du Glu et

ne présente aucune cytotoxicité envers les cellules nerveuses. Ainsi l’activité inhibitrice des

composés 5a (SM83(-))(2S,3S) et 5’a (SM83(+))(3R,3R) est renversée en présence de D-APV

qui active donc les NMDRs. Nous avons donc à faire à des inhibiteurs de transport sélectifs.

Tests biologiques

- 123 -

Figure 49 : Tests MTT sur les dérivés d’aspartates 5a et 5’a.

Les dérivés d’aspartates totalement déprotégés 10a (SM194) et 10’a (SM198) ont

aussi été examinés pour leur cytotoxicité (Figure 50). Une transformation quantitative de

MTT en Formazan a été observée. Cette totalité dans la conversion ne varie pas en fonction de

la concentration en dérivés testés (100, 250, 500 µM). Ce résultat indique que les composés

10a et 10’a ne possèdent aucune cytotoxicité envers les cellules hippocampiques et ne sont

donc pas de bons candidats. Ils seront cependant testés ultérieurement quant à leur activité

potentielle agoniste sur les NMDRs à l’image du NMDA.

Tests biologiques

- 124 -

Figure 50 : Tests MTT sur les dérivés d’aspartates 10a et 10’a.

Il s’est également avéré, par le biais du même test, que tous les autres dérivés d’acide

N-tosyl aspartiques des deux séries synthétisées, alkylés et arylés mais avec des substitutions

sur l’aryl (Figure 51), avec différentes concentrations (100, 250, 500 µM) ont montré que les

cellules hippocampiques restent indemnes et que ces dérivés d'acide aspartique ne présente

aucune cytotoxicité.

Si on compare ces résultats par rapport à ceux obtenus avec le DL-TBOA, nous

pouvons déduire que ces dérivés protégés n’interagissent pas avec les transporteurs du Glu

(EAATs) localisés des cellules hippocampiques pour produire un seuil excitotoxique en Glu

qui conduit à la mort des neurones et comme énoncé auparavant ils seront également étudié

ultérieurement sur les NMDRs.

Tests biologiques

- 125 -

Figure 51 : Tests MTT sur les dérivés d’acide N-tosyl aspartique.

Tests biologiques

- 126 -

Des résultats plus intéressants ont été obtenus avec les dérivés β-alkyl-β-hydroxy

aspartates totalement déprotégés et en particulier avec les composés (2R,3R) acide 3-amino-2-

hydroxy-2-propylbutane-1,4-dioïque 20’c (SM286.2) et (2R,3R) acide 3-amino-2-hydroxy-2-

butyl butane-1,4-dioïque 20’e (SM288.2) . Ces derniers ont montré une faible viabilité pour

les neurones hippocampiques lors des tests MTT (Figure 52). Ce sont donc de bons candidats

pour l’étude des récepteurs NMDA et AMPA du Glu, car il faut vérifier que ces composés

sont sélectifs vis à vis du transport du Glu et qu’ils ne sont pas antagonistes des NMDRs ou

AMPARs.

Figure 52 : Tests MTT sur les dérivés d’acides aspartiques.

- 127 -

Conclusion générale


- 128 -

Le travail présenté dans ce manuscrit était axé sur la synthèse énantiosélectives et

régiosélective des dérivés β-hydroxyaspartates β-substitués originaux, dans le but de

sélectionner des nouveaux inhibiteurs sélectifs du transport du Glu dans le SNC.

Après quelques rappels bibliographiques sur le système glutamatergique dans le

premier chapitre où nous avons étudié en détail la classe des récepteurs ionotropiques

(iGluRs) et métabotropiques (mGluRs) du Glu dans ce système ainsi leur agonistes et

antagonistes sélectifs. Nous avons présenté une mise au point sur la famille des transporteurs

(EAATs) du Glu dans SNC en passant par les différentes classes d’inhibiteurs sélectifs pour

ces transporteurs.

Dans le deuxième chapitre, nous nous sommes plus particulièrement intéressés aux

dérivés d’aspartates β-substitués en tant que classe d’inhibiteurs des transporteurs du Glu.

Donc, nous avons fait une revue de l’état de l’art sur les différentes voies de synthèse de ces

dérivés et leur activité inhibitrice vis-à-vis les différents sous-types des transporteurs

(EAAT1-5).

Nous avons dans le troisième chapitre de ce manuscrit développé et utilisé avec succès

deux nouvelles stratégies stéréosélectives pour synthétiser deux séries de dérivés β-substitués-

β-hydroxy aspartates. Ce sont de très petites structures polyfonctionnalisées et optiquement

pures et donc de fait difficiles à préparer et dont la synthèse fait appel à de nombreuses

stratégies de protection-déprotection orthogonales.

La première série compte les dérivés β-aryl-β-hydroxy aspartates, préparés avec une

variété de groupements aryles en position β de l'acide aspartique. La stéréoisomérie de ses

analogues est une conséquence de la réaction d’Aminohydroxylation Asymétrique de

Sharpless (AAS) sur des oléfines trisubstituées, réaction qu'il a été nécessaire d'optimiser afin

d'éviter la formation du diol correspondant, issu de la dihydroxylation asymétrique de

Sharpless (DAS). Cette aminohydroxylation conduit à un couple d’énantiomères (2S,3S) et

(2R,3R) de dérivés d’aspartates protégés avec de bons rendements et avec une régiosélectivité

totale. Après de très nombreuses tentatives d'enrichissement, les ee des composés protégés

étaient faibles, les deux énantiomères ont pu être séparés par la suite par HPLC chirale semi

préparative et déprotégés pour donner les dérivés optiquement purs β-aryl-β-hydroxy

aspartates.

La deuxième série des composés synthétisés contient des dérivés β−hydroxy

aspartates. Ces derniers sont substitués en β par différents groupements alkyles en lieu et


- 129 -

place des aryles de la série précédente. Leur préparation a été réalisée par une voie de

synthèse en 5 étapes. Pareillement aux dérivés arylés, la réaction d’aminohydroxylation de

Sharpless a permis l'obtention des dérivés alkylés avec une régiosélectivité totale mais avec

des ee faibles.

Les deux énantiomères ont pu être séparés par HPLC chirale semi préparative et

déprotégés pour donner les dérivés optiquement purs β-alkyl-β-hydroxy aspartates.

Ces derniers sont obtenus énantiomériquement purs après des étapes de déprotection non

racémisantes avec de bons rendements.

Les résultats préliminaires des tests biologiques de viabilité neuronale montrent que

les dérivés β-hydroxy aspartates β-substitués protégés ne présentent aucune toxicité envers les

cellules nerveuses de l’hippocampe de rat.

Les tests MTT et l’étude de l’activité inhibitrice des dérivés β-hydroxy aspartates β-

substitués totalement déprotégés sur le transport et la recapture du glutamate dans le SNC sont

actuellement en cours de finalisation.

Les premiers résultats révèlent que les composés β-alkylés de stéréoisomérie (R,R)

sont sélectifs de l’inhibition du transport du glutamate et sont de très bons candidats pour

l'étude des récepteurs NMDA et AMPA, notamment l'acide (2R,3R)-β-propyl-β-hydroxy

aspartatique 20'c (R = Pr).

Avant d’envisager la synthèse de nouvelles séries de composés, des études biologiques

complémentaires de pharmacologie sont nécessaires pour évaluer la sélectivité de nos

composés vis à vis du transport de glutamate dans les synapses et d’évaluer leur activité

agoniste ou antagoniste du Glu sur ses récepteurs.

Une des perspectives de ce projet est également de faire des études structurales de

modélisation moléculaire.

- 130 -

Partie Expérimentale

Partie expérimentale

- 131 -

1. Généralités : Résonance Magnétique Nucléaire (RMN) :

Les spectres de résonance magnétique nucléaire RMN-1H et RMN-13C ont été réalisés à

température ambiante sur des appareils Brucker 200 MHz, Bruker Advance 300 MHz et

Bruker A DRX 400 MHz. Les déplacements chimiques (δ) sont indiqués en partie par million

(ppm), le Tétraméthylsilane (TMS) et la résonance du solvant comme étalons internes. Les

constantes de couplage (J) sont données en (Hz). Pour la multiplicité des signaux, nous avons

utilisé les abréviations suivantes : s, singulet ; d, doublet; t, triplet; q, quadruplet; dd, doublet

dédoublé; dt, doublet de triplet ; dq, doublet de quadruplet; m, multiplet. L’attribution des

signaux RMN-1H et RMN-13C a été effectuée en utilisant une expérience RMN 2D de type

COSY ou HMQC.

Chromatographie analytique et préparative :

Les chromatographies sur couche mince (CCM) ont été effectuées sur plaque de silice Merck

60 F 254 , avec la lumière ultra-violette comme révélateur (λ = 254 nm) et/ou par

pulvérisation avec de l’acide phosphomolybdique (10% dans l’éthanol), suivi de chauffage.

Chromatographie liquide haute pression/performance (HPLC) :

• Analytique :

Les analyses par chromatographie liquide (HPLC) ont été réalisées sur un appareil Waters

Alliance 2796 (colonne C18 Chromolith SpeedRod 50 x 4.6 mm, détection UV à 214 nm). Un

gradient linéaire d'acétonitrile dans l'eau contenant 0.1% de TFA est utilisé de 0 à 100% en 4

minutes avec un débit de 3 mL/min.

• Analytique (sur colonnes Chirales) :

Deux types d’appareils HPLC ont été utilisés :

Le premier est équipé d’un système Merck D-7000 manager, d'une pompe Merck-Lachrom

L-7100, d'un four Merck-Lachrom L-7360, d'un détecteur UV Merck-Lachrom L-7400 et d'un

polarimètre Jasco OR-1590. Des colonnes chirales Chiralpak IA, IB et IC fournies par Chiral

Technology Europa (Illkirch, France) ont été utilisées comme phases stationnaires chirales.

Le deuxième appareil Beckman HPLC, est relié à une colonne chirale Chiralcel OD-H,

250x4.6 mm ID, contenant de la Cellulose tris (3,5-diméthylphenylcarbamate) comme

absorbant sur du gel de silice de 5µm.


- 132 -

• Préparative :

La purification des produits par HPLC préparative a été effectuée sur un appareil Waters

Delta 4000 muni d’une colonne Delta-Pack C18 (15µm, 40x100 mm) et d’un détecteur UV

utilisé à 214 nm, avec un débit de 50 mL par minute et d’un gradient linéaire d'acétonitrile

dans l'eau contenant 0.1% de TFA.

• Semi-préparative à colonnes chirales (collaboration avec laboratoire de

Chirosciences- Université Paul Cézanne- Marseille) :

Un appareil HPLC semi-préparative a été utilisé pour séparer les couples d’énantiomères. Des

injections successives dans une unité HPLC Knauer, composée, d’une pompe Smartline 1000,

d'un injecteur automatique d'échantillons Smartline 3900, d'un détecteur UV Smartline 2500

et d'une valve pour collecter les différentes fractions d’énantiomères. Une colonne chirale

Chiralpak IB (250 x 10 mm), fournie par Chiral Technology Europa (Illkirch, France) a été

utilisée comme phase stationnaire chirale.

La spectrométrie de masse :

Les analyses de spectrométrie de masse ont été enregistrées avec un spectromètre Micromass

Platform II équipé d'une source d'ionisation par électrospray (ESI). Les masses hautes

résolutions (HRMS) ont été effectuées avec un spectromètre Micromass Q-Tof équipé d'une

source d'ionisation par électrospray (ESI).

Polarimètre :

Les pouvoirs rotatoires ont été mesurés avec un polarimètre Perkin-Elmer 241, à température

T = 20°C et avec une lampe de sodium à 589 nm.

Point de fusion :

Les points de fusion (Pf) non corrigés ont été mesurés en utilisant un appareil Büchi 510.

Solvants et réactifs :

Les solvants ont été distillés, sur des desséchants spécifiques sous atmosphère d'argon, si

nécessaire. Les réactifs ont été fournis par les sources commerciales (ALDRICH, FLUKA,

ACROS).


