Pembahasan gabungani

5/13/2018 Pembahasan gabungani - slidepdf.com

http://slidepdf.com/reader/full/pembahasan-gabungani 1/19

GelatinisasiA. Pembahasan

Praktikum sifat gelatinisasi dan hidrolisis pati bertujuan untuk mengetahui sifat gelatinisasidan hidrolisis dari berbagai macam pati. Pati yang di uji dalam praktikum ini yaitu pati jagung, pati beras, pati ubi, pati ganyong, pati kentang, dan pati singkong. Pati merupakan homopolimer glukosa dengan ikatan α-glikosidik yang disusun oleh unit D-glukopiranosa. Pati terdiri dari duafraksi yang dapat dipisahkan dengan air panas, fraksi terlarut disebut amilosa dan fraksi tidak terlarut disebut amilopektin. Sifat-sifat fisik dan kimia pati berbeda-beda, bergantung pada bahandasarnya.

Sifat GelatinisasiUntuk uji sifat gelatinisasi pada percobaan 1, dilakukan pengamatan granula pati dibawah

mikroskop dengan membandingkan granula pati sebelum dan sesudah dipanaskan. Sebelumdiamati dibawah mikroskop, granula pati diberi air terlebih dulu untuk memicu terjadinyagelatinisasi. Gelatinisasi pati terjadi dengan perusakan ikatan hidrogen intramolekuler yang berfungsi untuk mempertahankan integritas granula. Kemampuan menyerap air yang besar pada pati diakibatkan karena molekul pati mempunyai jumlah gugus hidroksil yang sangat besar.

Perlakuan panas pada granula pati bertujuan untuk mengetahui besarnya pembengkakan

granula pati dan juga untuk mengetahui suhu gelatinisasi dari masing-masing pati. Penambahan panas akan menyebabkan granula pati mengalami peningkatan volume menjadi lebih besar.

Penambahan air pada pati akan membentuk suatu sistem dispersi pati dengan air, karena patimengandung amilosa dan amilopektin yang mempunyai gugus hidroksil yang reduktif. Gugushidroksil akan bereaksi dengan hidrogen dari air. Dalam keadaan dingin viskositas sistemdispersi pati air hanya berbeda sedikit dengan viskositas air, karena ikatan patinya masih cukupkuat sehingga air belum masuk ke dalam granula pati. Setelah dipanaskan ikatan hidrogen antaraamilosa dan amilopektin mulai melemah sehingga air semakin mudah terpenetrasi ke dalamsusunan amilosa dan amilopektin dan terjadi pembengkakan granula.

Pada semua jenis sampel, granula pati mengalami pembengkakan setelah dipanaskan. Pati jagung mempunyai suhu gelatinisasi 72oC, pati beras 60oC, pati ubi 76,5oC dan 86,5oC, pati

ganyong 65

o

C dan 85

o

C, pati kentang 72

o

C dan 66

o

C, dan pati singkong 80

o

C dan 85

o

C.Sedangkan dari data teoritis disebutkan bahwa suhu gelatinisasi dari pati jagung 62-72 oC, pati beras 68-78oC, pati ubu 78,8oC, pati ganyong 72oC, pati kentang 58-68oC, dan pati singkong 52-64oC.

Pada percobaan 2 dilakukan untuk mengetahui reaksi warna pati dengan iodium. Bila patiditambahkan larutan iodine, pati akan berikatan dengan iodium dan menghasilkan warna biru.Struktur molekul pati berbentuk spiral sehingga akan mengikat molekul iodium dan membentuk warna biru.

Hidrolisis PatiProses hidrolisis pati pada dasarnya pemutusan rantai polimer pati (C 6H10O5)n menjadi unit-

unit glukosa atau dekstrosa (C6H12O6). Pada percobaan 1, hidrolisis pati dilakukan dengan katalisasam dengan menambahkan 10 tetes HCl pekat. Larutan asam HCl akan menghidrolisis pati

melalui proses pemotongan rantai, hasil pemotongannya adalah campuran dekstrin, maltosa danglukosa.

Setelah itu ditambahkan larutan fehling untuk mengetahui hidrolisis berjalan sempurna atautidak. Jika hidrolisi berjalan sempurna, dengan adanya fehling larutan akan membentuk endapanmerah. Uji Fehling bertujuan untuk mengetahui adanya gugus aldehid. Reagent yang digunakandalam pengujian ini adalah Fehling A (CuSO4) dan Fehling B (NaOH dan KNa tartarat).

Reaksi yang terjadi dalam uji fehling adalah :



Pemanasan dalam reaksi ini bertujuan agar gugus aldehida pada sampel terbongkar ikatannyadan dapat bereaksi dengan ion OH- membentuk asam karboksilat. Cu2O (endapan merah bata)yang terbentuk merupakan hasil sampingan dari reaksi pembentukan asam karboksilat. Gugusaldehid ini salah satunya yaitu glukosa.

Pada percobaan 2, hidrolisis pati dilakukan dengan menggunakan enzim α- amilase.Hidrolosis pati dengan amilase dilakukan dengan menggunakan air ludah. Penggunaan air ludahini dikarenakan air ludah mengandung enzim amilase yang dapat menghidrolisis ikatan α(1-4) pada cabang sebelah luar glikogen dan amilopektin yang nantinya menghasilkan D-glukosa.Melalui enzim ini ikatan cabang pada pati dapat dihidrolisis sehingga dapat menguraikanglikogen dan amilopektin secara sempurna menjadi glukosa.

Enzim ditambahkan pada larutan pati kemudian dipanaskan selama 5 menit. Enzim α-amilase dapat menghidrolisis ikatan α- 1,4-glukosida secara spesifik. Hidrolisis amilosa oleh α-amilase terjadi melalui dua tahap. Tahap pertama adalah degradasi menjadi maltosa danmaltotriosa yang terjadi secara acak. Degradasi ini terjadi secara cepat diikuti pula denganmenurunnya viskositas dengan cepat. Tahap kedua relatif lambat dengan pembentukan glukosadan maltosa sebagai hasil akhir. Sedangkan untuk amilopektin, hidrolisis dengan α-amilasemenghasilkan glukosa, maltosa dan berbagai jenis α-limit dekstrin yang merupakanoligosakarida yang terdiri dari 4 atau lebih residu gula yang semuanya mengandung ikatan α-1,6glikosidik. Umumnya enzim α-amilase memotong ikatan di bagian tengah rantai sehinggamenurunkan kemampuan pati mengikat zat warna iodium. Semakin pucat warna iodine makareaksi hidrolisis berjalan sempurna, semakin kecil nilai absorbansinya reaksi berjalan sempurna.

