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DISSERTAÇÃO

CARACTERIZAÇÃO FÍSICA E QUÍMICA DE SUBSTRATOS PARA PLANTAS

E SUA AVALIAÇÃO NO RENDIMENTO DO MORANGUEIRO

(Fragaria χ ananassa Duch.)

THAIS QUEIROZ ZORZETO

Campinas, SP 2011

ii

INSTITUTO AGRONÔMICO CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRICULTURA

TROPICAL E SUBTROPICAL

CARACTERIZAÇÃO FÍSICA E QUÍMICA DE SUBSTRATOS PARA PLANTAS

E SUA AVALIAÇÃO NO RENDIMENTO DO MORANGUEIRO

(Fragaria χ ananassa Duch.)

THAIS QUEIROZ ZORZETO

Orientadora: Dra. Sonia Carmela Falci Dechen Co-orientador: Dr. Flávio Fernandes Junior Dissertação submetida como requisito parcial para obtenção do grau de Mestre em Agricultura Tropical e Subtropical, Área de Concentração em Gestão de Recursos Agroambientais.

Campinas, SP Junho de 2011

iii

DEDICATÓRIA

A Deus, a vida.

Ao meu noivo Michel Henrique de Oliveira César, por acreditar comigo que sonhos são

possíveis e por fazê-los acontecer;

À família, concedida por Deus e escolhida pelo coração, pelo suporte, companheirismo e

pelos tantos momentos de alegrias compartilhados.

iv

AGRADECIMENTOS

Ao Instituto Agronômico (IAC), pela oportunidade de realização do curso de mestrado;

À Dra. Sonia Carmela Falci Dechen e ao Dr. Flávio Fernandes Junior, pela orientação,

confiança, amizade e dedicação;

À Dra. Mônica Ferreira de Abreu, do Centro de Solos e Recursos Ambientais, do IAC, pelas

sugestões e pelo grande auxílio na pesquisa bibliográfica;

Às técnicas Bete, Luzia, Regina e Tânia, dos laboratórios do Centro de Solos e Recursos

Ambientais, do IAC, pela disponibilização do espaço e pelo auxílio nas análises;

À Dra. Regina Célia de Matos Pires, do Centro de Ecofisiologia e Biofísica, do IAC, pelo

apoio e pela disponibilização de equipamentos para o trabalho de campo;

Ao Dr. Afonso Peche Filho, do Centro de Engenharia e Automação, do IAC, pela dedicação

para construção da casa de vegetação e pelo auxílio no contato com a família Loschi;

Ao casal Gisele e Thiago, do Centro de Engenharia e Automação, do IAC, pela grande ajuda

na preparação do trabalho em campo;

À família Loschi, pelo apoio para tornar possível a instalação do experimento;

À Dra. Christina Dudienas, do Centro de Fitossanidade, do IAC, pela colaboração na

identificação do fungo coletado em campo;

À Dra. Isabella Clerici De Maria e ao Dr. Sandro Roberto Brancalião, do Centro de Solos e

Recursos Ambientais, do IAC, pelo auxílio nas análises estatísticas;

Ao Dr. Francisco Antonio Passos, do Centro de Horticultura, do IAC, pela colaboração na

revisão da minha dissertação;

Aos membros da banca examinadora, pela disposição, críticas e sugestões;

Aos funcionários da secretaria de Pós-Graduação do IAC, pela atenção e dedicação;

Às empresas Amafibra, Vida Verde, Lupa e ao Sítio São José, pela doação dos substratos, e

ao Viveiro Fragária, pelas mudas doadas para a realização do trabalho;

À Fundação de Apoio à Pesquisa Agrícola (Fundag), à Coordenação de Aperfeiçoamento de

Pessoal de Nível Superior (Capes) e à Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São

Paulo (Fapesp), pela concessão das bolsas de mestrado em momentos oportunos.