- 133 -

2. Procédures générales de synthèse des dérivés hydroxyaspartates ββββ-substitués :

2.1. Procédure de synthèse des dérivés ββββ-aryl-ββββ-hydroxyaspartates :

Synthèse du (S)-2-hydroxybutane-1,4-dioate de dibenzyle (2) :

Dans un ballon monocol de 50 mL muni d'une agitation, sont mélangés de l’acide (S)-Malique

(4 g, 30 mmoles, 1 éqt), de l'alcool benzylique (6,45 g, 60 mmoles, 2 éqt) dans 36 mL de

toluène et d'une quantité catalytique de l’acide paratoluènesulfonique. Le mélange est placé

sous reflux pendant 24 heures, à l'aide d'un montage Dean&Starck afin d’éliminer l’eau

formée au cours de la réaction. Le toluène est évaporé sous pression réduite. Le produit brut

ainsi obtenu est purifié par chromatographie sur gel de silice (éluant : AcOEt: Chex, 1:4) pour

donner le diester benzylique (2) avec un rendement de 72%.

Rf = 0.22 (AcOEt: Chex, 1:4)

tr = 2.23 min

[αααα]D20

= -18.6 (c 2.0 in CHCl3)

MS (ES+) m/z: 315.2 (M+ H) +, 332.2 (M+NH4) +, 337.2 (M+Na) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ (ppm) 2.89 (m, 2H, CH2CHOH), 4.54 (t, 1H, CHOH, 3J =

4.8Hz), 5.11 (s, 2H, PhCH2O), 5.18 (s, 2H, PhCH2O), 7.26-7.37 (m, 10H, 2xC6H5)

RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δC (ppm) 38.7, 66.82, 67.32, 67.75, 126.99, 127.66, 128.36,

128.41, 128.44, 128.59, 128.63, 128.66, 134.94, 135.4, 170.23, 173.17.

Procédure générale de la réaction d’alkylation du (S)-2-hydroxybutane-1,4-dioate de

dibenzyle (2) :

A une solution de (S)-2-hydroxybutane-1,4-dioate de dibenzyle (2) (20.6 mmoles, 1 éqt) dans

28 mL de THF anhydre sous agitation à -78°C et sous atmosphère d’argon, on ajoute goutte à

goutte une solution de LiHMDS 1.0 M dans du THF (41.2 mmoles, 41.2 mL, 2 éqts); on


- 134 -

ajoute ensuite de l'HMPA (7.17 mL, 41.2 mmoles, 2 éqts). Au bout d’une heure, l’agent

alkylant (20.6 mmoles, 1 éqt) dans 14 mL de THF anhydre est ajouté goutte à goutte. Après 1

heure d’agitation à -78°C sous atmosphère d’argon, la réaction est arrêtée par l’ajout d’une

solution saturée de NH4Cl. Les deux phases sont séparées et la phase aqueuse est extraite 3

fois avec de l’éther diéthylique. L’ensemble des phases organiques obtenues est lavé avec une

solution saturée de NaCl (saumure) et séchée sur sulfate de magnésium (MgSO4). Le solvant

est ensuite évaporé sous pression réduite. Le brut obtenu est purifié par chromatographie sur

gel de silice (éluant : AcOEt: Chex, 1:4).

(2S,3R)-2-hydroxy-3-benzylbutane-1,4-dioate de dibenzyle (3a)

Pf = 65-66°C

Rdt = 54%

Rf = 0.35 (AcOEt: Chex, 1:4).

tr = 2.74 min

[[[[αααα]]]]D20 = -17 (c = 1.0, CH3OH)

MS (ES+) m/z: 405.2 (M+ H) +, 427.2 (M+Na) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ (ppm) 2.93 (m, 1H, CHCH2Ph), 3.14 (m, 3H, CHCH2Ph,

CHCH2Ph, CHOH), 4.07 (m, 1H, CHOH), 4.94 (s, 4H, 2xPhCH2O), 7.10-7.29 (m, 15H,

3xC6H5)


128.71, 128.80, 129.43, 135.14, 138.39, 172.07, 173.56.


- 135 -

• (2S,3R)-2-hydroxy-3-(4-méthylbenzyl)butane-1,4-dioate de dibenzyle (3b)

Pf = 63-64°C

Rdt = 48%

Rf = 0.37 (AcOEt: Chex, 1:4)

tr = 2.87 min

[[[[αααα]]]]D20

= -19.0 (c = 1.0, CH3OH)

MS (ES+) m/z: 419.2 (M+ H) +, 436.3 (M+NH4) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ (ppm) 2.29 (s, 3H, CH3C6H4), 2.95 (m, 1H, CHCH2Ph), 3.17

(m, 3H, CHCH2Ph, CHCH2Ph, CHOH), 4.13 (m, 1H, CHOH), 5.01 (s, 4H, 2xPhCH2O-),

7.08 (dd, 4H, CH3C6H4, 3J = 8.2 Hz), 7.19-7.32 (m, 10H, 2x C6H5)


129.15, 129.19, 129.74, 129.92, 135.6, 135.67, 135.94, 136.83, 172.62, 174.06.

• (2S,3R)-2-hydroxy-3-(4-isopropylbenzyl)butane-1,4-dioate de dibenzyle (3c)

Rdt = 46%

Rf = 0.36 (AcOEt: Chex, 1:4)


- 136 -

tr = 3.08 min

[[[[αααα]]]]D20

= -17 (c = 1.0, CH3OH)

MS (ES+) m/z: 447.3 (M+ H) +, 464.3 (M+NH4) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ (ppm) 1.2 (d, 6H, (CH3)2CH, 3J = 6.9 Hz), 2.91 (m, 2H,

CHCH2Ph, (CH3)2CH), 3.14 (m, 2H, CHCH2Ph, CHCH2Ph), 4.15 (d, 1H, CHOH, 3J = 2.6

Hz), 5.0 (s, 4H, 2xPhCH2O), 7.12 (s, 4H, C6H4), 7.18-7.33 (m, 10H, 2xC6H5)

RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δC (ppm) 24.08, 24.1, 33.62, 33.82, 50.34, 66.97, 67.62, 69.97,

126.75, 128.48, 128.6, 128.63, 128.67, 129.25, 135.17, 135.51, 135.56, 147.32, 172.15,

173.51.

• (2S,3R)-2-hydroxy-3-(4-tert-butylbenzyl)butane-1,4-dioate de dibenzyle (3d)

Rdt = 39%

Rf = 0.33 (AcOEt: Chex, 1:4)

tr = 3.01 min

MS (ES+) m/z: 461.2 (M+ H) +.

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ (ppm) 1.28 (s, 9H, (CH3)3C-), 3.17 (m, 3H, CHCH2Ph,

CHCH2Ph), 4.16 (m, 1H, -CHOH), 5.01 (m, 4H, 2xPhCH2O-), 7.13-7.3 (m, 14H, 3x C6H5).

RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δC (ppm) 31.55, 33.54, 34.6, 50.29, 67.09, 67.73, 69.98, 125.69,

128.45, 128.59, 128.72, 128.76, 129.07, 135.18, 135.22, 135.52, 149.66, 172.26, 173.64.


- 137 -

Procédure générale de la réaction de ββββ-élimination :

Procédure 1 :

A une solution de (2S,3R)-2-hydroxy-3-benzylbutane-1,4-dioate de dibenzyle (3a)

(1.55 mmoles, 628 mg, 1 éqt) et la triethlamine (4.61 mmoles, 466 mg, 3éqts) dans DCM

anhydre (6.2 mL) sous agitation à 0°C et sous atmosphère d’argon, on ajoute goutes à goutes

une solution de chlorure de mésyle (3.14 mmoles, 360 mg, 2 éqts) dans DCM (1.6 mL). La

réaction est laissée sous agitation à température ambiante pendant une nuit. Après l’arrêt de la

réaction, on ajoute une solution de HCl (2.3 ml, 10%). Le mélange réactionnel est lavé

plusieurs fois avec DCM; l’ensemble des phases organiques ainsi obtenu est lavé avec une

solution saturée de (NaHCO3), avec la saumure puis séché sur MgSO4. Le brut réactionnel

obtenu est solubilisé dans du toluène (6 ml), puis de 1,8-Diazabicylo[5.4.0]undec-7-ène

(DBU) (483 mg) est ajouté et le milieu réactionnel est placé à reflux pendant 30 minutes. Le

toluène est évaporé et le brut obtenu est dilué avec DCM et lavé avec une solution aqueuse de

H2SO4 10% (2x). La phase organique est séchée sur MgSO4, filtrée et évaporée à sec. Le

résidu est filtré par chromatographie sur gel de silice (éluant : DCM) pour donner l‘isomère

(E)-2-benzylidènebut-2-ène-1,4-dioate de dibenzyle (4i) avec un rendement de 70%.

Rdt = 70%

tr = 3.06 min

MS (ES+) m/z: 387.3 (M+ H) +, 409.3 (M+ Na) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ (ppm) 3.53 (s, 2H, COCH2), 5.05 (s, 2H, PhCH2O), 5.15 (s,

2H, PhCH2O), 7.88 (s, 1H, CH=C), 7.25-7.29 (m, 15H, 3xC6H5)


- 138 -

Procédure 2 (Conditions Mitsunobu)122137:

À une solution des différents hydroxysuccinates de départ (3a-d) (7.31 mmoles, 1 éqt) dans 33

mL de THF anhydre, le Phtalimide (7.31 mmoles, 1 éqt), la triphenylphosphine (7.31 mmoles,

1 éqt) et le DIAD (7.31 mmoles, 1 éqt) sont ajoutés successivement. Après 3 heures, sous

agitation à température ambiante, le solvant est évaporé et les différents bruts réactionnels

ainsi obtenus sont purifiés par chromatographie sur gel de silice (éluant : DCM).

• (E)-2-benzylbut-2-ène-1,4-dioate de dibenzyle (4a)

O

OO

O

C25H22O4

386,44 g/mole

Liquide incolore

Fumarate/Maléate (%) : 77/23 (par RMN-1H du brut réactionnel : δ(Fumarate) 6.92 (s, 1H,

CH=C), δ(Maléate) 5.69 (t, 1H, CH=C, 4J = 1.7 Hz)

Rdt = 49% (du fumarate (E) après purification).

Rf = 0.9 (DCM)

tr = 3.04 min

MS (ES+) m/z: 387.3 (M+ H) +, 409.3 (M+Na) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ (ppm) 4.22 (s, 2H, PhCH2), 5.13 (s, 2H, PhCH2O), 5.22 (s,

2H, PhCH2O), 6.92 (s, 1H, CH=C), 7.16-7.37 (m, 15H, 3xC6H5)


128.21, 128.25, 128.35, 128.43, 128.69, 134.97, 135.15, 137.75, 145.98, 165.23, 166.08.

122

M. Wada, T. Sano, O. Mitsunobu, Bull. Chem. Soc. Jpn. 1973, 46, 2833–2835.


- 139 -

• (E)-2-(4-méthylbenzyl)but-2-ène-1,4-dioate de dibenzyle (4b):

O

OO

O

C26H24O4

400,47 g/mole

Liquide incolore Fumarate/Maléate (%) : 73/27 (par RMN-1H du brut réactionnel : δ(Fumarate) 6.78 (s, 1H,


Rdt = 42% (de fumarate (E) après purification)

Rf = 0.9 (DCM)

tr = 3.06 min

MS (ES+) m/z: 401.3 (M+ H) +, 423.3 (M+Na) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ (ppm) 2.28 (s, 3H, CH3), 4.16 (s, 2H, PhCH2), 5.12 (s, 2H,

PhCH2O), 5.21 (s, 2H, PhCH2O), 6.89 (s, 1H, CH=C), 7.09 (dd, 4H, C6H4, 3J = 8.1Hz), 7.19-

7.35 (m, 10H, 2xC6H5) RMN 13C (75 MHz, CDCl3) δC (ppm) 21.02, 32.69, 66.7, 67.35, 126.84, 128.25, 128.35,

128.41, 128.44, 128.54, 128.63, 128.79, 129.08, 134.88, 135.89, 146.47, 165.47, 166.35.

• (E)-2-(4-isopropylbenzyl)but-2-ène-1,4-dioate de dibenzyle (4c)

O

OO

O

C28H28O4

428,52 g/mole

solide blanc


- 140 -



Rdt = 36% (du fumarate E après purification)

Pf = 32-33°C

Rf = 0.9 (DCM)

tr = 3.30 min.