B. Kesimpulan

Dari hasil percobaan sifat gelatinisai dan hidrolisis berbagai macam pati diperoleh hasil baha granula pati akan membengkan ketika dipanaskan. Dan didapat suhu gelatinisasi pati jagung 72oC, pati beras 60oC, pati ubi 76,5oC dan 86,5oC, pati ganyong 65oC dan 85oC, patikentang 72oC dan 66oC, dan pati singkong 80oC dan 85oC. Pati juga dapat berikatan denganiodium menghasilkan warna biru.

Hidrolisis pati dapat dilakukan dengan menambahkan HCl dan ketika ditambahkanlarutan fehling membentuk endapan merah yang menunjukkan adanya glukosa. Hidrolisis pati juga dilakukan dengan menambahkan enzim α-amilase dan ketika ditambahkan larutan iodineakan membetuk warna iodine yang pucat, itu artinya reaksi hidrolisis berjalan sempurna.

Fungsional proteinA. Pembahasan

Pada praktikum ini bertujuan untuk mengetahui stabilisasi emulsi dan stabilasi busa dalamtelur ayam kampung arab. Stabilisasi emulsi adalah kemampuan droplet emulsi untuk tetap dapatterdispersi tanpa mengalami koalerens, flokulasi dan creaming. Busa merupakan dispersi koloiddari fase gas dalam fase cair dimana gelembung buih terjadi saat putih telur dikocok ,sehinggagelembung udara akan terperangkap oleh putih telur. Sampel yang digunakan dalam praktikumini adalah telur kampung arab.

Pada pengujian stabilisasi emulsi yang dilakukan adalah mencampurkan 3 mL minyak kelapa dengan 7 mL isolate protein dengan kadar isolate 10% pada pH 8. Penambahan minyak

http://monruw.files.wordpress.com/2010/03/uji-fehling.jpg



kelapa pada isolate protein dimaksudkan agar terbentuk emulsi yang stabil dimana proteinsebagai zat emulsifier berperan dalam menurunkan tegangan permukaan secara bertahap antarakedua fase cairan yang tidak dapat bercampur,yaitu minyak dan air. Adanya penurunan tegangan permukaan secara bertahap akan menurunkan energi bebas yang diperlukan untuk pembentukanemulsi menjadi semakin minimal. Artinya emulsi akan menjadi stabil bila dilakukan penambahan emulsifier yang berfungsi untuk menurunkan energi bebas pembentukan emulsisemaksimal mungkin. Semakin rendah energi bebas pembentukan emulsi, maka emulsi akansemakin mudah terbentuk. Tegangan permukaan menurun karena terjadi adsorpsi oleh emulsifier pada permukaan cairan dengan bagian ujung yang polar berada di air dan ujung hidrokarbon pada minyak. selanjutnya Isolate protein diencerkan dengan air destilasi dengan kadar protein10% dan dikondisikan pada pH 8. Pengenceran ini dimaksudkan untuk memperoleh air yangnantinya akan berfungsi sebagai pendispersi dengan minyak. Pengkondisian pH ini dimaksudkanuntuk menjaga kestabilan emulsi dan daya busa protein. Selanjutnya campuran tadidihomogenkan sampai buih yang didapat maksimal. Penghomogenan dilakukan untuk memecahkan butiran-butiran protein hingga dapat terbentuknya buih dan untuk mencampurkanlarutan. Kemudian campuran dimasukan kedalam gelas ukur 25 mL dan volume emulsi yangterjadi diukur.

Kemudian setelah didapat hasil dari stabilisasi emulsi kemudian dilanjutkan denganstabilasi busa. Dimana 50 mL isolat protein 10% yang dikondisikan pada pH 8 dikocok denganmixer. Pengkocokan isolat protein ini bertujuan untuk memecahkan butiran-butiran protein agar terbentuk buih yang maksimal. Setelah didapat buih yang maksimal kemudian sampel disimpankedalam gelas ukur 100 mL dan di hitung volume busa dan volume cairannya.

Berdasarkan data yang telah didapat hasil dari stabilisasi emulsi telur ayam kampung Arabmenunjukan volume emulsi pada waktu 30 menit didapat volume emulsi 2,2 mL, pada waktu 60menit kemudian didapat volume emulsi 2,05 mL,dan pada waktu 90 menit sampai 120 menittidak mengalami perubahan dengan volum emulsi 2,0 mL. Maka dari data tersebut dapatdisimpulkan bahwa stabilitas emulsi telur ayam kampung Arab tidak cukup stabil, dapat dilihatdari kurvanya yang menurun. Begitu juga dengan data dari stabilisasi emulsi semua telur yang

diuji mengalami penurunan volume emulsi selama 2 jam penyimpanan. Hal ini juga mungkindapat terjadi karena kesalahan dalam pembacaan karena permukaan emulsi yang tidak rata, dandimungkinkan karena pengaruh dari pH yang tidak sesuai. Dengan pH 8 larutan akan bersifat basa sehingga mempengaruhi kestabilan emulsi dan daya busa protein. Perubahan pH padasistem emulsi akan menyebabkan emulsi akan lebih mudah pecah. Dengan demikian emulsisemakin tidak stabil, Sedangkan kestabilan emulsi terjadi pada pH 7.

Selanjutnya berdasarkan data yang telah didapat dari hasil stabilitas busa telur ayamkampung Arab, telur bebek, telur ayam negeri dan telur ayam kampung mengalami kenaikanvolum air, itu berarti stabilitas busanya kurang baik karena busa yang terbentuk pecah selama 1 jam penyimpanan. Busa yang pecah melepaskan udara dan kembali dalam bentuk cairansehingga selama proses penyimpanan volum airnya bertambah. Hal ini mungkin dapat terjadikarena pengaturan pH yang kurang tepat sehingga mempengaruhi stabilitas busa, seharusnya

larutan dikondisikan pada pH 7. Sedangkan pada data hasil stabilitas busa telur ayam negeri dantelur entog mengalami penurunan volum air selama 1 jam penyimpanan, itu berarti cairanmembentuk busa selama penyimpanan. Hal tersebut mungkin dapat terjadi karena terjadinyakesalahan dalam pembacaan dan pengamatannya karena permukaan antara busa dan larutan yangtidak rata, dan dapat diakibatkan dari pengkondisian pH yang kurang sesuai.

B. Kesimpulan



Pada percobaan yang dilakukan dapat disimpulkan bahwa stabilisasi emulsi dan stabilasi busa telur ayam kampung Arab memiliki stabilitas yang kurang baik, hal ini dapat dipengaruhioleh kesalahan pembacaan dan pengamatan, dan kurang tepatnya pengaturan pH larutan.