Meus agradecimentos.

v

SUMÁRIO

LISTA DE TABELAS ____________________________________________________ vii LISTA DE FIGURAS ___________________________________________________ viii RESUMO _____________________________________________________________ xiii ABSTRACT ___________________________________________________________ xiv 1 INTRODUÇÃO _________________________________________________________ 1 2 REVISÃO DE LITERATURA _____________________________________________ 3 2.1 Substratos para Plantas_________________________________________________________ 3 2.1.1 Solo e substrato para plantas_____________________________________________________________ 3 2.1.2 Tipos de substratos ____________________________________________________________________ 4 2.1.2.1 Turfa _____________________________________________________________________________ 4 2.1.2.2 Casca de pínus ______________________________________________________________________ 5 2.1.2.3 Fibra de coco _______________________________________________________________________ 5 2.1.2.4 Casca de arroz ______________________________________________________________________ 5 2.1.2.5 Mistura de substratos_________________________________________________________________ 6 2.2 Propriedades Físicas dos Substratos_______________________________________________ 6 2.2.1 Umidade inicial ______________________________________________________________________ 7 2.2.2 Densidade aparente e volumétrica ________________________________________________________ 7 2.2.3 Densidade de partícula _________________________________________________________________ 7 2.2.4 Capacidade de retenção de água __________________________________________________________ 8 2.2.5 Granulometria_______________________________________________________________________ 10 2.2.6 Porosidade total _____________________________________________________________________ 11 2.3 Métodos de caracterização física de substratos _____________________________________ 12 2.3.1 Legislação__________________________________________________________________________ 12 2.3.2 Preparo das amostras _________________________________________________________________ 13 2.3.3 Matéria seca e umidade _______________________________________________________________ 14 2.3.4 Densidade aparente ou volumétrica ______________________________________________________ 14 2.3.5 Densidade de partícula ________________________________________________________________ 15 2.3.6 Capacidade de retenção de água _________________________________________________________ 16 2.3.7 Granulometria_______________________________________________________________________ 17 2.4 Propriedades Químicas dos Substratos ___________________________________________ 18 2.5 Métodos de caracterização química de substratos __________________________________ 18 2.6 Morangueiro _________________________________________________________________ 19 2.6.1 Origem da planta ____________________________________________________________________ 19 2.6.2 Cultivares __________________________________________________________________________ 20 2.6.3 A cultura em números_________________________________________________________________ 21 2.7 Cultivo do morangueiro________________________________________________________ 23 2.7.1 Cultivo protegido ____________________________________________________________________ 23 2.7.2 Cultivo sem solo _____________________________________________________________________ 24 2.7.3 Substratos: tipos e volumes por planta ____________________________________________________ 25 2.7.4 Irrigação e necessidade hídrica da cultura _________________________________________________ 27 3 MATERIAL E MÉTODOS _______________________________________________ 29 3.1 Material_____________________________________________________________________ 29 3.2 Delineamento Experimental ____________________________________________________ 29 3.3 Métodos _____________________________________________________________________ 30 3.3.1 Preparo das amostras de substratos_______________________________________________________ 30 3.3.2 Caracterização física de substratos _______________________________________________________ 31 3.3.2.1 Umidade _________________________________________________________________________ 31 3.3.2.2 Densidade aparente e volumétrica ______________________________________________________ 31 3.3.2.3 Densidade real ou de partícula_________________________________________________________ 33 3.3.2.4 Porosidade ________________________________________________________________________ 34 3.3.2.5 Matéria orgânica e cinzas ____________________________________________________________ 34 3.3.2.6 Granulometria _____________________________________________________________________ 35 3.3.2.7 Capacidade de retenção de água _______________________________________________________ 36 3.3.3 Caracterização química de substratos_____________________________________________________ 38