MS (ES+) m/z: 429.3 (M+ H) +, 446.3 (M+NH4) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ (ppm) 1.26 (d, 6H, (CH3)2CH,3J = 6.9Hz) , 2.89 (m, 1H,

(CH3)2CH), 4.23 (s, 2H, PhCH2), 5.19 (s, 2H, PhCH2O), 5.26 (s, 2H, PhCH2O), 6.95 (s, 1H,

CH=C), 7.15 (dd, 4H, C6H4, 3J = 8.2Hz), 7.25-7.42 (m, 10H, 2xC6H5)


128.43, 128.55, 128.62, 128.74, 128.83, 129.01, 135.41, 135.41, 135.45, 135.61, 146.61,

147.1, 165.67, 166.59.

• (E)-2-(4-tert-butylbenzyl)but-2-ène-1,4-dioate de dibenzyle (4d)

O

OO

O

C28H28O4

442,53 g/mole

solide blanc



Rdt = 43% (du fumarate E après purification)

Pf = 54-55°C

Rf = 0.9 (DCM)

tr = 3.37 min.

MS (ES+) m/z: 443.3 (M+ H) +, 460.3 (M+NH4) +, 465.3 (M+Na) +.

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) δ (ppm) 1.22 (s, 9H, (CH3)3C), 4.12 (s, 2H, PhCH2), 5.08 (s,

2H, PhCH2O), 5.15 (s, 2H, PhCH2O), 6.84 (s, 1H, CH=C), 7.06-7.31 (m, 14H, 3x C6H5).


- 141 -


127.15, 128.44, 128.57, 128.64, 128.75, 135.06, 135.46, 143.95, 146.58, 149.35, 165.68,

166.61.

Procédure générale de la réaction d’Aminohydroxylation des dérivés trisubstitués du

fumarate de dibenzyle :

� Aminohydroxylation avec la chloramine-T :

Dans un ballon monocol de (25 mL), sont introduits respectivement du ligand chiral

(DHQD)2PHAL (13 mg, 5%mol), 10% de l'oléfine (4a-c) purifiée (0.034 mmole, 10 mol%)

dissous dans du ACN (2 mL), une solution de K2[OsO2(OH)4] (5 mg, 4%mol) dans l’eau (2

mL) et de Chloramine-T (285 mg, 1.0 mmole, 3 éqts). Après 1 heure, sous agitation à

température ambiante, les 90% restant d’oléfine 4a-c (0.3 mmole, 90 mol%) dans du ACN

(1 mL) sont ajoutés. La réaction est suivie par HPLC analytique. A la fin de la réaction, le

mélange réactionnel est filtré et le résidu ainsi obtenu est lavé avec 10 mL d’un mélange

ACN/H2O (1/1) pour donner les N-tosyl-β-aryl−β-hydroxyaspartates correspondants sous

forme de poudre blanche. Ces produits sont obtenus sous forme de mélanges de 2

énantiomères (2S,3S), (2R,3R) avec des ee variés et leurs séparations sont effectuées par

HPLC semi préparative sur colonne chirale.

• (2S,3S)-2-hydroxy-2-benzyl--3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioate de

dibenzyle (5a)

O

OO

O

NH

OH

C32H31NO7S

573,66 g/mole

Solide blanc

SO

O


- 142 -

Temps de réaction : 2 jours

Rdt = 75%

ee = 22%

tr = 2.91 min

HPLC Chirale (semi préparative) : Chiralpak IB, (75/20/5) Hexane/Chloroforme/Ethanol,

5.0 mL/min, 254 nm, 4.29 min (2R,3R), 6.18 min (2S,3S)

[[[[αααα]]]]D20

(2S,3S) : -102.0 (c = 0.5, DCM)

[[[[αααα]]]]D20

(2R,3R) : +102.0 (c = 0.5, DCM)

Pf (2S,3S) = 131-133°C

HRMS = 574.1896 g/mol (Masse calculée = 574.1899 g/mol)

MS (ES+) m/z: 574.2 (M+ H) +, 596.2 (M+Na) +

RMN 1H (200 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 2.38 (s, 3H, CH3C6H4), 2.95 (dd, 2H, PhCH2, 2J = 13.7Hz ), 3.5 (s, 1H, OH), 4.42 (d, 1H, NH-CH,3J = 11.1 Hz), 4.83 (s, 2H, PhCH2O),

4.99 (dd, 2H, PhCH2O, 2J = 11.8 Hz), 5.57 (d, 1H, NH-CH, 3

J = 11.1 Hz), 6.9 (d, 2H,

CH3C6H4, 3J = 6.1 Hz), 7.09-7.41 (m, 15H, 3xC6H5), 7.66 (d, 2H, C6H4,

3J = 8.2 Hz)

RMN 13C (75 MHz, CDCl3) : δC (ppm) 21.8, 41.79, 61.27, 67.87, 69.16, 79.91, 127.42,

127.6, 128.43, 128.53, 128.83, 128.91, 129.09, 129.64, 129.85, 130.27, 134.31, 134.46,

134.71, 136.72, 144.01, 168.12, 171.88.

Protocole de trituration du produit (5a) :

L’aminoalcool 5a (138 mg, ee = 22%) est trituré dans 1.5 mL d’AcOEt. Une quantité de

cyclohexane (4 mL) est ajouté au milieu. La solution troublée ainsi obtenue est centrifugée

pour donner un précipité blanc ; un racémate du produit 5a (ee = 6%). Alors que le liquide

surnageant présente une solution du produit 5a enrichi (ee = 70%). La trituration de ce dernier

pour une deuxième fois en appliquant la même procédure donne l’aminoalcool 5a (27 mg,

Rdt = 20%, ee = 87%).

Protocole de séparation du couple d’énantiomères du produit (5a) par HPLC chirale

semi préparative :

La séparation du couple d’énantiomères (2R,3R) et (2S,3S) de l’aminoalcool 5a a été réalisée

avec les conditions suivantes :

- Préparation de la solution : le composé 5a (environ 500 mg) est dissous dans 20 mL

de chloroforme.

- Injection : 100 fois 0.2 mL, toutes les 3 minutes.

- Conditions chromatographiques : Chiralpak IB (250 x 10 mm), dans un mélange


- 143 -

hexane/chloroforme/éthanol (75/20/5), avec un débit de 5 mL/min et une détection UV à

254 nm.

- Collection : l’énantiomère 5’a (2R,3R) est collecté entre 3.5 et 4.3 minutes,

l’énantiomère 5a (2S,3S) entre 4.6 et 6.5 minutes.

- Premier énantiomère élué : 160 mg de 5’a (2R,3R) avec un ee > 99%.

- Second énantiomère élué : 270 mg de 5a (2S,3S) avec un ee > 99%.

• (2S,3S)-2-hydroxy-2-(4-méthylbenzyl)-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-

1,4-dioate de dibenzyle (5b)

Temps de réaction: 6 jours

Rdt = 53%

ee = 20%

tr = 2.94 min



[[[[αααα]]]]D20

(2S,3S) : -110.0 (c = 0.5, DCM)

[[[[αααα]]]]D20

(2R,3R) : +110.0 (c = 0.5, DCM)

Pf (2S,3S) = 163-164°C

Pf (2R,3R) = 163.5-164.5°C



- 144 -

MS (ES+) m/z: 588.2 (M+ H) +, 610.2 (M+Na) +

RMN 1H (200 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 2.26 (s, 3H, CH3), 2.39 (s, 3H, CH3), 2.9 (dd, 2H,

PhCH2, 2J = 13.5 Hz ), 3.5 (s, 1H, OH), 4.42 (d, 1H, NH-CH, 3

J = 11.2 Hz), 4.84 (s, 2H,

PhCH2O), 5.00 (dd, 2H, PhCH2O, 2J = 11.8 Hz), 5.57 (d, 1H, NH-CH, 3J = 11.3 Hz), 6.9 (dd,

4H, CH3C6H4, 3J = 7.9 Hz), 7.19-7.42 (m, 14H, 2xC6H5, , C6H4-SO2), 7.7 (d, 2H, C6H4-SO2,

3J = 8.3 Hz)


127.38, 128.3, 128.6, 128.65, 128.83, 128.94, 129.38, 129.61, 129.87, 130.92, 134.38, 134.51,

136.52, 136.77, 143.76, 167.92, 171.73.

Protocole de séparation des énantiomères de l’aminoalcool (5b) par HPLC chirale semi

préparative:

L’aminoalcool 5b est très peu soluble dans l'éthanol. Il a donc fallu le solubiliser dans le

chloroforme et donc utiliser une phase stationnaire chirale compatible avec le chloroforme.

- Préparation de la solution : le composé 5b (environ 240 mg) est dissous dans 36 mL

de mélange chloroforme/hexane/éthanol 6/3/1

- Injection : 80 fois 450 µL, toutes les 6 minutes.


hexane/chloroforme/éthanol (60/30/10), avec un débit de 5 mL/min et une détection

UV à 254 nm.

- Collection : l’énantiomère 5’b (2R,3R) est collecté entre 2.5 et 3.5 minutes,

l’énantiomère 5b (2S,3S) entre 4 et 5 minutes.

- Premier énantiomère élué : 79 mg de 5’b (2R,3R) avec un ee > 99%.

- Second énantiomère élué: 110 mg de 5b (2S,3S) avec un ee > 99%.


- 145 -

• (2S,3S)-2-hydroxy-2-(4-isopropylbenzyl)-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-

1,4-dioate de dibenzyle (5c)

Temps de réaction : 9 jours

Pf = 153-155°C

Rdt = 37%

ee = 23%

tr = 3.12 min



[[[[αααα]]]]D20

(2S,3S) : -113.0 (c = 0.5, DCM)

[[[[αααα]]]]D20

(2S,3S) : +113.0 (c = 0.5, DCM)


MS (ES+) m/z: 616.4 (M+ H) +, 633.5 (M+NH4) +, 639.4 (M+Na) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 1.22 (d, 6H, (CH3)2CH, 3J = 6.9 Hz), 2.4 (s, 3H,

CH3), 2.94 (dd, 2H, PhCH2, 2J = 13.6 Hz), 2.82 (m, 1H, (CH3)2CH), 3.49 (s, 1H, OH), 4.43

(d, 1H, NH-CH, 3J = 11 Hz), 4.82 (dd, 2H, PhCH2O, 2

J = 11.7 Hz), 5.02 (dd, 2H, PhCH2O, 2J = 12.2 Hz), 5.6 (d, 1H, NH-CH, 3

J = 11 Hz), 6.92 (dd, 4H, C6H4, 3J = 8.1 Hz), 7.19-7.70

(m, 14H, 1xC6H4, 2x C6H5 )

RMN 13C (75 MHz, CDCl3) : δC: 21.81, 24.14, 33.86, 41.42, 61.24, 67.87, 69.13, 79.94,

126.52, 127.63, 128.54, 128.84, 128.89, 129.06, 129.64, 129.85, 130.2, 131.49, 144.0, 147.93,

168.18, 171.94.


- 146 -

Protocole de séparation des énantiomères de l’aminoalcool (5c) par HPLC chirale semi

préparative:

- Préparation de la solution : le composé 5c (environ 260 mg) est dissous dans 36 mL

de mélange chloroforme/hexane/éthanol 5/4/1.

- Injection : 30 fois 1.2 mL, toutes les 5 minutes.


hexane/chloroforme/éthanol (80/10/10), avec un débit de 5 mL/min et une détection UV à

254 nm.

- Collection : l’énantiomère 5’c (2R,3R) est collecté entre 3,7 et 5 minutes,

l’énantiomère 5c (2S,3S) entre 5,5 et 8 minutes.

- Premier énantiomère élué : 105 mg de 5’c (2R,3R) avec un ee = 99%.

- Second énantiomère élué: 145 mg de 5c (2S,3S) avec un ee > 99%.

� Aminohydroxylation avec la Chloramine-M :

a- Synthèse de l’hypochlorite de tertiobutyle (t-BuOCl) :

Une solution du tertiobutyle (10 mL, 10.5 mmoles) dans de l’acide acétique (6.6 mL) est

ajoutée goutte à goutte à une solution d’hypochlorite de sodium dans l’eau (135 mL, 6-14%).