Enzimatisa. Pir ➢ Penentuan Vmaks dan Km

Substrat Volume

enzim

Absorbansi

6 0,05 0,153

6 0,10 0,156

6 0,15 0,184

6 0,20 0,192

6 0,25 0,251

Substra

t (ml)

Enzim

(ml)

Waktu

(menit)

Absorban

si

6 0,25 1 0,375

6 0,25 3 0,431

6 0,25 5 0,480

6 0,25 7 0,404

6 0,25 9 0,506

Berdasarkan data diatas;Dik : persamaan garis y = 0.0159x + 0.3763Dit : Vmaks dan Km?Jawab:y = ax + ba=KmVmaks b=1Vmaksy = 0.0159x + 0.3763a = 0.0159, b = 0.3763Vmaks=1bVmaks=10.3763Vmaks = 2.6574a=KmVmaksKm = a x Vmaks

= 0.0159 x 2.6574= 0.0422 M

Kurva Antara Absorbansi terhadapKonsentrasi Enzim



Jadi, reaksi pencoklatan enzimatis pada sampel buah pir diperoleh Vmaks sebesar 2.6574 danKm sebesar 0.0422 M.

E. PembahasanPercobaan reaksi enzimatis ini dilakukan pada buah dan sayuran segar yaitu apel merah,

kentang, terong hijau, pisang, terong ungu dan pir untuk mengetahui Vmaks dan Km pada setiapsampel. Sebelum pengukuran pada perobaan ini dilakukan preparasi terlebih dahulu. Buah dansayuran dikupas terlebih dahulu sambil direndam dalam air, hal ini dilakukan untuk mencegah pencoklatan. Untuk menghasilkan ekstrak enzim, sampel diblender dan dihasilkan ekstrak berwarna coklat. Hal ini menunjukan terjadi reaksi pencoklatan yang melibatkan perubahan dari bentuk kuinol menjadi kuinon, dimana reaksinya sebagai berikut;

Ketika buah dan sayuran dikupas dan dipotong, enzim yang tersimpan di dalam jaringannya akan terbebas. Kemudian enzim tersebut mengalami kontak dengan oksigen diudara, fenolase akan mengkatalisis konversi biokimia dari komponen fenolik yang ada pada buahdan sayuran sehingga komponen tersebut berubah menjadi pigmen coklat atau melanin yangterjadi akibat reaksi lebih lanjut dari gugus monophenol menjadi o-hidroksi phenol, yangselanjutnya diubah lagi menjadi o-kuinon dan gugus o-kuinon yang akan mengalami reaksi lebihlanjut yaitu polimerisasi sehingga menghasilkan melanin yang menghasilkan warna coklat.Pencoklatan enzimatis umumnya terjadi pada pH antara 5,0-7,0 dan pada temperatur yangcenderung hangat sehingga pada percobaan ini dilakukan ekstrak direndaman dalam penangas esuntuk menghambat reaksi pencoklatan tersebut karena reaksi enzimatis sangat dipengaruhi olehsuhu dimana pada saat suhu rendah reaksi akan berlangsung lambat.

Sama halnya pada pembuatan larutan standar terbentuk larutan berwarna coklat akibatenzim yang ada dalam ekstrak yaitu enzim PPO bereaksi dengan substrat yaitu katekol sehinggaterjadi reaksi pencoklatan. Saat direaksikan dengan katekol pada setiap sampel ekstrak buah dansayuran menghasilkan larutan yang intensitas warnanya berbeda-beda. Seperti pada apel ketikadireaksikan antara ektrak dengan katekol menghasilkan larutan berwarna kuning kecoklatansedangkan pada kentang menghasilkan larutan berwarna coklat dimana intensitas warnacoklatnya lebih tinggi dibandingkan sampel apel. Hal ini terjadi karena kandungan enzim PPOdalam setiap buah dan sayuran itu berbeda sehingga ketika direaksikan dengan substrat akanmenghasilkan warna coklat yang berbeda pula. Dimana semakin coklat maka kandungan enzimPPO dalam sampel tersebut tinggi.

Selain pH dan suhu kerja enzim juga dipengaruhi oleh konsentrasi enzim dimana

kecepatan suatu reaksi yang menggunakan enzim tergantung pada konsentrasi enzim tersebut.Pada substrat tertentu kecepatan reaksi bertambah dengan bertambanya konsentrasi enzim akantetapi pada batas konsentrasi tertentu tidak akan terjadi kenaikan kecepatan reaksi walaupunkonsentrasi enzim diperbesar. Pada percobaan bahwa pada sampel kentang, terong hijau, terongungu dan pir dengan kenaikan konsentrasi enzim dari 0.05-0.25 menghasilkan absorbansi yangsemakin tinggi, hal ini menunjukan bahwa kecepatan reaksinya meningkat dengan bertambahyakonsentrasi enzim dimana absorbansi maksimum terjadi pada ekstrak enzim 0.25 ml. Sedangkan pada sampel buah apel dan pisang bahwa pada ekstrak 0.20 menghasilkan abosrbansi maksimum



hal ini menunjukan bahwa pada batas konsentrasi tertentu tidak akan terjadi kenaikan kecepatanreaksi.

Kecepatan reaksi maksimum (Vmaks) terjadi ketika konsentrasi kompleks enzim substratsama dengan konsentrasi enzim total, [ES]=[Eo]. Berdasarkan percobaan dihasilkan Vmakssetiap sampel berbeda dimana Vmaks terbesar hingga terkecil yaitu apel, pisang, kentang, teronghijau, pir dan terong ungu. Hal ini terjadi karena konsentrasi enzim dalam setiap sampel sayurandan buah berbeda sehingga akan menghasilkan kecepatan reaksi yang berbeda pula.

Berdasarkan percobaan selain menentukan harga Vmaks juga menentukan harga Km,dimana diperoleh bahwa harga Km terbesar hingga terkecil yaitu berturut-turut kentang, apel,terong hijau, pisang, terong ungu dan pir. Harga Km menunjukan kekuatan interaksi enzimdengan substrat dimana harga Km besar menunjukan ikatan antara enzim dengan susbtrat kuatsedangkan harga Km kecil menunjukan ikatan antara enzim dengan substrat lemah.

F. KesimpulanBerdasarkan percobaan reaksi pencoklatan enzimatis pada buah dan sayuran apel merah,

kentang, terong hijau, pisang, terong ungu dan pir diperoleh bahwa kandungan enzim PPO setiapsampel berbeda. Selain itu bahwa suhu dan konsentrasi enzim mempengaruhi kerja enzim.