vi

3.3.3.1 pH ______________________________________________________________________________ 38 3.3.3.2 Condutividade elétrica_______________________________________________________________ 41 3.3.3.3 Capacidade de troca de cátions ________________________________________________________ 41 3.3.3.4 Amônio e nitrato ___________________________________________________________________ 43 3.3.3.5 Macro e micronutrientes _____________________________________________________________ 44 3.3.3.6 Cloro ____________________________________________________________________________ 45 3.3.4 Avaliação dos substratos no cultivo do morango ____________________________________________ 46 3.3.4.1 Local do experimento _______________________________________________________________ 46 3.3.4.2 Casa de vegetação __________________________________________________________________ 46 3.3.4.3 Arranjo experimental________________________________________________________________ 46 3.3.4.4 Sistema de irrigação_________________________________________________________________ 48 3.3.4.5 Transplante _______________________________________________________________________ 49 3.3.4.6 Composição e manejo da solução nutritiva _______________________________________________ 50 3.3.4.7 Condução da cultura ________________________________________________________________ 51 3.3.4.8 Coletas de dados ___________________________________________________________________ 57 4 RESULTADOS E DISCUSSÃO ___________________________________________ 58 4.1 Caracterização física de substratos para plantas ___________________________________ 58 4.1.1 Umidade ___________________________________________________________________________ 58 4.1.2 Densidade aparente e volumétrica _______________________________________________________ 59 4.1.3 Densidade real ou de partículas _________________________________________________________ 62 4.1.4 Matéria orgânica e cinzas ______________________________________________________________ 63 4.1.5 Porosidade _________________________________________________________________________ 64 4.1.6 Granulometria_______________________________________________________________________ 65 4.1.7 Capacidade de retenção de água _________________________________________________________ 68 4.1.7.1 Capacidade de retenção de água pela Instrução Normativa brasileira___________________________ 69 4.1.7.2 Capacidade de retenção de água pela Norma Européia ______________________________________ 70 4.1.7.3 Comparação dos métodos brasileiro e europeu ____________________________________________ 72 4.2 Caracterização química de substratos para plantas _________________________________ 73 4.2.1 pH________________________________________________________________________________ 73 4.2.2 Condutividade elétrica ________________________________________________________________ 75 4.2.3 Capacidade de troca de cátions__________________________________________________________ 75 4.3 Avaliação dos substratos no cultivo do morango____________________________________ 77 5 CONCLUSÕES ________________________________________________________ 84 6 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ______________________________________ 86 ANEXO _______________________________________________________________ 94

vii

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 Produtividade de seis cultivares de morangueiro, mensalmente e no período total de colheitas (maio a outubro). Sítio Santo Antônio, Socorro, SP, 2006.

21

Tabela 2 Área cultivada, produção e produtividade de morango no Estado de São Paulo, entre os anos de 2000 e 2009.

22

Tabela 3 Área cultivada (ha), produção (t) e produtividade (t ha-1) de morango nos principais municípios produtores do Estado de São Paulo, entre os anos de 2000 e 2009.

22

Tabela 4 Análises iniciais dos elementos químicos, determinados no extrato 1:1,5, nas amostras de substrato.

45

Tabela 5 Composição da solução nutritiva para as fases vegetativa e produtiva.

51

Tabela 6 Densidade volumétrica das amostras úmidas e seus coeficientes de variação e densidade volumétrica dos substratos secos pela Instrução Normativa brasileira (MAPA, 2008) e pela Norma Européia (CEN, 1999a).

60

Tabela 7 Comparação em porcentagem do resultado de capacidade de retenção de água (CRA) quando medido a partir da base do anel volumétrico em relação ao medido a partir do centro do mesmo.

70

Tabela 8 Valores de pH da fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz, mistura de fibra de coco granulada com casca de arroz e mistura de casca de pínus Lupa com casca de arroz, com diluição 1:1,5 e 1:5.

73

Tabela 9 Produtividade e a massa de frutos colhidos, para cada tipo de substrato e volume de substrato por planta, referentes a 1,5 mês de colheita.

82

viii

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 Substratos avaliados: fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de arroz, casca de pínus Vida Verde, mistura de 50% de fibra de coco granulada com 50% de casca de arroz (base % v v-1), mistura de 50% de casca de pínus Lupa com 50% de casca de arroz (base % v v-1) , respectivamente (Foto: Thais Queiroz Zorzeto).

29

Figura 2 Passagem do substrato fibra de coco granulada pela peneira de 20 x 20 mm de malha (a), fase de preparo da amostra para as análises químicas e físicas; e não retenção da amostra na peneira (b). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

30

Figura 3 Preenchimento da proveta com substrato na umidade inicial (a), procedimento de deixar cair a proveta de uma altura de 10 cm (b) e leitura do volume obtido (c). (Fotos: Mônica Ferreira de Abreu).