Après 3 min sous agitation à température ambiante, le mélange réactionnel est transvasé dans

une ampoule à décanter. Les deux phases sont séparées et la phase jaunâtre huileuse ainsi

obtenue est lavée avec une solution de Na2CO3 10% (14 mL) puis avec de l’eau (14 mL). La

phase organique obtenue est séchée sur CaCl2. Après filtration, l’hypochlorite de tertiobutyle

est obtenu avec un rendement de 67% (7.6 g). Le produit est conservé à une température de

+4°C, sous desséchant (CaCl2).

b- Synthèse de la Chloramine-M (MeSO2NClNa) :

Une solution d'hypochlorite de tertiobutyle tBuOCl (1.2 mL, 10.52 mmoles, 1éqt) est ajoutée

lentement à une solution de méthanesulfonamide (1 g, 10.52 mmoles, 1 éqt) et d'hydroxyde de

sodium (421 mg, 10.52 mmoles, 1 éqt) dans de l’eau (8.4 mL). Le mélange est laissé sous

agitation à température ambiante pendant 1 heure puis le solvant est évaporé sous pression

réduite. Après une trituration dans l’éther diéthylique, le sel N-chloro,N-méthanesulfonamide

de sodium est obtenu avec un rendement quantitatif.


- 147 -

• 2-hydroxy-2-(4-méthylbenzyl)-3-(méthanesulfonamido)butane-1,4-dioate de

dibenzyle (7b) :

Le (E)-2-(4-méthylbenzyl)butane-1,4-dioate de dibenzyle (4b) (5 mg, 12.5 µmole, 10 mol%),

et le (DHQD)2PHAL (4.9 mg, 6.25 µmole, 5 mol%) dans 0.7 mL d’ACN sont introduits dans

un petit ballon monocol de 5 mL; après quelques minutes sous agitation à température

ambiante, une solution de K2[OsO2(OH)4] (1.9 mg, 5 µmole, 4 mmol%) dans 0.7 mL d’eau et

de chloramine-M (0.375 mmole, 57 mg, 3 éqts) est ajoutée progressivement. Après 1 heure

sous agitation à température ambiante, la seconde fraction de 4b (45 mg, 112 µmole, 90

mol%) dilué dans 0.35 mL d’ACN est ajoutée, suivie de l’hypochlorite de tertiobutyle (6.75

mg, 62.5 µmole, 0.5 éqt) dans 0.35 mL d’ACN. Le milieu est laissé sous agitation à

température ambiante toute la nuit. Le mélange réactionnel est filtré et le résidu ainsi obtenu

est lavé avec 5mL d’un mélange ACN/H2O (1/1) pour donner le 2-hydroxy-2-(4-

méthylbenzyl)-3-(méthanesulfonamido)butane-1,4-dioate de dibenzyle 7b (8 mg, 13%)

totalement racémique sous forme de poudre blanche.

Pf = 118-119°C

ee = 0%

tr = 2.55 min

HPLC Chirale (analytique) : Chiralcel-OD (70/30) Hexane/ /Isopropanol, 1.0 mL/min, 214

nm, 8.05 min (2R,3R), 13.18 min (2S,3S).


MS (ES+) m/z: 512.1 (M+ H) +, 534.0 (M+Na) +

RMN 1H (200 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 2.27 (s, 3H, CH3), 2.66 (s, 3H, CH3SO2), 2.97 (dd,

2H, PhCH2, 2J = 13.7 Hz ), 3.46 (s, 1H, OH), 4.49 (d, 1H, NH-CH, 3

J = 11.0 Hz), 5.05 (dd,


- 148 -

2H, PhCH2O, 2J = 11.7 Hz), 5.27 (s, 2H, PhCH2O), 5.43 (d, 1H, NH-CH, 3J = 11.1 Hz), 6.92

(dd, 4H, CH3C6H4, 3J = 7.9 Hz), 7.33-7.4 (m, 10H, 2xC6H5)


128.86, 128.89, 128.94, 129.01, 129.10, 129.21, 129.5, 130.02, 131.06, 134.33, 134.78,

137.06, 168.97, 172.04.

Procédure générale de la réaction de saponification de diesters (5a-c) et (5’a-c) :

Une solution de LiOH.H2O (84 mg, 2 mmole) dans de l’eau (0.9 mL) est mélangée à une

solution des diesters benzyliques des différents N-tosyl-β-aryl−β-hydroxyaspartates (0.166

mmole) dissous dans du THF (1.8 mL). La réaction est laissée à une température T = 60°C et

suivie par HPLC jusqu’à la disparition des diesters. Au bout de 7 heures, la réaction est

arrêtée et le mélange réactionnel est lavé 3 fois avec de l'AcOEt. La phase aqueuse est

acidifiée avec une solution de HCl (3N), afin de maintenir le pH du milieu à 2. Le mélange est

extrait 3 fois avec de l’AcOEt. L’ensemble des phases organiques est séché sur MgSO4 puis

évaporé sous pression réduite pour donner les diacides N-tosyl-β-aryl−β-hydroxyaspartiques

correspondants sous forme de poudres blanches.

• Acides 2-benzyl-2-hydroxy-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioïque

(9a) et (9’a)

O

OHHO

O

NH

OH

SO

OO

OHHO

O

NH

OH

SO

O

9'a

(2R,3R)

C18H19NO7S

393,41 g/mole

Solide blanc

9a

(2S,3S)

C18H19NO7S

393,41 g/mole

Solide blanc

Diacide 9a (2S,3S) :

Rdt = 99%


- 149 -

tr = 1.75 min

[α]D20

(2S,3S) : -63.0 (c = 0.5, CH3OH)

Diacide 9’a (2R,3R) :

Rdt = 99%

tr = 1.75 min


MS (ES+) m/z: 394.2 (M+ H) +, 411.1 (M+NH4) +

RMN 1H (400 MHz, DMSO) : δ (ppm) 2.37 (s, 3H, CH3C6H4), 2.95 (dd, 2H, PhCH2, 2J = 13.3Hz ), 4.13 (d, 1H, NH-CH,3J = 8.2 Hz), 7.18 (s, 5H, C6H5), 7.35 (d, 2H, C6H4SO2,

3J

= 6.2 Hz), 7.57 (d, 1H, NH-CH,3J = 10.9 Hz), 7.63 (d, 2H, C6H4SO2, 3J = 6.9 Hz)

RMN 13C (75 MHz, DMSO) : δC (ppm) 21.02, 41.22, 62.13, 79.27, 126.39, 126.72, 127.68,

129.36, 130.23, 136.01, 142.67, 169.26, 172.59.

• Acides 2-hydroxy-2-(4-méthylbenzyl)-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-

dioïque (9b) et (9’b)

Diacide 9b (2S,3S) :

Rdt = 93%


- 150 -

tr = 1.90 min

Pf = 202-204°C (dégradation)

[α]D20

(2S,3S) : -47.0 (c = 0.5, CH3OH)

Diacide 9’b (2R,3R) :

Rdt = 94%

tr = 1.90 min


[α]D20

(2R,3R) : +46.7 (c = 0.5, CH3OH)


MS (ES+) m/z: 408.2 (M+ H) +, 425.1 (M+NH4) +, 430.2 (M+Na)+

RMN 1H (300 MHz, DMSO) : δ (ppm) 2.24 (s, 3H, CH3), 2.38 (s, 3H, CH3), 2.91 (dd, 2H,

PhCH2, 2J = 13.7 Hz ), 4.13 (s, 1H, NH-CH), 7.04 (dd, 4H, CH3C6H4,

3J = 8.2 Hz), 7.35 (d,

2H, C6H4-SO2, 3J = 8.1 Hz), 7.64 (m, 3H, C6H4-SO2, NH-CH)


129.39, 130.13, 132.91, 135.37, 137.76, 142.70, 169.34, 172.72.

• Acides 2-hydroxy-2-(4-isopropylbenzyl)-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-

1,4-dioïque (9c) et (9’c)

Diacide 9c (2S,3S) :

Rdt = 99%


- 151 -

tr = 2.18 min


[α]D20

(2S,3S) : -57.0 (c = 0.5, CH3OH)

Diacide 9’c (2R,3R) :

Rdt = 99%

tr = 2.18 min


[α]D20

(2R,3R) : +46.7 (c = 0.5, CH3OH)


MS (ES+) m/z: 436.1 (M+ H) +, 458.1 (M+NH4) +

RMN 1H (200 MHz, DMSO) : δ (ppm) 1.15 (d, 6H, (CH3)2CH, 3J = 6.9 Hz), 2.37 (s, 3H,

CH3), 2.85 (m, 3H, PhCH2, (CH3)2CH), 4.13 (d, 1H, NH-CH, 3J = 10.8 Hz), 7.08 (s, 4H,

C6H4, 3J = 8.1 Hz), 7.34 (d, 2H, C6H4-SO2,

3J = 8.1 Hz), 7.64 (m, 3H, C6H4-SO2, NH-CH)

RMN 13C (75 MHz, DMSO) : δC: 21.08, 23.93, 33.05, 40.87, 62.18, 79.36, 125.69, 126.79,

129.42, 133.34, 137.75, 142.74, 146.32, 169.34, 172.74.

Procédure générale de la réaction de déprotection de dérivés N-tosyl aspartates (9a-c) et

(9’a-c) :

Dans un ballon monocol de 5mL sous agitation, sont placées les différents dérivés N-tosyl

aspartates 9a-c et 9’a-c (0.17 mmole, 1 éqt), du phénol (51 mg, 0.61 mmole, 3.6 éqts) et 2 mL

d’une solution à 33% d’HBr dans l’AcOH. Le mélange est placé à une température de 80°C

durant 1 à 3 jours. De l’eau distillée (2mL) est ajoutée et la température de la réaction est

abaissée à 50°C pendant 30 min. Le solvant est évaporé et le brut réactionnel ainsi obtenu est

acidifié par une solution d'HCl 6N (2 mL), puis le milieu est placé sous reflux pendant 3h30

minutes. La solution est évaporée pour donner l’hydrochlorhydrate d’acide aminé sous forme

de poudre blanche après plusieurs triturations dans l’acétate d’éthyle.


- 152 -

• Acides 3-amino-2-benzyl-2-hydroxybutane-1,4-dioïque (10a) et (10’a)

Acide 10a (2S,3S) :

Temps de réaction: 24 heures

Rdt = 80%

tr = 0.74min

HPLC Chirale (analytique) : Crownpak CR (+), HClO4 (pH=1) / méthanol (90/10),

débit : 0.5 mL/min, 200 nm, T=8°C, 23.44 min (2S,3S)

ee > 99%

[α]D20

(2S,3S) : -20.0 (c = 0.3, DMSO)

Acide 10’a (2R,3R) :


Rdt = 42%

tr = 0.74 min

HPLC Chirale (analytique) : Crownpak CR (+), HClO4 (pH=1) / méthanol (90/10),

débit : 0.5 mL/min, 200 nm, T=8°C, 26.67 min (2R,3R)

ee > 99%


MS (ES+) m/z: 240.1(M+ H) +, 194.3 (M-CO2H) +, 150.1 (M-2xCO2H) +

RMN 1H (300 MHz, D2O): δ (ppm) 3.2 (dd, 2H, PhCH2, 2J = 12.8 Hz), 4.47 (s, 1H, CHNH2),

7.22-7.32 (m, 5H, C6H5)

RMN 13C (75 MHz, DMSO): δC (ppm) 40.55, 58.29, 76.27, 127.36, 128.48, 130.81, 135.39,

168.41, 173.06.


- 153 -

• Acides 3-amino-2-(4-méthylbenzyl)-2-hydroxybutane-1,4-dioïque (10b) et (10’b)

Acide 10b (2S,3S) :


Rdt = 23%

tr = 1.09 min

Acide 10’b (2R,3R) :


Rdt = 32%

tr = 1.09 min


MS (ES+) m/z: 254.4 (M+ H) +, 208.1 (M-CO2H) +, 164.2 (M-2xCO2H) +

RMN 1H (300 MHz, DMSO): δ (ppm) 2.24 (s, 3H, CH3), 2.89 (dd, 2H, PhCH2, 2J = 12.8

Hz), 3.95 (s, 1H, CHNH2), 7.0 (dd, 4H, C6H4, 3J = 7.7 Hz)


135.35, 168.41, 173.98.