Berdasarkan percobaan bahwa kecepatan reaksi maksimum (Vmaks) berturut-turut dari yangterbesar hingga terkecil yaitu apel, pisang, kentang, terong hijau, pir dan terong ungu sedangkanharga Km yang dihasilkan dari yang terbesar hingga terkecil berturut-turut yaitu kentang, apel,terong hijau, pisang, terong ungu dan pir. Berdasarkan percobaan diperoleh bahwa ikatan enzimdengan substrat pada kentang kuat sedangkan pada pir ikatan antara enzim dengan substratlemak.

NonenzimatisPembahasanPengaruh Gula dan Anion pada Reaksi Maillard

Reaksi Maillard adalah reaksi antara karbohidrat khususnya gula pereduksi dengan gugus

amina primer. hasilnya berupa produk berwarna coklat. Produk berwarna coklat ini terkadangdiinginkan, namun kadang-kadang malah menjadi pertanda penurunan mutu. Reaksi Maillardyang dikehendaki misalnya pada pemanggangan daging, roti,menggoreng ubi jalar dan singkong.Reaksi Maillard yang tidak diinginkan misalnya misalnya pada pengeringan susu atau telur.Gugus amino primer biasanya terdapat pada bahan awal berupa asam amino. Reaksi Maillard berlangsung melalui tahap berikut:

1. Aldosa (gula pereduksi) bereaksi dengan asam amino atau dengan gugus amino dari proteinsehingga dihasilkan basa Schiff.

2. Perubahan terjadi menurut reaksi amadori sehingga menjadi amino ketosa.3. Hasil reaksi amadori mengalami dehidrasi membentuk furfural dehida dari pentosa atau hidroksil

metil furfural dari heksosa.4. Proses dehidrasiselanjutnya menghasilkan produk antara berupa metil-dikarbonil yang diikuti

penguraia menghasilkan reduktor dan dikarboksil seperti metilglioksal, asetot, dan diasetil.5. Aldehida-aldehida aktif dari 3 dan 4 terpolimerisasi tanpa mengikutsertakan gugus amino

(disebut kondensasi aldol) atau dengangugus amino membentuk senyawa berwarna coklat yangdisebut melanoidin.

Reaksi Maillard berlangsung cepat pada suasana alkalis dan dalam bentuk larutan.Meskipun demikian, pada kadar air bahan 13% sudah terjadi pencoklatan. Gula nonreduksi tidak dapat melakukan reaksi Maillard selama tidakterjadi pemecahan ikatan glikosida yang dapatmembebasan monosakarida dengan gugus pereduksi. Aldopentosa lebih reaktif daripada



aldoheksosa. Fruktosa dalam keadaan murni tidak akan mengalami kondensasi dengan asamamino.

Pada saat glisin ditambahkan air, kemudian ditambahkan glukosa gelas kimia terasadingin, hal ini menandakan bahwa reaksi yang terjadi endoterm yaitu reaksi yang terjadimembutuhkan kalor. Saat larutan glisin dan glukosa tercampur (larutan tidak berwarna), hasil panasan campuran tersebut menghasilkan larutan berwarna kuning kecoklatan. Hal inimenujukkan telah terjadi reaksi pencoklatan non-enzimatis yang disebut reaksi Maillard. Glisinyang mengandung gugus amino akan bereaksi dengan gugus karbonil pada gula pereduksi.

Gambar 1 dan 2. Grafik absorbansi Reaksi Maillard dengan Pengaruh Glukosa + Glisinterhadap Waktu

Grafik dari 2 kelompok praktikum diatas memiliki kecenderungan peningkatan nilaiabsorbansi seiring dengan penambahan waktu pemanasan, dapat disimpulkan bahwa semakinlama waktu pemanasan reaksi pencoklatan semakin meningkat. Hal ini terjadi karena guguskarbonil dari gula bereaksi dengan gugus amino menghasilkan N-glikosamin dan air. Gugusglikosamin yang tidak stabil mengalami pengaturan kembali membentuk ketosamin.Selanjutnya

ketosamin mengalami dehidrasi yang selanjutnya menghasilkan reduktor. Kemudian terbentuk polimer nitrogen berwarna coklat(melanoidin).



Gambar 3 dan 4. Grafik absorbansi Reaksi Maillard dengan Pengaruh Glukosa + Glisinterhadap Waktu

Pada 2 grafik sukrosa + glisin diatas terlihat bahwa kurva yang terbentuk dari datacenderung tidak beraturan. Diperkirakan hal ini dipengaruhi oleh karena sukrosa pecah menjadiglukosa dan fruktosa. Pertama molekul sukrosa dipecah menjadi sebuah molekul glukosa dansebuah molekul fruktosan (fruktosa yang kekurangan satu molekul air). Suhu yang tinggi mampu

mengeluarkan sebuah molekul air dari setiap molekul glukosa sehingga terjadilah glukosan,suatu molekul yang analog dengan fruktosan. Gula-gula nonreduksi (sukrosa) tidak bereaksidengan protein pada suhu rendah, tetapi pada suhu tinggi ternyata dapat menimbulkan reaksiMaillard, yang pada suhu tinggi terjadi pemecahan ikatan glikosidik dari sukrosa danmenghasilkan glukosa dan fruktosa.

Pengaruh pH terhadap reaksi MaillardSeperti yang telah disebutkan diatas bahwa reaksi Maillard bereaksi cepat pada alkalis

atau basa. Hal ini dibuktikan pada grafik dibawah ini



Gambar 5. Grafik absorbansi Reaksi Maillard Pada Suasana Basa terhadap Waktu

Pada grafik diatas,semakin lama suhu pemanasan, semakin besar juga nilaiabsorbansinya. Ini terjadi karena reaksi Maillard yang terjadi pada suasana basa, dimana gula pereduksi bereaksi dengan senyawa amina (glisin) menghasilkan melanoidin yang menyebabkanwarna coklat dapat stabil dalam suasana basa. Lamanya pemanasan mempengaruhi kecepatanreaksi pencoklatan. Ini dikarenakan suhu menaikkan energi kinetik molekul sehingga tumbukanyang terjadi antar molekul glisin dan glukosa menjadi lebih banyak dan cepat terjadi. Semakinlamanya pemanasan, reaksi antara glisin dan glukosa yang menyebabkan pencoklatan pun lebih banyak terjadi.