32

Figura 4 Equipamento utilizado para determinação da densidade aparente (a): peneira de 19 x 19 mm de malha, funil e anéis. Disposição do substrato no equipamento (b) e colocação do peso sobre o material por 180 s (c), separação do anel do cilindro de ensaio (d) e nivelamento da borda superior do cilindro. (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

32

Figura 5 Preenchimento do picnômetro com substrato seco em estufa a 105ºC (a); amostras em chapa de aquecimento (b); preenchimento do volume do picnômetro com água destilada fervida e esfriada a 20ºC (c); secagem do exterior do picnômetro e nova pesagem do material (d). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

33

Figura 6 Disposição dos cadinhos de porcelana em bandeja (a) para colocação na mufla (b) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

35

Figura 7 Preparação do equipamento com peneiras dispostas para separação do material (a) e pesagem das frações separadas (b). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

35

Figura 8 Disposição do substrato no anel volumétrico (a), saturação do material (b) e amostras na mesa de tensão para determinação da retenção de água (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

36

Figura 9 Preenchimento do tubo com porções de ensaio (a), saturação do tubo (b), disposição das amostras (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

37

Figura 10 Preenchimento dos anéis (a), saturação dos anéis (b) e aplicação das tensões referentes à curva de retenção de água nos anéis (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

37

Figura 11 Retirada da fita que unia os anéis (a), separação dos anéis (b) e pesagem do anel da amostra com a amostra e sem a gaze (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

38

ix

Figura 12 Material utilizado para extração da solução do substrato: água deionizada e substrato (a) e procedimento para obtenção do ponto correto de saturação (b). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

39

Figura 13 Cilindros utilizados (a), preenchimento com o substrato úmido (b) e compactação do material (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

39

Figura 14 Transferência do substrato para o frasco (a), medição da água deionizada para diluição (b), frascos prontos (c) para agitação (d). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

40

Figura 15 Peneiramento do extrato do substrato (a) e medição do pH (b). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

40

Figura 16 Filtração das amostras de substrato (a), solução extraída (b) e medição da condutividade elétrica das soluções extraídas dos substratos (c) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

41

Figura 17 Pesagem da amostra de substrato (a), solução de ácido clorídrico acrescentada (b) e agitação da amostra em agitador tipo Wagner (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

42

Figura 18 Conjunto de filtração a vácuo montado (a) e lavagem do material retido (b) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

42

Figura 19 Titulação da solução com NaOH (a) e ponto de viragem da titulação (b) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

43

Figura 20 Destilação (a), titulação das amostras (b) e ponto de viragem (c) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

44

Figura 21 Espectrômetro de emissão óptica em plasma de argônio (ICP OES) (Foto: Thais Queiroz Zorzeto).

44

Figura 22 Solução extraída dos substratos (a), acrescentada de solução tampão de cloreto (b) e determinado o teor de cloro (c) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

45

Figura 23 Disposição dos vasos nas bancadas feitas de paletes e chapas de papel reciclável impermeável, dentro da casa de vegetação. (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

47

Figura 24 Pesagem do substrato em laboratório (a), colocação do plástico separador da pedra e do substrato (b) e preenchimento dos vasos com os substratos em análise (c) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

47

Figura 25 Montagem do controlador para automatização da irrigação (a), montagem das válvulas solenóides da irrigação (b) e montagem dos microtubos para colocação de estacas gotejadoras em cada vaso (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

48

x

Figura 26 Montagem do sistema para coleta do percolado da irrigação: pratos de polipropileno com um furo por prato (a) e um anel de borracha encaixado (b), dentro do qual foi colocada uma mangueira para escoamento da água percolada. Com um trado, buracos foram abertos na superfície do solo (c) para encaixar os frascos coletores, tornando possível a medição do volume percolado das irrigações (d). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

49

Figura 27 Muda da cultivar Oso Grande. (Foto: Thais Queiroz Zorzeto).

49

Figura 28 Nível correto para o transplante de mudas (Fonte: PASSOS & PIRES, 1999).