- 154 -

• Acides 3-amino-2-(4-isopropylbenzyl)-2-hydroxybutane-1,4-dioïque (10c) et

(10’c)

Acide 10c (2S,3S) :


Rdt = 23%

tr = 1.30 min

[α]D20

: -38.1 (c = 0.21, DMSO)

Acide 10’c (2R,3R) :


Rdt = 10%

tr = 1.09 min

[α]D20

: +38.0 (c = 0.21, DMSO)



RMN 1H (300 MHz, DMSO): δ (ppm) 1.17 (d, 6H, CH(CH3)2, 3J = 6.9 Hz) 2.88 (m, 3H,

PhCH2, CH(CH3)2), 3.96 (s, 1H, CHNH2), 7.05 (dd, 4H, C6H4, 3J = 8.2 Hz)


130.25, 132.62, 146.38, 168.27, 173.40.


- 155 -

2.2 Procédure de synthèse des dérivés ββββ-alkyl-ββββ-hydroxyaspartates :

Synthèse du 1,2-Bis(éthoxycarbonyl)éthylidènetriphényl-phosphorane (11) :

Le fumarate d’éthyle (4 g, 23.25 mmoles, 1 éqt), le bromhydrate de triphénylphosphine

(PPh3.HBr) (8.23 g, 23.25 mmoles, 1 éqt) et 15 mL d’ACN sont introduits dans un ballon de

50mL. Le mélange est porté à reflux pendant 15 minutes. La réaction est arrêtée par ajout de

44 mL d’eau distillée. Le mélange réactionnel est extrait avec (3x15 mL) d’éther diéthylique.

La phase aqueuse ainsi obtenue est traitée avec une solution de soude 2 N (17.6 mL) puis est

extraite avec de l’éther éthylique (2x30 mL). L’ensemble de phases organiques est séché sur

MgSO4 puis le solvant est évaporé sous pression réduite. Le produit est obtenu sous forme

d’une cire. Le toluène (10mL) est ajouté et le mélange est évaporé. Le solide formé est

recristallisé dans le cyclohexane pour donner le produit attendu (11) sous forme du solide

blanc (8.88 g, 88%).

Pf = 104-106°C

MS (ES+) m/z: 435.0 (M+ H) +

RMN 13C (75 MHz, CDCl3): δC (ppm) 14.35, 14.57, 27.22, 57.85, 60.26, 127.51, 128.69,

128.85, 131.99, 132.02, 132.35, 132.48, 134.08, 134.20, 175.66.

Procédure générale de la réaction d’alkylation du 1,2 Bis(éthoxycarbonyl)éthylidène-

triphénylphosphorane (11) :

Une solution de N,N-diisopropylamine (700 mg, 6.9 mmoles, 1 éqt) dans du THF (29 mL) est

placée sous agitation à -78°C et sous atmosphère d’argon sans un ballon tricol (100 mL). Une

solution de n-BuLi dans THF (3.5 mL, 1M, 1 éqt) est ajoutée goutte à goutte. Après quelques

minutes d'agitation, une solution de 1,2 Bis(éthoxycarbonyl)-éthylidènetriphényl-phosphorane

11 (3 g, 6.9 mmoles, 1éqt) dans du THF (11.5 mL) est ajoutée lentement pendant 2 min. La


- 156 -

couleur du milieu réactionnel devient marron foncé et au bout de 15 minutes, l’agent alkylant

(6.9 mmoles, 1 éqt) est ajouté goutte à goutte. La réaction est laissée à 0°C 2h heures, puis à

température ambiante pendant une nuit. Le solvant est ensuite évaporé et le brut ainsi obtenu

est extrait avec du DCM. La phase organique est séchée sur MgSO4. Le solvant est évaporé

sous pression réduite et le résidu obtenu est engagé directement dans l'étape suivante

d’élimination, sans purification.

Procédure générale de la réaction d’élimination :

Le brut réactionnel obtenu dans la réaction d’alkylation est solubilisé dans du toluène (27.6

mL), puis de l’acide benzoïque (483 mg) est ajouté et le milieu réactionnel est placé à reflux

pendant 20 heures. Après évaporation du toluène, le résidu obtenu est repris dans du pentane

est extrait avec une solution de NaHCO3, la phase organique est lavée avec de l’eau puis

séchée sur MgSO4. Le produit brut obtenu contient un mélange d’isomères (E/Z ou

maléate/fumarate); il est purifié par chromatographie sur gel de silice (éluant : Chex/DCM :

1/1) pour donner les dérivés trisubstitués correspondants du fumarate de diéthyle.

• (E)-2-méthylbut-2-ène-1,4-dioate de diéthyle (13a)

Fumarate/Maléate (%) : 88/12 (par RMN-1H du brut réactionnel : δ(Fumarate) 6.75 (q, 1H,

CH=CCH3, 4J = 1.5 Hz), δ(Maléate) 5.8 (q, 1H, CH=CCH3,

4J = 1.5 Hz)

Rdt (3 étapes) = 47% (du fumarate trans après purification)

Rf = 0.3 (Chex/DCM : 1/1)

tr = 1.81 min

MS (ES+) m/z: 187.1 (M+ H) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 1.28 (2 t, 6H, 2xOCH2CH3, 3J = 7.2Hz), 2.25 (d, 3H,

CH=CCH3, 4J = 1.6 Hz), 4.21 (2q, 4H, 2xOCH2CH3,

3J = 7.2 Hz), 6.75 (q, 1H, CH=CCH3,

4J

= 1.5 Hz)


- 157 -


166.15, 167.34.

• (E)-2-éthylbut-2-ène-1,4-dioate de diéthyle (13b)


CH=CCH2CH3), δ(Maléate) 5.77 (t, 1H, CH=CCH2, 4J = 1.7Hz)

Rdt (3 étapes) = 30% (du fumarate après purification)

Rf = 0.33 (Chex /DCM : 1/1)

tr = 2.22 min

MS (ES+) m/z: 201.2 (M+ H) +

RMN 1H (200 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 1.06 (q, 3H, CH3CH2, 3J = 7.5 Hz), 1.29 (2t, 6H,

2xOCH2CH3, 3J = 7.2 Hz), 2.76 (q, 2H, CH=CCH2CH3,

4J = 7.5 Hz), 4.21 (2q, 4H,

2xOCH2CH3, 3J = 7.2 Hz), 6.68 (s, 1H, CH=CCH2CH3)


126.24, 149.77, 165.89, 167.05.

• (E)-2-propylbut-2-ène-1,4-dioate de diéthyle (13c)


- 158 -


CH=CCH2), δ(Maléate) 5.77 (t, 1H, CH=CCH2, 4J = 1.5Hz)

Rdt (3 étapes) = 33% (du Fumarate après purification)

Rf = 0.53 (Chex/DCM : 1/1)

tr = 2.31 min

MS (ES+) m/z: 215.14 (M+ H) +

RMN 1H (200 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 0.89 (q, 3H, CH3CH2, 3J = 7.3 Hz), 1.26 (2t, 6H,

2xOCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 1.45 (m, 2H, CH3CH2CH2), 2.71 (t, 2H, CH=CCH2,

4J = 7.5 Hz),

4.18 (2q, 4H, 2xOCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 6.68 (s, 1H, CH=CCH2)


126.60, 148.36, 165.88, 167.16.

• (E)-2-isopropylbut-2-ène-1,4-dioate de diéthyle (13d)


CH=CCH2), δ(Maléate) 5.75 (d, 1H, CH=CCH2, 4J = 1.4Hz)


Rf = 0.34 (Chex/DCM : 1/1)

tr = 2.27 min

MS (ES+) m/z: 215.2 (M+ H) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 1.18 (d, 6H, (CH3)2CH, 3J = 7.0 Hz), 1.29 (2t, 6H,

2xOCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 3.74 (dt, 2H, CH=CCH, 3

J = 7.0 Hz), 4.2 (2q, 4H, OCH2CH3, 3J =

7.2 Hz), 6.42 (s, 1H, CH=CCH2)


165.87, 167.04.


- 159 -

• (E)-2-butylbut-2-ène-1,4-dioate de diéthyle (13e)

O

O

O

O

C12H20O4

228,28 g/mole

Liquide Jaune


CH=CCH2), δ(Maléate) 5.70 (d, 1H, CH=CCH2, 4J = 1.5Hz)


Rf = 0.34 (Chex/DCM : 1/1)

tr = 2.58 min

MS (ES+) m/z: 229.2 (M+ H) +

RMN 1H (200 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 0.88 (t, 3H, CH3(CH2)3, 3J = 6.7 Hz), 1.24-1.37 (m,

10H, 2xOCH2CH3, CH3(CH2)2CH2), 2.73 (t, 2H, CH3(CH2)2CH2,

3J = 7.1 Hz), 4.2 (m, 4H,

2xOCH2CH3), 6.68 (s, 1H, CH=CCH2).

RMN 13C (75 MHz, CDCl3) : δC (ppm) 14.02, 14.3, 14.35, 22.96, 27.84, 31.54, 60.77, 61.62,

126.4, 148.69, 165.94, 167.24.

Procédure générale de la réaction d’Aminohydroxylation asymétrique de dérivés du

fumarate de diéthyle :

� Avec la Chloramine-T :

Une solution de K2[OsO2(OH)4] (0.04 mmole, 14.7 mg, 4 mol%) et de (1.5 mmoles, 423 mg,

3 éqts) de Chloramine-T dans de l'eau (2.5 mL) est ajoutée à une solution des fumarates 13a-f

(0.1 mmole, 10 mol%) et de ligand (DHQD)2PHAL (0.05 mmole, 39 mg, 5 mol%) dans (1.25

mL) d’ACN. Après 1 heure sous agitation à température ambiante la seconde fraction des

fumarates correspondants (0.9 mmole, 90 mol%) diluée dans de l'ACN (1.25 mL) est ajoutée.

La réaction est suivie par CCM; au bout de 5 heures, la réaction est arrêtée par ajout d’une

solution de Na2SO3 (357 mg) dans de l’eau (5.4 mL). Le milieu est extrait avec de l’AcOEt


- 160 -

(3x5.4 mL). L’ensemble de phases organiques est lavé avec de la saumure puis séché sur

MgSO4. Le solvant est évaporé et le résidu ainsi obtenu est purifié par HPLC préparative dans

un gradient d'acétonitrile dans l'eau contenant 0.1% de TFA.

• (2S,3S)-2-hydroxy-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioate de diéthyle

(14f)

Diol 15f /Aminoalcool 14f (%) : 25/75 (par RMN-1H du brut réactionnel)

Rdt = 65%

ee = 30%

tr = 1.78 min

HPLC Chirale (analytique) : Chiralcel-OD (90/10) Hexane/Isopropanol, 1.0 mL/min, 214

nm, 13.31 min (2S,3S), 17.10 min (2R,3R)

HPLC Chirale (semi préparative) : Chiralpak IC (250 x 10 mm), (50/50) Hexane/Ethanol,

5.0 mL/min, 254 nm, 14f : 5.42 min (2S,3S), 14’f : 7.65 min (2R,3R)

[[[[αααα]]]]D20

(2S,3S) : +31.0 (c = 0.5, DCM)

Pf (2S,3S) = 77-79°C

MS (ES+) m/z: 360.2 (M+ H) +, 377.2 (M+NH4) +

RMN 1H (300 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 1.08 (t, 3H, OCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 1.29 (t, 3H,

OCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 2.38 (s, 3H, CH3C6H4SO2), 3.55 (s, 1H, OH), 4.11 (m, 4H,

2xCH3CH2O), 4.36 (d, 1H, CHNH, 3J = 10 Hz), 4.58 (d, 1H, CHOH, 3J = 2 Hz), 5.64 (d, 1H,

CHNH, 3J = 9.9 Hz), 7.25 (d, 2H, CH3C6H4, 3J = 8.3 Hz), 7.68 (d, 2H, C6H4SO2,

3J = 8.3 Hz)


127.46, 129.75, 136.94, 143.90, 168.53, 171.35.