Gambar 6. Grafik absorbansi Reaksi MaillardPada Suasana Basa terhadapWaktu

Pada grafik suasana basakedua, dapat dilihat terdapat puncak yang seharusnya kurva berbentuk linear mendekati garis



lurus dengan peningkatan nilai absorbansi seiring dengan lamanya pemanasan yang diberikan.Kurva yang menyimpang ini bisa disebabkan beberapa faktor seperti kesalahan pembuatanlarutan sampel yang mengakibatkan pembacaan absorbansi oleh instrumen tidak benar. Selain itularutan sampel yang akan diukur sempat tidak terbaca oleh instrumen A > 1.000 sehinggadiperlukan pengenceran yang tidak dihitung banyaknya pelarut yang ditambahkan.

Gambar 7. Grafik absorbansi Reaksi Maillard Pada Suasana asam terhadap Waktu

Gambar 8. Grafik absorbansi Reaksi Maillard Pada Suasana asam terhadap Waktu

Pada suasana asam reaksi Maillard dapat terjadi namun tidak sebaik pada suasana basa.Hal ini bisa dilihat dari nilai regresi kedua grafik yang tidak sebesar nilai regresi pada suasana

basa. Selain itu kurva reaksi Maillard pada suasana asam ini terlihat lebih tidak beraturan. Hal inimungkin disebabkan karena melanoidin yang terbentuk dari reaksi Maillard tidak stabil padasuasana asam sehingga lebih mudah rusak pada suasana asam sehingga nilai absorbansinya tidak sebaik nilai absorbansi dari suasana basa.

Pengaruh Natrium Bisulfit terhadap Reaksi MaillardUntuk mencegah terjadinya reaksi maillard pada suatu produk pangan, sering dilakukan

zat antibrowning, seperti natrium bisulfit. Pada hasil percobaan ketika campuran glisin, glukosa,



NaOH dan Natrium bisulfit (larutan tak berwarna) setelah dipanaskan terjadi perubahan warna pada larutan menjadi berwarna coklat. Pemanasan yang dilakukan mempengaruhi kecepatanreaksi pencoklatan yang terjadi. Hal ini dikarenakan suhu dapat menaikan energi kinetik molekulsehingga tumbukan yang terjadi antar molekul glisin menjadi lebih banyak dan cepat terjadi.Semakin lamanya pemanasan, reaksi menyebabkan pencoklatan pun lebih banyak terjadi.

Natrium bisulfit merupakan salah satu zat anti browning yang dapat menghambat reaksimaillard. Secara teoritis semakin tinggi konsentrasi natrium bisulfit yang ditambahkan, maka penghambatan reaksi maillard semakin efektif. Hal ini ditunjukkan dengan semakin menurunnyanilai absorbansi yang terukur seiring dengan peningkatan konsentrasi natrium bisulfit yangditambahkan. Pengukuran absorbansi dapat dilihat pada kurva di bawah ini

Gambar 9. Grafik Pengaruh Natrium Bisulfit terhadap reaksi Mailard

Pada kurva tersebut dapat disimpulkan bahwa konsentrasi natrium bisulfit mempengaruhireaksi pencoklatan maillard. Pada natrium bisulfit dengan konsentrasi rendah reaksi pencoklatanmaillard mudah terjadi. Namun penambahan Natrium bisulfit dengan konsentrasi yang tinggiyaitu pada konsentrasi 0.5 M. efektif dalam menghambat proses pencoklatan pada glisin dan

glukosa. Hal ini dikarenakan Sulfit bereaksi dengan gugus karbonil yang ada pada glisin danglukosa. Hasil reaksi tersebut akan mengikat melanodin yang terbentuk sehingga mencegah ataumenghambat proses pencoklatan.

Pada pengukuran absorbansi yang kedua, terlihat pada kurva di bawah ini.

Gambar 10. Grafik Pengaruh Natrium Bisulfit terhadap reaksi MailardPada kurva tersebut dapat disimpulkan bahwa konsentrasi natrium bisulfit yang rendah

akan memudahkan terjadinya reaksi pencoklatan maillard. Namun penambahan Natrium bisulfitdengan konsentrasi yang tinggi yaitu pada konsentrasi 0.5 M. efektif dalam menghambat proses pencoklatan pada glisin dan glukosa. Hal ini dikarenakan Sulfit bereaksi dengan gugus karbonilyang ada pada glisin dan glukosa. Hasil reaksi tersebut akan mengikat melanodin yang terbentuk

sehingga mencegah atau menghambat proses pencoklatan.

G. Kesimpulan1. Reaksi pencoklatan berlangsung lebih cepat dan efektif pada glukosa. Hal ini terjadi karena

glukosa merupakan gula pereduksi yang masih memiliki gugus karbonil bebas yang selanjutnyaakan bereaksi dengan glisin menghasilkan melanoidin yang berwarna coklat.

2. Suasana basa dapat mempercepat proses pencoklatan Maillard dibandingkan suasana asam.Sehingga untuk mencegah pencoklatan dapat dilakukan penambahan suatu asam.3. Natrium bisulfit lebih efektif dalam mencegah reaksi pencoklatan pada konsentrasi yang tinggiyaitu 0.5 M.Jawaban Pertanyaan

1. Perbedaan pencoklatan pada larutan glukosa dan sukrosa dapat dilihat dari kecepatan reaksinya.

Kandungan gula pereduksi yang terdapat dalam glukosa lebih besar dari pada sukrosa. Gulatersebut akan mereduksi sangat aktif. Oleh karena itu berpengaruh pada kecepatan reaksinya.

2. Pengaruh pH dan NaHSO3 terhadap reaksi maillard adalah sebagai inhibitor reaksi pencoklatan. pH asam dapat memperlambat reaksi pencoklatan. Dan penambahan NaHSO3 dengankonsentrasi tinggi pun dapat dijadikan inhibitor karena memperlambat terjadinya reaksi pencoklatan.

Bil. Peroksida



• Data kelompok 61. Angka Peroksida minyak curah tanpa penggorengan

Mili-ekivalen dalam setiap 1000 g sampelAngka peroksida = (Vol Na2S2O3 sampel - Vol Na2S2O3 blanko) x N Na2S2O3 x 1000

Berat sampel (gram)= (1,4 - 0 ,3

) mL x 0,10 1 N x 10002,526 gram

= 43,9825 miliekivalen per 1000 gram contoh

2. Angka Peroksida minyak curah dengan 1 kali pemakaianMili-ekivalen dalam setiap 1000 g sampelAngka Peroksida = ( Vol Na2S2O3 sampel - Vol Na2S2O3 blanko) x N Na2S2O3 x 1000

Berat sampel (gram)= (1,7 - 0,3

) mL x 0,10 1 N x 10002,526 gram


3. Angka Peroksida minyak curah dengan 5 kali pemakaianMili-ekivalen dalam setiap 1000 g sampel

Angka Peroksida = ( Vol Na2S2O3 sampel - Vol Na2S2O3 blanko) x N Na2S2O3 x 1000Berat sampel (gram)

= (4,9 - 0,3

) mL x 0,10 1 N x 10002,525 gram


F. PEMBAHASANTalah dilakukan percobaan penentuan bilangan peroksida dari minyak goreng curah, yaitu

minyak goreng curah tipe satu (belum dipakai), minyak goreng tipe 2 (satu kali pemakaian), danminyak goreng tipe 3 (berulangkali pemakaian). Bilangan peroksida, yaitu banyaknya miligramekivalen peroksida yang terbentuk dalam setiap 100 gram minyak atau lemak. Bilangan peroksida menunjukkan derajat kerusakan. Asam lemak tak jenuh yang dapat mengikat oksigen pada ikatan rangkapnya membentuk peroksida dan selanjutnya membentuk aldehid.