50

Figura 29 Pesagem dos fertilizantes para solução nutritiva (a), medição diária da condutividade elétrica (b) e do pH (c) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

51

Figura 30 Folha do morangueiro coletada no experimento com sintomas de deficiência de magnésio (a) e de cálcio (b) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

53

Figura 31 Lagarta-rosca alimentando-se da folha do morangueiro (a) e mosquito Fungus gnatus (b). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

53

Figura 32 Morangueiro com quantidade excessiva de poeira em suas folhas (a), lavagem das folhas com pulverização de água (b) e morangueiros com folhas lavadas (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

54

Figura 33 Epiderme inferior da folha do morangueiro sadia (a) e com infestação de ácaro rajado (b); epiderme superior da folha do morangueiro sadia (c) e com sintoma de infestação de ácaro rajado (d). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

54

Figura 34 Fruto normal (a) e fruto branco (b) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

55

Figura 35 Primeiros sintomas visuais da incidência de Rhizoctonia: parte superior (a) e inferior (b) da epiderme foliar com as nervuras avermelhadas e escuras e evolução da doença (c) com a expansão do avermelhamento pela folha e murcha da planta (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

56

Figura 36 Aparecimento de fungos na fibra de coco granulada, nos volumes de 1,0 e 1,5 L por planta, na faixa correspondente à irrigação mais freqüente (a) e verificação das raízes, para observar a ocorrência de umidade excessiva nos substratos em planta cultivada em fibra de coco granulada, sob a mesma freqüência de irrigação (Foto: Thais Queiroz Zorzeto).

57

Figura 37 Umidades de quatro substratos (fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de arroz e casca de pínus Vida Verde) e duas misturas (fibra de coco granulada com casca de arroz e casca de pínus Lupa com casca de arroz), após secagem a 65ºC e a 103ºC.

58

Figura 38 Densidades volumétricas e aparentes da fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz e das misturas de fibra de coco granulada e casca de arroz e de casca de pínus Lupa e casca de

xi

arroz, através dos métodos descritos pela Instrução Normativa nº 31, de 23 de outubro de 2008, do MAPA Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA, 2008) e pela Norma Européia EN 13040 do Comitê Europeu de Normatização (CEN, 1999a).

59

Figura 39 Densidade real ou de partículas para a fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz e das misturas de fibra de coco granulada e casca de arroz e de casca de pínus Lupa e casca de arroz, pelo método descrito por MINER (1994).

63

Figura 40 Proporções de matéria orgânica e de cinzas que compõem a fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz e das misturas de fibra de coco granulada e casca de arroz e de casca de pínus Lupa e casca de arroz.

64

Figura 41 Valores de porosidade para fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz e das misturas de fibra de coco granulada e casca de arroz e de casca de pínus Lupa e casca de arroz, calculados pela Norma Européia EN 13041 de 1999 (CEN, 1999b).

65

Figura 42 Análise granulométrica para fibra de coco granulada e casca de pínus Lupa, com tempos de agitação de 3 e de 10 minutos.

66

Figura 43 Análise granulométrica para casca de pínus Vida Verde e casca de arroz, com tempos de agitação de 3 e de 10 minutos.

67

Figura 44 Análise granulométrica para as misturas de fibra de coco granulada e casca de arroz e de casca de pínus Lupa e casca de arroz, com tempos de agitação de 3 e de 10 minutos.

68

Figura 45 Água retida pela fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz e pelas misturas de fibra de coco granulada e casca de arroz e de casca de pínus Lupa e casca de arroz, na tensão de 10 hPa, sendo as referências para o ajuste da tensão a base do anel volumétrico e o centro do mesmo (metade da altura).

69

Figura 46 Curva de retenção de água da casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, fibra de coco granulada, casca de arroz, mistura de fibra de coco granulada com casca de arroz e mistura de casca de pínus Lupa com casca de arroz, submetidos às tensões 10, 30, 50, 60 e 100 hPa.

70

Figura 47 Espaço de aeração (EA), água facilmente disponível (AFD) e água tamponante (AT) para fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz, mistura de fibra de coco granulada com casca de arroz e mistura de casca de pínus Lupa com casca de arroz.

71

Figura 48 Comparação de métodos do MAPA (2008) e do CEN (1999b), para água retida pela fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz, mistura de fibra de coco granulada com casca de arroz e mistura de casca de pínus Lupa com casca de arroz, na tensão de 10

xii

hPa.