- 161 -

Protocole de séparation du couple d’énantiomères du produit (14f) par HPLC chirale

semi préparative :

La séparation du couple d’énantiomères (2R,3R) et (2S,3S) de l’aminoalcool 14f a été réalisée

avec les conditions suivantes :

- Préparation de la solution : le composé 14f (environ 370 mg) est dissous dans 6 mL

d’éthanol.


- Conditions chromatographiques : Chiralpak IC (250 x 10 mm), dans un mélange

hexane/éthanol (50/50), avec un débit de 5 mL/min et une détection UV à 254 nm.

- Collection : L’énantiomère 14f (2S,3S) est collecté entre 5.5 et 6.8 minutes,

l’énantiomère 14’f (2R,3R) entre 7.3 et 10 minutes.

- Premier énantiomère élué : 247 mg de 14f (2S,3S) avec un ee > 99%.

- Second énantiomère élué : 117 mg de 14’f (2R,3R) avec un ee > 99%.

• (2S,3S)-2-hydroxy-2-méthyl-3-(4-méthylphénylsulfonamido) butane-1,4-dioate de

diéthyle (14a)

Diol 15a /Aminoalcool 14a (%) : 37/63 (par RMN-1H du brut réactionnel)

Rdt = 46%

ee = 28%

tr = 1.90 min


- 162 -


nm, 9.36 min (2R,3R), 12.7 min (2S,3S)

HPLC Chirale (semi préparative) : Chiralpak IC (250 x 10 mm), (80/10/10) Hexane/

Chloroforme/Ethanol, 5.0 mL/min, 254 nm, 14’a : 13.17 min (2R,3R), 14a : 16.25 min

(2S,3S)

[[[[αααα]]]]D20

(2S,3S) : -33.3 (c = 0.5, DCM)

Pf (2S,3S) = 90-92°C

MS (ES+) m/z: 374.1 (M+ H) +, 391.1 (M+NH4) +


RMN 1H (300 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 1.05 (t, 3H, OCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 1.3 (t, 3H,

OCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 1.42 (s, 3H, CH3C(OH)), 2.39 (s, 3H, CH3C6H4SO2), 3.85 (m, 2H,

CH3CH2O), 4.22 (m, 3H, CH3CH2O, CHNH), 5.44 (d, 1H, CHNH, 3J = 10.9 Hz), 7.25 (d,

2H, CH3C6H4, 3J = 8.3 Hz), 7.67 (d, 2H, C6H4SO2,

3J = 8.3 Hz)


127.61, 129.78, 136.83, 143.99, 168.33, 174.11.

Protocole de séparation du couple d’énantiomères du produit (14a) par HPLC chirale

semi préparative :

L’aminoalcool 14a est très peu soluble dans l'éthanol. Il a donc fallu le solubiliser dans

le chloroforme et donc utiliser une phase stationnaire chirale compatible avec le chloroforme.

- Préparation de la solution : le composé 14a (environ 320 mg) est dissous dans

40 mL de mélange (chloroforme/hexane/éthanol : 6/1/3).

- Injection : 40 fois 1 mL, toutes les 20 minutes.



UV à 254 nm.

- Collection : L’énantiomère 14’a (2R,3R) est collecté entre 12.5 et 14 minutes,

l’énantiomère 14a (2S,3S) entre 15 et 19 minutes.

- Premier énantiomère élué : 120 mg de 14’a (2R,3R) avec un ee > 99%.

- Second énantiomère élué : 190 mg de 14a (2S,3S) avec un ee > 99%.


- 163 -

• (2S,3S)-2-hydroxy-2-éthyl-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioate de

diéthyle (14b) :

Diol 15b /Aminoalcool 14b (%) : 21/79 (par RMN-1H du brut réactionnel)

Rdt = 66%

ee = 26%

tr = 2.10 min


nm, 8.06 min (2R,3R), 8.63 min (2S,3S)

HPLC Chirale (semi préparative) : Chiralpak IC, (90/10) Hexane/Ethanol, 5.0 mL/min, 254

nm, 14’b :19.84 min (2R,3R), 14b : 23.75 min (2S,3S)

[[[[αααα]]]]D20

(2S,3S) : -35.0 (c = 0.5, DCM)

Pf (2S,3S) = 69-70°C

MS (ES+) m/z: 388.28 (M+ H) +, 405.11 (M+NH4) +, 410.24 (M+Na) +


RMN 1H (300 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 0.79 (t, 3H, CH3CH2, 3J = 7.4 Hz), 1.03 (t, 3H,

OCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 1.3 (t, 3H, OCH2CH3,

3J = 7.1 Hz), 1.62 (dq, 1H, CH3CHαHβ, 3J =

7.4 Hz, 2J = 14.6 Hz), 1.86 (dq, 1H, CH3CHαHβ, 3

J = 7.4 Hz, 2J = 14.6 Hz), 2.38 (s, 3H,

CH3C6H4SO2), 3.7 (s, 1H, CH3CH2C(OH)), 3.8 (m, 2H, CH3CH2O), 4.23 (m, 3H, CH3CH2O,

CHNH), 5.51 (d, 1H, CHNH, 3J = 11.0 Hz), 7.25 (d, 2H, CH3C6H4, 3J = 8.3 Hz), 7.67 (d, 2H,

C6H4SO2, 3J = 8.3 Hz)


79.58, 127.6, 129.74, 136.82, 143.94, 168.34, 173.24.


- 164 -

Protocole de séparation du couple d’énantiomères du produit (14b) par HPLC chirale

semi préparative :

- Préparation de la solution : le composé 14b (environ 420 mg) est dissous dans

4.2 mL d’éthanol.



hexane/éthanol (90/10), avec un débit de 5 mL/min et une détection UV à 254 nm.

- Collection : L’énantiomère 14’b (2R,3R) est collecté entre 16.5 et 20 minutes,

l’énantiomère 14b (2S,3S) entre 21.2 et 30 minutes.

- Premier énantiomère élué : 170 mg de 14’b (2R,3R) avec un ee > 99%.

- Second énantiomère élué : 203 mg de 14b (2S,3S) avec un ee > 99%.

• (2S,3S)-2-hydroxy-2-propyl-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioate de

diéthyle (14c)

Diol 15c /Aminoalcool 14c (%) : 33/67 (par RMN-1H du brut réactionnel)

Rdt = 62%

ee = 28%

tr = 2.20 min


- 165 -


nm, 7.20 min (2R,3R), 7.76 min (2S,3S)

HPLC Chirale (semi préparative) : Chiralpak IA (250 x 10 mm), (80/10/10) Hexane/

Chloroforme/Ethanol, 5.0 mL/min, 254 nm, 14’c : 8.43 min (2R,3R), 14c : 9.93 min (2S,3S)

[[[[αααα]]]]D20

(2S,3S) : -40.0 (c = 0.5, DCM)

Pf (2S,3S) = 55-57°C

MS (ES+) m/z: 402.1 (M+ H) +, 419.1 (M+NH4) +, 423.9 (M+Na) +


RMN 1H (300 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 0.84 (t, 3H, CH3CH2, 3J = 7.2 Hz), 0.97 (m, 1H,

CH3CHαHβ), 1.38 (m, 1H, CH3CHαHβ), 1.03 (t, 3H, OCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 1.3 (t, 3H,

OCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 1.53 (m, 1H, CH2CHαHβC(OH)), 1.79 (m, 1H, CH2CHαHβC(OH)),

2.38 (s, 3H, CH3C6H4SO2), 3.81 (q, 2H, CH3CH2O, 3J = 7.1 Hz), 4.04 (s, 1H, OH), 4.21 (m,

3H, CH3CH2O, CHNH), 5.56 (dd, 1H, CHNH, 3J = 11.1 Hz, 5

J = 2 Hz), 7.25 (d, 2H,

CH3C6H4, 3J = 8.3 Hz), 7.66 (d, 2H, C6H4SO2,

3J = 8.3 Hz)


63.42, 79.13, 127.58, 129.73, 136.81, 143.95, 168.40, 173.35.

Protocole de séparation du couple d’énantiomères du produit (14c) par HPLC chirale

semi préparative :

- Préparation de la solution : le composé 14c (environ 310 mg) est dissous dans

40 mL de mélange (chloroforme/hexane/éthanol : 4/3/3).


- Conditions chromatographiques : Chiralpak IA (250 x 10 mm), dans un mélange

- hexane/chloroforme/éthanol (80/10/10), avec un débit de 5 mL/min et une détection

UV à 254 nm.

- Collection : L’énantiomère 14’c (2R,3R) est collecté entre 8 et 9.5 minutes,

l’énantiomère 14c (2S,3S) entre 10 et 13 minutes.

- Premier énantiomère élué : 136 mg de 14’c (2R,3R) avec un ee > 99.5%.

- Second énantiomère élué : 154 mg de 14c (2S,3S) avec un ee = 98,6 %.


- 166 -

• (2S,3S)-2-hydroxy-2-isopropyl-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioate

de diéthyle (14d)

Diol 15d /Aminoalcool 14d (%) : 37/63 (par RMN-1H du brut réactionnel)

Rdt = 41%

ee = 10%

tr = 2.16 min


nm, 7.35 min (2R,3R), 7.93 min (2S,3S)

MS (ES+) m/z: 402.2 (M+ H) +, 424.3 (M+Na) +


RMN 1H (300 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 0.9 (m, 6H, (CH3)2CH), 0.99 (t, 3H, OCH2CH3, 3J =

7.1 Hz), 1.3 (t, 3H, OCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 2.12 (dt, 1H, (CH3)2CH), 2.36 (s, 3H,

CH3C6H4SO2), 3.7 (m, 2H, CH3CH2O), 3.91 (s, 1H, OH), 4.24 (m, 3H, CH3CH2O, CHNH),

5.6 (d, 1H, CHNH, 3J = 11.3 Hz), 7.24 (d, 2H, CH3C6H4, 3J = 8.3 Hz), 7.66 (d, 2H, C6H4SO2,

3J = 8.3 Hz)


61.83, 63.25, 81.11, 127.55, 129.66, 136.83, 143.9, 169.18, 173.40.


- 167 -

• (2S,3S)-2-hydroxy-2-butyl-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioate de

diéthyle (14e)

Diol 15e /Aminoalcool 14e (%) : 28/72 (par RMN-1H du brut réactionnel)

Rdt = 59%

ee = 28%

tr = 2.41 min


nm, 11.9 min (2R,3R), 12.9 min (2S,3S)

HPLC Chirale (semi préparative) : Chiralpak IA (250 x 10 mm), (80/10/10) Hexane/

Chloroforme/Ethanol, 5.0 mL/min, 254 nm, 14’e : 8.01 min (2R,3R), 14e : 9.27 min (2S,3S)

[[[[αααα]]]]D20

(2S, 3S): -36.8 (c = 0.5, DCM)

Pf (2S, 3S)= 65-66°C

MS (ES+) m/z: 416.4 (M+ H) +, 438.2 (M+Na) +


RMN 1H (200 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 0.82 (t, 3H, CH3(CH2)2, 3J = 7.1 Hz), 0.93 (m, 1H,

CH3CHαHβ(CH2)2), 1.04 (t, 3H, OCH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 1.29 (m, 6H, CH3CHαHβ(CH2)2,

OCH2CH3, CH3CH2CH2), 1.55 (m, 1H, CH3(CH2)2CHαHβ), 1.81 (m, 1H, CH3(CH2)2CHαHβ),

2.38 (s, 3H, CH3C6H4SO2), 3.81 (q, 2H, CH3CH2O, 3J = 7.1 Hz), 4.22 (m, 3H, CH3CH2O,

CHNH), 5.47 (dd, 1H, CHNH, 3J = 11.1 Hz), 7.25 (d, 2H, CH3C6H4,

3J = 8.3 Hz), 7.67 (d,

2H, C6H4SO2, 3J = 8.3 Hz)


- 168 -

RMN 13C (75 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 14.01, 14.23, 21.70, 21.77, 25.59, 35.34, 61.10, 61.95,

63.43, 79.09, 127.61, 129.75, 136.84, 143.96, 168.38, 173.40.