Untuk menentukan bilangan peroksida dari ketiga minyak curah tersebut, setalah dilakukan penimbangan, ditambah asam asetat pekat dan kloroform dengan perbandingan 3:2 yang berfungsi sebagai pelarut. Pelarut ini dibutuhkan untuk mengoksidasi minyak yang tergolongkedalam asam lemak tidak jenuh yang cenderung dapat teroksidasi dan mengikat oksigen padaikatan rangkapnya, sehingga akan membentuk senyawa peroksida.

Selanjutnya ditambahakan larutan jenuh KI sehingga terjadi reaksi antara kalium iodida(KI) dalam larutan asam dengan oksigen yag terikat sebagai peroksida, sehingga I - dalam KI

jenuh akan dioksidasi oleh oksigen yang terdapat dalam minyak membentuk I2. Selanjutnya,campuran didiamkan satu menit sambil digoyang agar homogen, ditambahkan 30 mL air sulingsebagai pelarut. Penambahan air suling ini bertujuan untuk proses hidrolisis minyak. Kemudiandi titrasi dengan natrium tiosulfat (Na2S2O3) untuk mengetahui besarnya I- yang dioksidasi olehudara dan ditambahkan amilum. Jumlah mL larutan natrium tiosulfat yang terpakai untuk merubah warna biru pada sampel, sama dengan jumlah I2 yang terbentuk dan sama dengan jumlah bilangan peroksida yang dihasilkan. Semakin banyak volume Na2S2O3 yang dipakaiuntuk menitrasi sampel, maka semakin besar bilangan peroksidanya.



Bilangan peroksida minyak goreng curah kontrol, minyak goreng curah satu kali pemakaian, dan minyak goreng curah berulangkali pemakaian, yaitu 43,98255; 5,9778 ;184,0000 milieqivalen per 1000 gram contoh. Dari ketiga minyak curah tersebut yang lebihtinggi di miliki oleh minyak curah tipe tiga (pemakaian berulang kali) yaitu 184 milieqivalen per 1000 gram contoh. Hal ini menandakan, semakin besar bilangan peroksida, maka semakin besar kerusakan yang terjadi pada minyak tersebut.

Tabel 1Bilangan peroksida dari berbagai jenis minyak Kelompok 1 (minyak

jagung)

Kelompok 4

(minyak jagung)

Kelompok 2 (minyak

kelapa)

Min

yak

jagu

nng

kontrol

Miny

ak

jagun

g 1x

pemakaian

Minya

k

jagung

berula

ngkalipemak

aian

Min

yak

jagu

nng

kontrol

Miny

ak

jagun

g 1x

pemakaian

Minya

k

jagung

berula

ngkalipemak

aian

Min

yak

kela

pa

kontrol

Miny

ak

kelap

a 1x

pemakaian

Minya

k

kealap

a

berula

ngkalipemak

aian

1,6

089

11,69

72

19,63

89

14,

128

6

6,045

5

2,013

5

5,6

492

8,873

8

47,96

09

Kelompok 3 (minyak

kelapa)

Kelompok 5 (miyak

curah)

Kelompok 6 (minyak

curah)

Min

yak

kela

pa

kon

trol

Miny

ak

kelap

a 1x

pema

kaian

Minya

k

kealap

a

berula

ngkali

pemak

aian

Min

yak

cura

h

kon

trol

Miny

ak

curah

1x

pema

kaian

Minya

k

curah

berula

ngkali

pemak

aian

Min

yak

cura

h

kon

trol

Miny

ak

curah

1x

pema

kaian

Minya

k

curah

berula

ngkali

pemak

aian

8,0

606

10,47

04

2,

5250

8,0

095

40,03

17

140,0

000

43,

982

5

55,97

78

184,0

000

G. KESIMPULAN



Berdasarkan hasil percobaan penentuan bilangan peroksida, minyak goreng curah kontrol,satu kali pemakaian, dan berulangkali pemakaian adalah 43,98255; 5,9778 ;184,0000milieqivalen per 1000 gram contoh. Minyak curah berulangkali pemakaian memiliki bilangan peroksida paling tinggi.

Vitamin CI. HASIL PRAKTIKUM

I.1 Perhitungan

Normalitas Na2S 2O3

N Na2S2O3= massa KIO3 yang ditimbang (mg)Berat ekivalen x V Na2S2O3N Na2S2O3= 0,1415 gram0,03567 x 40 mLN Na2S2O3= 0,1415 gram0,03567 x 40 mLN Na2S2O3= 0,099 N

Standarisasi I 2

V I2 x N I2=V Na2S2O3 x N Na2S2O3

10 mL x N I2=0,8 mL x 0,099 N

NI2= 0,8 mL x 0,099 N10 mL

NI2=0,00792 N

Penentuan Kadar Vitamin C (sampel buah jambu air-kelompok 6)

1 ml 0,01 N iodin setara dengan 0,88 mg vitamin (as. Askorbat )Persamaan reaksi:

Asam askobat C6H8O6 BM = 176. Iodin membutuhkan 2 kali perbandingan iodiumdengan asam askorbat (2:1) maka 1 mL 0,01 N iodium membutuhkan ½ kandungan asamaskorbat untuk dapat setara / ekivalen.Maka,askorbat yang dibutuhkan = Mr asam askorbat x ½ iodium sebanyak 1 mL

= 176 x ½ (0,01)= 0,88 mg askorbat



➢ Kadar vitamin C buah jambu biji air setengah matang (A)I.Titrasi Ke-satuKadar vitamin C A= NI2 x VI2 x O,88VsampelKadar vitamin C A= 0,00792 N x 1,3 mL x O,88 mg0,01 LKadar vitamin C A= 0,906 mg dalam 10 mL

10,060 gram diencerkan dalam labu 50 mL, dan dititrasi 10 mL larutan sampel denganlarutan standar iod, maka perhitungan kadar vitamin C dalam 10,060 gram (50 mL) dikalikan 5.