72

Figura 49 Correlação dos valores de pH obtidos para diferentes substratos (fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz e mistura de fibra de coco granulada e de casca de pínus Lupa, ambas com casca de arroz) em duas proporções de diluições da solução aquosa (1:1,5 e 1:5).

74

Figura 50 Análise de condutividade elétrica da fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz, mistura de fibra de coco granulada com casca de arroz e mistura de casca de pínus Lupa com casca de arroz, com diluição 1:1,5 e 1:5.

75

Figura 51 Capacidade de troca de cátions (CTC) dos substratos fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz, mistura de fibra de coco granulada com casca de arroz e mistura de casca de pínus Lupa com casca de arroz.

76

Figura 52 Massa seca da parte aérea do total das plantas, cultivadas em fibra de coco, casca de arroz e mistura de fibra de coco e casca de arroz, volume de substrato por planta e freqüência de irrigação.

77

Figura 53 Número total médio de frutos colhidos e para a massa fresca dos frutos, contados e pesados em campo, para cada tipo de substrato e volume de substrato por planta, na freqüência de irrigação de 2 vezes por dia.

78

Figura 54 Número total médio de frutos colhidos e para a massa fresca dos frutos, contados e pesados em campo, para cada tipo de substrato e volume de substrato por planta, na freqüência de irrigação de 3 vezes por dia.

79

Figura 55 Número total médio de frutos colhidos e para a massa fresca dos frutos, contados e pesados em campo, para cada tipo de substrato e volume de substrato por planta, na freqüência de irrigação de 4 vezes por dia.

80

Figura 56 Massa média dos frutos colhidos, para cada tipo de substrato e volume de substrato por planta, nas freqüências de irrigação avaliadas.

81

Figura 57 Diferença nos tamanhos dos frutos cultivados na mistura de substratos (a) e na casca de arroz pura (b) (Foto: Thais Queiroz Zorzeto).

82

xiii

Caracterização física e química de substratos para plantas e sua avaliação no rendimento do morangueiro (Fragaria χ ananassa Duch.)

RESUMO O estudo de atributos físicos e químicos de substratos no Brasil ainda é tido como incipiente,

sendo poucos os trabalhos realizados e escassa a padronização disponibilizada pelo MAPA −

Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. O substrato é um insumo utilizado no

cultivo em recipiente em substituição ao solo, principalmente como alternativa à eliminação

do uso do brometo de metila, proibido por lei, para desinfestação. O projeto, realizado de

2009 a 2011, foi dividido em duas fases: a primeira, em laboratório, no Instituto Agronômico

(IAC), consistiu na caracterização física e química de substratos para plantas; e a segunda, em

Jundiaí (SP), na avaliação da resposta do morangueiro, segundo produtividade e massa seca

da parte aérea, da cultivar Oso Grande cultivada em vaso com 3 diferentes substratos: fibra de

coco granulada, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz, casca de pínus Lupa e misturas de

fibra de coco e de casca de pínus Lupa, ambas com casca de arroz. O delineamento

experimental da 1ª fase foi inteiramente casualizado, com 6 tratamentos e 5 repetições. A 2ª

fase foi composta por tratamentos em faixas, sendo 3 tipos e 3 volumes de substrato e 3

freqüências de irrigação, com 5 repetições e 3 plantas por parcela. A fibra de coco granulada

apresentou alta porosidade (55%), baixa densidade volumétrica (174 kg m-3) e alta capacidade

de retenção de água. Para os substratos à base de pínus, a alta capacidade de retenção de

água, aliada à baixa porosidade (até 30%), podem trazer problemas à aeração do ambiente

radicular, à movimentação e drenagem de água no recipiente. A casca de arroz possui

granulometria composta por partículas grandes, o que favorece a aeração, mas prejudica a

retenção de água pelo material. No cultivo do morangueiro em vaso, a fibra de coco e a sua

mistura com a casca de arroz, em geral, não diferiram significativamente entre si para

quantidade e massa de frutos colhidos. Apesar disso, o melhor resultado obtido, em

magnitude, ocorreu para a mistura com freqüência de irrigação de 3 vezes por dia e 1,0 L de

substrato, com produtividade média de 223 g planta-1. A casca de arroz foi ineficiente para o

cultivo do morangueiro em vaso, pois seus frutos apresentaram-se aquém (11 g fruto-1) da

massa média dos frutos colhidos nos demais substratos. Entretanto, na forma de misturas, a

casca de arroz torna-se adequada ao cultivo, possibilitando resultados estatisticamente

semelhantes quando comparados à fibra de coco granulada, além de redução do custo de uso

desses substratos para o produtor.