Protocole de séparation du couple d’énantiomères du produit (14e) par HPLC chirale

semi préparative :

- Préparation de la solution : le composé 14e (environ 360 mg) est dissous dans 50

mL de mélange (chloroforme/hexane/éthanol : 4/3/3).


- Conditions chromatographiques : Chiralpak IA (250 x 10 mm), dans un mélange


UV à 254 nm.

- Collection : L’énantiomère 14’e (2R,3R) est collecté entre 8 et 9.4 minutes,

l’énantiomère 14e (2S,3S) entre 9.8 et 13 minutes.

- Premier énantiomère élué : 175 mg de 14’e (2R,3R) avec un ee > 99.5%.

- Second énantiomère élué : 175 mg de 14e (2S,3S) avec un ee = 99%.

� Aminohydroxylation avec la Chloramine-M :

Le ligand (DHQD)2PHAL (10.5 mg, 13.44 µmole, 5 mol%) et les fumarates correspondants

(0.269 mmole, 1 éqt) sont dissous dans de l’ACN (0.67 mL). De l'eau (0.67 mL), de la

Chloramine-M (0.806 mmoles, 122 mg, 3 éqts), du K2[OsO2(OH)4] (10.7 µmole, 4 mg, 4

mol%) et du t-BuOCl ( 14.5 mg , 0.134 mmole, 0.5 éqt) sont ajoutées successivement. La

réaction est suivie par CCM. Après 1 heure et 30 minutes d'agitation, la réaction est arrêtée

par ajout d’une solution 0.5M de Na2SO3 (1.4 mL). Les deux phases sont séparées, la phase

aqueuse est lavée 3 fois avec de l’AcOEt. L’ensemble de phases organiques est lavé avec de

la saumure puis séché sous MgSO4. Le solvant est évaporé et le résidu ainsi obtenu est

sublimé à T= 80°C pendant 8 heures, afin d’éliminer l’excès du méthanesulfonamide et du

produit dihydroxylé formés dans la réaction.


- 169 -

• (2S,3S)-2-hydroxy-3-(méthylsulfonamido)butane-1,4-dioate de diéthyle (16f)

Rdt = 30%

ee = 96%


nm, 19.41 min (2R,3R), 14.51 min (2S,3S)

MS (ES+) m/z: 284.1 (M+ H) +, 301.1 (M+NH4)+, 306.1 (M+Na) +


RMN 1H (200 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 1.04 (m, 6H, 2xOCH2CH3), 2.95 (s, 3H, CH3SO2),

4.28 (m, 4H, 2xCH3CH2O), 4.56 (dd, 1H, CHNH, 3J = 10.2 Hz, 3

J = 2.0 Hz), 4.72 (d, 1H,

CHOH, 3J = 2.0 Hz), 5.48 (d, 1H, CHNH, 3J = 10.2 Hz)

RMN 13C (75 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 14.25, 14.30, 41.86, 58.71, 62.96, 63.36, 71.82,

169.43, 171.42.

• (2S,3S)-2-hydroxy-2-méthyl-3-(méthylsulfonamido)butane-1,4-dioate de diéthyle (16a)

Rdt = 38%

ee = 44%


nm, 16.30 min (2R,3R), 10.85 min (2S,3S)


- 170 -

MS (ES+) m/z: 298.1 (M+ H) +,315.1 (M+NH4) +, 320.1 (M+Na) +

HRMS = 298.0963 g/mol (Masse calculée = 298,0960 g/mol)

RMN 1H (200 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 1.04 (m, 6H, 2xOCH2CH3), 1.51 (s, 3H, CH3C(OH)),

2.9 (s, 3H, CH3SO2), 3.94 (s, 1H, CHOH), 4.28 (m, 5H, 2xCH3CH2O, CHNH), 5.52 (d, 1H,

CHNH, 3J = 10.7 Hz)

RMN 13C (75 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 14.23, 14.35, 23.57, 41.56, 61.55, 62.62, 63.38, 76.36,

169.43, 174.24.

� Aminohydroxylation avec le Carbamate de benzyle (BnOCONH2) :

Synthèse du sel N-chloro-N-sodio carbamate de benzyle (BnOCONaCl) :

Une solution de carbamate de benzyle (1g, 6.61 mmoles, 1 éqt) dans du MeOH (5.3 mL) est

refroidie à 0°C. Le t-BuOCl (714 mg, 6.61 mmoles, 1 éqt) est ensuite ajouté. Après 15

minutes, sous agitation, à la même température, une solution de NaOH (278 mg, 6.94

mmoles, 1.05 éqt) dans du MeOH (3.3 mL) est ajoutée goutte à goutte. La réaction est laissée

10 minutes, sous agitation à température ambiante. Le solvant est ensuite évaporé; le solide

ainsi obtenu est trituré avec de l’éther diéthylique pour donner le sel N-chloro-N-sodio

carbamate de benzyle (BnOCONaCl) (980 mg, 70%).

• (2S,3S)-2-(benzyloxycarbonylamino)-3-hydroxysuccinate de diéthyle (18f)

Le fumarate de diéthyle (50 mg, 0.29 mmole, 1 éqt) et le (DHQD)2PHAL (11.3 mg, 14.53

µmole, 5 mol%) sont solubilisées dans de l’ACN(0.73 mL). De l’eau (0.73 mL), du

BnOCONaCl (181 mg, 0.87 mmole, 3 éqts) et du K2[OsO2(OH)4] (4.3 mg, 11.6 µmole, 4

mol%) sont ajoutés successivement. La réaction est arrêtée après 1 heure sous agitation à

température ambiante par ajout d’une solution 0,5M de Na2SO3 (1.4 mL). Les deux phases

sont séparées et la phase aqueuse est lavée 3 fois avec de l’AcOEt. L’ensemble des phases

organiques est lavé avec de la saumure puis séché sur MgSO4. Le solvant est évaporé et le

résidu obtenu est purifié par chromatographie sur gel de silice (éluant : Chex/

Chloroforme/Méthanol : 6/4/1) pour donner le produit désiré sous forme de poudre blanche

(53 mg, 54%).


- 171 -

O

O

O

NH

O

OH

O

O

C16H21NO7

339,34 g/mole

ee = 50%

tr = 1.73 min


nm, 12.86 min (2R,3R), 18.61 min (2S,3S)

MS (ES+) m/z: 340.1 (M+ H) +, 357.2 (M+NH4) +, 362.1 (M+Na) +


RMN 1H (200 MHz, CDCl3) : δ (ppm) 1.28 (m, 6H, 2xOCH2CH3), 3.17 (s, 1H, CHOH),

4.23 (m, 4H, 2xCH3CH2O), 4.69 (s, 1H, CHOH), 4.83 (d, 1H, CHNH, 3J = 9.7 Hz), 5.08 (s,

2H, CH2Ph), 5.53 (d, 1H, CHNH, 3J = 9.1 Hz), 7.32 (m, 5H, C6H5)

Procédure générale de la réaction de saponification de fonctions esters de dérivés (14a-f)

et (14’a-f) :

Les diesters diéthyliques 14a-f (2S,3S) et 14’a-f (2R,3R), (0.25 mmole) sont dilués dans une

solution aqueuse de LiOH.H2O (63 mg, 1.5 mmole, 1.3 mL) . La réaction est laissée sous

agitation à température ambiante et suivie par HPLC analytique jusqu’à disparition du diester.

Une solution de HCl (3N) est ajoutée au milieu afin du maintenir le pH du milieu à 2. Le

mélange est extrait 3 fois avec l’AcOEt. L’ensemble des phases organiques est séché sur

MgSO4 puis évaporé sous pression réduite pour donner les diacides correspondants 19a-f,

19’a-f sous forme de poudre blanche.


- 172 -

• Acides 2-hydroxy-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioïque (19f) et

(19’f)

NH

HO

O

OH

O

OH

SO

O

19f

(2S,3S)

C11H13NO7S

303,29 g/mole

Solide blanc

NH

HO

O

OH

O

OH

SO

O

19'f

(2R,3R)

C11H13NO7S

303,29 g/mole

Solide blanc

Diacide 19f (2S,3S) :

Temps de réaction : 1 heure

Rdt = 89%

Pf (2S,3S) = 123-125°C

tr = 0.98 min

[α]D20

(2S,3S) : +28.0 (c = 0.5, AcOEt)

Diacide 19’f (2R,3R) :

Temps de réaction : 1 heure

Rdt = 99%

Pf (2R,3R) = 123-125°C

tr = 0.98 min

[α]D20

(2R,3R) : -28.0 (c = 0.5, AcOEt)

MS (ES+) m/z: 304.1 (M+ H) +, 321.1 (M+NH4) +, 326.2 (M+Na) +


RMN 1H (300 MHz, D2O) : δ (ppm) 2.37 (s, 3H, CH3C6H4SO2), 4.39 (s, 1H, CHNH), 4.72

(s, 1H, CHOH), 7.35 (d, 2H, CH3C6H4, 3J = 8.3 Hz), 7.67 (d, 2H, C6H4SO2,

3J = 8.3 Hz)

RMN 13C (75 MHz, D2O) : δC (ppm) 21.14, 59.65, 72.18, 127.15, 130.11, 130.18, 135.31,

145.38, 173.62, 175.43.


- 173 -

• Acides 2-méthyl-2-hydroxy-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioïque

(19a) et (19’a)

Diacide 19a (2S,3S) :

Temps de réaction : 30 heures

Rdt = 99%

Pf (2S,3S) = 183-185°C (dégradation)

tr = 1.05 min

[α]D20

(2S,3S) : -12.0 (c = 0.5, AcOEt)

Diacide 19’a (2R,3R) :


Rdt = 99%

Pf (2R,3R) = 183-185°C (dégradation)

tr = 1.05 min

[α]D20

(2R,3R) : +14.0 (c = 0.5, AcOEt)

MS (ES+) m/z: 318.1 (M+ H) +, 335.1 (M+NH4) +, 339.9 (M+Na) +


RMN 1H (300 MHz, D2O) : δ (ppm) 1.15 (s, 3H, CH3), 2.26 (s, 3H, CH3C6H4SO2), 3.57 (s,

1H, CHNH), 7.2 (d, 2H, CH3C6H4, 3J = 8.3 Hz), 7.54 (d, 2H, C6H4SO2,

3J = 8.3 Hz)

RMN 13C (75 MHz, D2O) : δC (ppm) 20.45, 23.11, 65.95, 77.73, 126.48, 129.00, 139.82,

141.82, 179.98, 181.21.


- 174 -

• Acides 2-éthyl-2-hydroxy-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioïque

(19b) et (19’b)

NH

HO

O

OH

O

OH

SO

O

19b

(2S,3S)

C13H17NO7S

331.34 g/mole

Solide blanc

NH

HO

O

OH

O

OH

SO

O

19'b

(2R,3R)

C13H17NO7S

331.34 g/mole

Solide blanc

Diacide 19b (2S,3S) :


Rdt = 97%


tr = 1.15 min

[α]D20

(2S,3S) : -31.3 (c = 0.5, AcOEt)

Diacide 19’b (2R,3R) :


Rdt = 97%


tr = 1.15 min

MS (ES+) m/z: 332.0 (M+ H) +, 349.9 (M+NH4) +, 354.1 (M+Na) +


RMN 1H (300 MHz, D2O) : δ (ppm) 0.68 (t, 3H, CH2CH3, 3J = 7.3 Hz), 1.23 (dq, 1H,

CHαHβCH3, 3J = 7.1 Hz, 2

J = 14.6 Hz), 1.6 (dq, 1H, CHαHβCH3, 3J = 7.1 Hz, 2

J = 14.6 Hz),

2.25 (s, 3H, CH3C6H4SO2), 3.54 (s, 1H, CHNH), 7.19 (d, 2H, CH3C6H4, 3J = 8.3 Hz), 7.52 (d,

2H, C6H4SO2, 3J = 8.3 Hz)


- 175 -

RMN 13C (75 MHz, D2O) : δC (ppm) 7.67, 20.42, 28.69, 66.24, 81.73, 126.43, 128.92,

140.14, 141.56, 179.93, 180.45.