Kadar vitamin C dalam 10,060 gram=0,906 x 5= 4,530 mg/10,060 gr

Maka, kadar vitamin C dalam keseluruhan sampel awal (100,063 gram), yaitu:Kadar vitamin C dalam 100,063 gram= 100,063 gram10,060 gramam)l uhan dariod, maka perhitungan kadar vitamin C dalam 50 mL dikli x 4,530 mg=45,058 mg

II.Titrasi Ke-duaKadar vitamin C A= NI2 x VI2 x O,88Vsampel

Kadar vitamin C A= 0,00792 N x 1,0 mL x O,88 mg0,01 LKadar vitamin C A= 0,697 mg dalam 10 mL




Maka, kadar vitamin C hasil rerata = 45,058 + 48,091 mg2=46,574 mg

➢ Kadar vitamin C buah jambu biji air sangat matangI.Titrasi Ke-satuKadar vitamin C B= NI2 x VI2 x O,88VsampelKadar vitamin C B= 0,00792 N x 1,4 mL x O,88 mg0,01 LKadar vitamin C B= 0,975 mg dalam 10 mL


Kadar vitamin C dalam 10,048 gram=0,975 x 5

= 4,875 mg/10,048 grMaka, kadar vitamin C dalam keseluruhan sampel awal (100,085 gram), yaitu:

Kadar vitamin C dalam 100,085 gram= 100,085 gram10,060 gramam)l uhan dariod, maka perhitungan kadar vitamin C dalam 50 mL dikli x 4,875 mg=48,500 mg

II.Titrasi ke-duaKadar vitamin C B= NI2 x VI2 x O,88VsampelKadar vitamin C B= 0,00792 N x 1,2 mL x O,88 mg0,01 LKadar vitamin C B= 0,836 mg dalam 10 mL






Maka, kadar vitamin C hasil rerata = 48,500 + 41,645 mg2=45,073 mg

I.1 PembahasanPraktikum analisa kuantitatif vitamin C dalam sampel berbagai jenis buah-buahan

dilakukan dengan menggunakan metode titrasi iodimetri. Penetapan ini dilakukan denganmenggunakan larutan I2 yang telah distandardisasi sebagai titrant. Penetapan vitamin C dengananalisis iodimetri merupakan reaksi oksidasi reduksi. Kelarutan dari iodin meningkat lewatkompleksasi oleh iodida untuk membentuk triiodida.I2(aq) + I- → I3

-

Triiodida kemudian mengoksidasi vitamin C (C6H8O6) menjadi asam dehidroaskorbat (C6H6O6),menurut reaksi berikut:C6H8O6 + I3

- + H2O → C6H6O6 + 3I- + 2H+

Vitamin C Asam dehidroaskorbatTitik akhir dari reaksi ini diindikasikan oleh reaksi dari iodin dengan larutan amilum ( starch)yang akan membentuk warna biru gelap. Selama vitamin C masih terdapat dalam larutan,triiodida secara cepat dikonversi menjadi ion iodine sehingga tidak ada warna biru gelap yangterbentuk dari reaksi antara iodin-pati(amilum). Namun ketika vitamin C telah dioksidasi, makatriiodida berlebih dalam kesetimbangan dengan iodin akan membentuk warna biru gelap akibat bereaksi dengan pati (amilum).

Vitamin C atau asam askorbat mempunyai berat molekul 178 dengan rumus molekulC6H8O6. Dalam bentuk kristal tidak berwarna, Vitamin C memiliki titik cair 190-192oC, bersifatlarut dalam air dan sedikit larut dalam aseton atau alkohol yang mempunyai berat molekulrendah. Akan tetapi vitamin C sukar larut dalam pelarut organik yang pada umumnya dapatmelarutkan lemak.

Hal yang pertama kali dilakukan dalam analisa kuantitatif vitamin C adalah standarisasilarutan I2, proses ini dilakukan dengan menggunakan larutan Natrium Tiosulfat (Na2S2O3),larutan natrium tiosulfat juga sebelumnya telah distandardisasi dengan menggunakan KIO3

sebagai baku primer. Berdasarkan hasil praktikum dan perhitungan diketahui bahwa konsentrasilarutan I2 adalah 0,00792 N. Titrasi iodimetri dilakukan dengan menggunakan amilum sebagaiindikator. Seperti yang sudah diketahui bahwa prinsip dari titrasi iodimetri adalah reduksi analatoleh I2 menjadi I-.

Penentuan kadar vitamin C dengan metode titarsi iodimetri ini didasarkan pada prinsip

tereduksinya analat oleh I2 menjadi ion I-.ARed + I2 Aoks + I-

Iod merupakan oksidator yang tidak terlalu kuat, sehingga hanya zat-zat yang merupakanreduktor yang cukup kuat yang dapat dititrasi. Sehingga penerapannya tidak terlalu luas, salahsatu penerapan titrasi dengan metode iodimetri adalah pada penentuan bilangan iod minyak danlemak juga vitamin C.

Pada penentuan kadar vitamin C dalam jambu biji air setengah matang, ditimbang massa jambu air setengah matang sebesar 100,063 gram kemudian diblender. Bubur jambu hasil



blender berwarna agak kecoklatan, lalu ditimbang sebanyak 10,060 gram. Bubur jambu air setengah matang ditambahkan dengan aquades menjadi berwarna agak cokelat pudar, kemudiandisaring. Warna larutan hasil saringan jambu air setengah matang tidak berwarna. Larutan jambu air setengah matang dipipet 10 mL dan ditambahkan aquades 20 mL menjadi jernih. Padasaat larutan dititrasi dengan larutan I2 berubah menjadi warna biru dengan volume titrasi 1,3 mL.Kemudian dilakukan 1x lagi titrasi dan hasil titrasi yang kedua diperoleh volume sebanyak 1,0mL. Hasil perhitungan titrasi pertama, menghasilkan kadar vitamin C sebesar 45,058 mg;sedangkan pada titrasi kedua menghasilkan kadar vitamin C sebesar 48,091 mg. Karena hasil perhitungan tidak berbeda jauh, sehingga secara statistik dapat dirata-ratakan untuk memperolehkadar vitamin C dalam buah jambu air setengah matang, yaitu sebesar 46,574 mg.