• Acides 2-propyl-2-hydroxy-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioïque

(19c) et (19’c)

Diacide 19c (2S,3S) :


Rdt = 90%


tr = 1.27 min

[α]D20

(2S,3S) : -21.0 (c = 0.5, AcOEt)

Diacide 19’c (2R,3R) :


Rdt = 99%


tr = 1.27 min

[α]D20

(2R,3R) : +20.5 (c = 0.5, AcOEt)

MS (ES+) m/z: 346.1 (M+ H) +, 363.1 (M+NH4) +



- 176 -

RMN 1H (300 MHz, D2O) : δ (ppm) 0.79 (t, 3H, (CH2)2CH3, 3J = 7.2 Hz), 1.03 (m, 1H,

(CH2)2CH3), 1.29 (m, 2H, (CH2)2CH3), 1.62 (m, 1H, (CH2)2CH3), 2.34 (s, 3H, CH3C6H4SO2),

3.67 (s, 1H, CHNH), 7.28 (d, 2H, CH3C6H4, 3J = 8.3 Hz), 7.59 (d, 2H, C6H4SO2,

3J = 8.3 Hz)

RMN 13C (75 MHz, D2O) : δC (ppm) 13.87, 17.17, 20.66, 38.33, 66.13, 81.19, 126.77,

129.25, 139.68, 142.26, 179.65, 180.14.

• Acides 2-butyl-2-hydroxy-3-(4-méthylphénylsulfonamido)butane-1,4-dioïque

(19e) et (19’e)

NH

HO

O

OH

O

OH

SO

O

19e

(2S,3S)

C15H21NO7S

359,39 g/mole

Solide blanc

NH

HO

O

OH

O

OH

SO

O

19'e

(2R,3R)

C15H21NO7S

359,39 g/mole

Solide blanc

Diacide 19e (2S,3S) :


Rdt = 99%


tr = 1.41 min

[α]D20

(2S,3S) : -23.0 (c = 0.5, AcOEt)

Diacide 19’e (2R,3R) :


Rdt = 97%



- 177 -

tr = 1.41min

[α]D20

(2R,3R) : +24.0 (c = 0.5, AcOEt)

MS (ES+) m/z: 360.0 (M+ H) +, 377.0 (M+NH4) +, 382.0 (M+Na) +


RMN 1H (300 MHz, DMSO) : δ (ppm) 0.8 (t, 3H, CH3(CH2)2, 3J = 7.1 Hz), 0.89-1.35 (m,

4H, CH3(CH2)2CH2), 1.52 (m, 1H, CH3(CH2)2CHαHβ), 1.67 (m, 1H, CH3(CH2)2CHαHβ), 2.35

(s, 3H, CH3C6H4SO2), 3.99 (s, 1H, CHNH), 7.32 (d, 2H, CH3C6H4, 3J = 8.0 Hz), 7.61 (d, 2H,

C6H4SO2, 3J = 8.0 Hz)


126.85, 129.47, 137.85, 142.79, 169.45, 173.87.

Procédure générale de l'hydrolyse du groupement tosyle :

Dans un ballon monocol (25 mL), on introduit les différents diacides 19a-f et 19’a-f

(0.5 mmole) du phénol (148 mg, 1.57 mmole) et un excès d’une solution de HBr (33%) dans

l’acide acétique (2.8 mL). Le mélange est placé à reflux pendant 24 heures. La température de

la réaction est baissée à 50°C puis de l’eau (2.8 mL) est ajoutée. Après 30 minutes, la réaction

est arrêtée et le mélange réactionnel est extrait par de l'AcOEt. La phase aqueuse obtenue est

évaporée sous pression réduite après 3 extractions avec l'AcOEt.

Le brut réactionnel ainsi obtenu est acidifié par une solution d'HCl 6N (2 mL), puis le milieu

est placé sous reflux pendant 3h30 minutes. La solution est évaporée pour donner

l’hydrochlorhydrate d’acide aminé 20a-f et 20’a-f sous forme de poudre blanche après

plusieurs triturations dans l’éther puis l’acétate d’éthyle.

• Acides 2-amino-3-hydroxybutane-1,4-dioïque (20f) et (20’f)


- 178 -

Acide 20f (2S,3S) :

Rdt = 61%

[α]D20

(2S,3S) : -2.3 (c = 3.1, H2O)

Acide 20’f (2R,3R) :

Rdt = 52%

[α]D20

(2R,3R) : +1.6 (c = 1, H2O)

MS (ES+) m/z: 150.0 (M+ H) +, 103.8 (M-CO2H) +


RMN 1H (300 MHz, D2O) : δ (ppm) 4.19 (s, 1H, CHNH), 4.66 (s, 1H, CHOH)

RMN 13C (75 MHz, D2O) : δC (ppm) 57.14, 70.81, 172.59, 176.77.

• Acides 3-amino-2-hydroxy-2-méthylbutane-1,4-dioïque (20a) et (20’a)

NH2

HO

O

OH

O

OH

20a

(2S,3S)

C5H9NO5

163,13 g/mole

NH2

HO

O

OH

O

OH

20'a

(2R,3R)

C5H9NO5

163,13 g/mole

Acide 20a (2S,3S) :

Rdt = 73%

[α]D20

(2S,3S) : -3.8 (c = 3.3, H2O)

Acide 20’a (2R,3R) :

Rdt = 77%

[α]D20

(2R,3R) : +3.8 (c = 3.3, H2O)

MS (ES+) m/z: 164.1 (M+ H) +, 118.0 (M-CO2H) +, 186.0 (M+Na) +


RMN 1H (300 MHz, D2O) : δ (ppm) 1.49 (s, 3H, CH3), 3.81 (s, 1H, CHNH)

RMN 13C (75 MHz, D2O) : δC (ppm) 23.49, 60.47, 75.37, 174.57, 180.16.


- 179 -

• Acides 3-amino-2-hydroxy-2-éthylbutane-1,4-dioïque (20b) et (20’b) :

Acide 20b (2S,3S) :

Rdt = 73%

[α]D20

(2S,3S) : -3.1 (c = 3.5, H2O)

Acide 20’b (2R,3R) :

Rdt = 93%

[α]D20

(2R,3R) : +3.2 (c = 3.5, H2O)

MS (ES+) m/z: 178.1 (M+ H) +, 131.9 (M-CO2H) +


RMN 1H (300 MHz, D2O) : δ (ppm) 0.87 (t, 3H, CH2CH3, 3J = 7.1 Hz), 1.89 (m, 2H,

CH2CH3), 4.31 (s, 1H, CHNH)

RMN 13C (75 MHz, D2O) : δC (ppm) 7.09, 28.71, 58.10, 77.28, 169.19, 174.58.

Acides 3-amino-2-hydroxy-2-propylbutane-1,4-dioïque (20c) et (20’c)


- 180 -

Acide 20c (2S,3S) :

Rdt = 72%

[α]D20

(2S,3S) : -4.3 (c = 3, H2O)

Acide 20’c (2R,3R) :

Rdt = 63%

[α]D20

(2R,3R) : +3.0 (c = 3, H2O)



RMN 1H (300 MHz, D2O) : δ (ppm) 1.28 (t, 3H, (CH2)2CH3, 3J = 6.7 Hz), 1.55 (m, 1H,

(CH2)2CH3), 1.81 (m, 1H, (CH2)2CH3), 2.16 (m, 2H, (CH2)2CH3), 4.42 (s, 1H, CHNH)

RMN 13C (75 MHz, D2O) : δC (ppm) 14.56, 17.27, 38.79, 60.63, 77.75, 179.4, 179.44.

Acides 3-amino-2-hydroxy-2-butyl butane-1,4-dioïque (20e) et (20’e)

Acide 20e (2S,3S) :

Rdt = 31%

[[[[αααα]]]]D20

(2S,3S) : -3.7 (c = 2, H2O)

Acide 20’e (2R,3R) :

Rdt = 38%

[α]D20

(2R,3R) : +3.0 (c = 2, H2O)


- 181 -



RMN 1H (300 MHz, D2O) : δ (ppm) 0.87 (m, 3H, CH3(CH2)3), 1.07-1.92 (m, 6H,

CH3(CH2)3), 3.46 (s, 1H, CHNH)

RMN 13C (75 MHz, D2O) : δC (ppm) 13.4, 22.45, 26.00, 35.93, 62.13, 80.73, 179.88, 180.31.

ANNEXE

Séparation des énantiomères (2S,3S) et (2R,3R) d’aminoalcools (5a-c) et (14a-f) par HPLC Chirale semi préparative

NHTs

CO2EtEtO2C

OH

NHTs

CO2EtEtO2C

OH

NHTs

CO2EtEtO2C

OH

NHTs

CO2EtEtO2C

OH

14a

(2S,3S)

14a

(2S,3S)

14'a

(2R,3R)

14'a

(2R,3R)

RESUME (En français) :

Nos travaux ont porté sur la mise au point de synthèse de nouveaux dérivés β-

substitués β-hydroxy aspartates : Inhibiteurs du transport du glutamate dans le système

nerveux centrale (SNC).

Ces analogues d’aspartates ont été caractérisés par différentes méthodes

spectroscopiques (RMN-1H, RMN-13C et HRMS) et leur pureté énantiomérique a été

confirmée par analyses HPLC chirale et des mesures de pouvoir rotatoire.

Ce manuscrit est organisé en trois chapitres : la première partie présente un point

bibliographique sur le système glutamatergique dans le SNC, en rappelant les différents

récepteurs et transporteurs du glutamate dans ce système ainsi leurs agonistes et antagonistes

spécifiques.

Puis, nous avons décrit un aperçu sur les différentes synthèses de dérivés aspartates β-

substitués et leurs activités inhibitrices vers les transporteurs du Glu dans le SNC.

Afin d’avoir une grande diversité dans la structure les dérivés β-substitués β-hydroxy

aspartates et réduire le temps de préparation et le nombre d’étapes de synthèse, nous avons

développé dans la troisième partie de ce manuscrit deux stratégies originales et récentes pour

préparer des dérivés β-substitués β-hydroxy aspartates via une aminohydroxylation

asymétrique de Sharpless, qui est considérée comme l’étape clé dans cette synthèse.

Enfin, Les résultats préliminaires de tests biologiques sur les dérivés β-substitués β-

hydroxy aspartates protégés montrent que ces composés ne présentent aucune toxicité vers les

cellules nerveuses de l’hippocampe de rat. L'étude de la cytotoxicité et l’activité inhibitrice de

dérivés β-substitués β-hydroxy aspartates totalement déprotégés vis à vis du transport du

glutamate dans le SNC sont actuellement en cours.

Mots Clés :

Système Nerveux Central, Synapse, Transporteurs du Glutamate, Dérivés β-

hydroxyaspartates, Cytotoxicité, Tests MTT, Aminohydroxylation Asymétrique,

(DHQD)2PHAL, Aminoalcool, Diol.

Titre (en anglais):

Synthesis of new optically pure β-substituted β-hydroxy aspartic acid derivatives: Inhibitors

of glutamate transport in the Central Nervous System (CNS).

RESUME (en anglais):

Our work focused on the development of synthesis of originals β-substituted β-

hydroxy aspartates derivatives: Inhibitors of glutamate transport in the central nervous system

(CNS).

These analogs of aspartate have been characterized by various spectroscopic methods

(1H-NMR, 13C-NMR and HRMS) and their enantiomeric purity was confirmed by chiral

HPLC analysis and αD measurement.

This manuscript is organized into three chapters: the first part presents a

bibliographical point of the glutamatergic system in CNS, recalling the different receptors and

glutamate transporters in this system and their specific agonists and antagonists.

Then, we described an overview of the various syntheses of β-substituted aspartates

derivatives and their inhibitory activities toward glutamate transporters in CNS.

In order, to have a great diversity in the structure of β-substituted β-hydroxy aspartates

derivatives and reduce preparation time and the number of synthetic steps, we have developed

in the third part of this manuscript two recent and original strategies for prepare β-substituted

β-hydroxy aspartates derivatives via asymmetric aminohydroxylation Sharpless, who is

considered the key step in this synthesis.

Finally, preliminary results of biological tests on optically pure aspartates derivatives

showed no toxicity to nerve cells of the rat hippocampus. The study of the inhibitory activity

of these derivatives towards transport of glutamate in CNS is currently underway.

du glutamate dans le Système Nerveux Central (SNC)

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