Pada penentuan kadar vitamin C dalam jambu biji air sangat matang, ditimbang massa jambu air setengah matang sebesar 100,085 gram kemudian diblender. Bubur jambu hasil blender berwarna agak kecoklatan, lalu ditimbang sebanyak 10,048 gram. Bubur jambu air setengah matang ditambahkan dengan aquades menjadi berwarna agak cokelat pudar, kemudiandisaring. Warna larutan hasil saringan jambu air setengah matang tidak berwarna. Larutan jambu air setengah matang dipipet 10 mL dan ditambahkan aquades 20 mL menjadi jernih. Padasaat larutan dititrasi dengan larutan I2 berubah menjadi warna biru dengan volume titrasi 1,4 mL.

Kemudian dilakukan 1x lagi titrasi dan hasil titrasi yang kedua diperoleh volume sebanyak 1,2mL. Hasil perhitungan titrasi pertama, menghasilkan kadar vitamin C sebesar 41,645 mg;sedangkan pada titrasi kedua menghasilkan kadar vitamin C sebesar 45,073 mg. Karena hasil perhitungan tidak berbeda jauh, sehingga secara statistik dapat dirata-ratakan untuk memperolehkadar vitamin C dalam buah jambu air setengah matang, yaitu sebesar 45,073 mg.

Sementara itu, untuk kadar vitamin C dalam berbagai buah-buahan pada kelompok lain,didapatkan data seperti dalam tabel berikut ini:

Kelomp

ok ke-

Jenis

Buah

Massa

buah

awal

Massa

buah

setelah

pengence

ran

Volume

larutan

standar I2

yang

terpakai(x)

Kadar

vitamin C

dalam

massa buah

awal(y)

1

Jeruk nipis

(setengah

matang)

101,387

gram

15,096

gram1,9 mL 44,461 mg

Jeruk nipis

(sangat

matang)

101,964

gram

15,020


2

Belimbing

(matang)

103,338

gram

15,1639

gram 2 mL 47,495 mg

Belimbing

(hampir

busuk)

101,981

gram

15,0988


3 Jambu biji

merah

103,974 15,0030 5,8 mL 139 mg



(matang) 5 gram gram

Jambu biji

merah

(hampir

busuk)

101,918

8 gram

15,0023

gram6,1 mL 144,360 mg

4

Jeruk

(matang)

59,3288

gram

15,028

gram

2,4 & 2,7

mL35,078 mg

Jeruk

(hampir

busuk)

50,6597

gram

15,016

gram2,2 & 2,3 mL 26,451 mg

5

Nanas

(matang)

100,034

5 gram

10,1930

gram

1,65 & 1,60

mL55,597 mg

Nanas

(hampir

busuk)

100,972

0 gram

10,0875

gram

1,50 & 1,40

mL50,599 mg

6

Jambu air

(setengah

matang)

100,063

gram

10,060

gram1,3 & 1,0 mL 46,575 mg

Jambu air

(sangat

matang)

100,085

gram

10,048

gram1,4 & 1,2 mL 45,073 mg

Ket. (x) : volume yang didapatkan berasal antara dari hasil duplo (dua kali titrasi) atau pun sekali titrasi pada masing-masing kelompok

(y) : kadar vitamin C hasil rata-rata perhitungan untuk pengujian secara duplo, dan juga kadar vitamin C hasil perhitungan dari satu kali titrasi.

Dari keenam jenis buah-buahan, urutan kadar vitamin C (sampel A) buah-buahan dalamkeadaan yang tidak lebih matang dari sampel B, dari yang terendah sampai yang tertinggi, yaitu: jeruk, jeruk nipis, jambu air, belimbing, nanas, jambu biji merah.

Sedangkan urutan kadar vitamin C (sampel A) buah-buahan dalam keadaan yang lebihmatang dari sampel A, dari yang terendah sampai yang tertinggi, yaitu: jeruk, jeruk nipis, belimbing, jambu air, nanas, jambu biji merah. Sehingga kadar vitamin C tertinggi (baik dalamkeadaan setengah matang/sangat matang) yaitu pada jambu biji merah.

Tetapi pada intinya, rata-rata buah yang masih mentah lebih banyak kandungan vitaminC-nya; semakin tua buah maka akan semakin berkurang kandungan vitamin C-nya. Begitu jugadalam praktikum kali ini, berbagai jenis buah-buahan memiliki kandungan vitamin C yangsemakin berkurang ketika buah tersebut semakin matang. Hal ini mungkin dikarenakan,kandungan air di dalam buah tersebut yang semakin meningkat ketika buah mengalami proses



pemasakan/pematangan menyebabkan vitamin C mudah terurai dan menjadi larut dalam air, jugadapat menurunkan keasamaan dari buah tersebut.

Kadar dari vitamin C, dipengaruhi oleh beberapa faktor, yaitu keadaan buah tersebut,semakin layu/kusut atau tidak segarnya vitamin menyebabkan kadar vitamin C yang terkandungdalam buah tersebut berkurang. Waktu dalam mengekstrasi juga mempengaruhi kadar vitamin C,semakin lama waktu mengekstrasi kandungan vitamin C akan semakin berkurang, juga pembacaan volume pada buret yang tidak terlalu akurat. Oleh karena itu, penentuan vitamin Cdengan metode titrasi ini umumnya merupakan suatu analisa proksimat (analisa pendekatankadar yang berhubungan dengan nilai-nilai gizi pada suatu bahan pangan).

II. KESIMPULANBerdasarkan hasil praktikum, untuk penentuan kadar vitamin C pada kelompok 6 yaitu jambu air (setengah matang) diperoleh sebesar 46,574 mg. Sedangkan kadar vitamin C dalam jambu air (sangat matang) diperoleh sebesar 45,073 mg. Urutan kadar vitamin C (sampel A) buah-buahandalam keadaan yang tidak lebih matang dari sampel B, dari yang terendah sampai yang tertinggi,yaitu: jeruk, jeruk nipis, jambu air, belimbing, nanas, jambu biji merah. Sedangkan urutan kadar vitamin C (sampel B) buah-buahan dalam keadaan yang lebih matang dari sampel A, dari yangterendah sampai yang tertinggi, yaitu: jeruk, jeruk nipis, belimbing, jambu air, nanas, jambu bijimerah. Sehingga kadar vitamin C tertinggi (baik dalam keadaan setengah matang/sangat matang)yaitu pada jambu biji merah. Tetapi pada intinya, rata-rata buah yang masih mentah lebih banyak kandungan vitamin C-nya; semakin tua buah maka akan semakin berkurang kandungan vitamin

C-nya. Begitu juga dalam praktikum kali ini, berbagai jenis buah-buahan memiliki kandunganvitamin C yang semakin berkurang ketika buah tersebut semakin matang.

Pembahasan gabungani

Documents

Transcript of Pembahasan gabungani