Palavras-chave: cultivo sem solo, morango, propriedade do substrato.

xiv

Physical and chemical characterization of plant substrates and its assessment in the yield of strawberry (Fragaria χ ananassa Duch.)

ABSTRACT In Brazil the amount of published studies on substrate physical and chemical attributes is rare,

with few papers and scarce standardization through MAPA − Ministério da Agricultura

Pecuária e Abastecimento (Ministry of Agriculture, Livestock and Supply). The substrate is a

material used in the cultivation of container to replace the soil, mainly as an alternative to

eliminate the use of methyl bromide, product prohibited by law, for pest control. This project,

carried out from 2009 to 2011, was developed in two phases: the first phase, in the laboratory,

at the Agronomic Institute (IAC), consisted of a physical and chemical characterization of the

substrates for plants; and the second phase, in Jundiaí (SP), to evaluate the response of

strawberry, according to productivity and dry mass of shoot, Oso Grande cultivar grown in

pots in 3 different substrates: coconut fiber, pines bark Vida Verde, rice shell, pines bark Lupa

and mixtures of coconut fiber and pines bark Lupa, both with rice shell. The experimental

design of the first phase was randomized with six treatments and five replications. The

second phase consisted of banded treatments, with three types and three volumes of substrate

per plant and three irrigation frequencies, with five replications and three plants per plot. The

granulated coconut fiber show high porosity (55%), low bulk density (174 kg m-3) and high

water retention. For substrates with pine with high water retention and low porosity (until

30%) it may bring problems for the aeration of the rooting medium of plants, water movement

and drainage in a container. Rice bark has its particle size composed of large particles that

favor the aeration of the root environment, but affect negatively the water retention of the

material. In the strawberry crop in pots, coconut fiber and its blend with pure rice husk, in

general, did not significantly differed for the amount and weight of fruits. Nevertheless, the

best result occurred, in magnitude, for the mixture of substrates with irrigation frequency 3

times per day, with average yield of 223 g plant-1. Rice husk was ineffective for growing

strawberries in pots, because its fruits were below (11g fruit-1) of the mean weight of

harvested fruits in the other substrates. Therefore, in the form of mixtures, the pure rice husk

beyond become suitable, enabling statistically similar results when compared to granulated

coconut fiber, besides the reduction of the cost of using these substrates for the producer.

Key words: soilless cultivation, substrate property, strawberry.

1

1 INTRODUÇÃO

A agricultura tradicional realizada em campo aberto é dependente do meio físico

natural, tendo seu sucesso atrelado às condições do meio em que se encontra e às

circunstâncias favoráveis do clima. Qualquer condição adversa de alguns desses fatores leva

ao comprometimento da produção. Diante de tais problemas, o uso do cultivo protegido e de

substratos vem crescendo em todas as nações desenvolvidas, mostrando-se como alternativa

economicamente viável.

No Brasil, produtores e viveiristas do setor de plantas cultivadas em ambientes

protegidos já comprovaram as vantagens da utilização dessa técnica com relação ao cultivo

tradicional em solo. Dentre as já citadas, esse tipo de cultivo também possibilita a eliminação

do uso de produtos químicos para as etapas de desinfecção do solo e, atrelado ao cultivo do

morangueiro, reduz o consumo de pseudofrutos contaminados e a agressão ao ambiente,

justificando a importância e o incentivo ao estudo do tema.

A caracterização físico-química dos substratos é necessária para o conhecimento e a

padronização dos insumos e, principalmente, para que os agricultores e as indústrias possam

melhorar a qualidade e evitar prejuízos. Isso porque as características físico-químicas influem

não somente na adequação dos produtos às plantas, cultivadas em recipientes, como também

na formulação adequada, na recomendação e no monitoramento de adubações e no controle

preciso do manejo de água adotado no processo.

A avaliação de métodos para a caracterização física e química é tida ainda como

incipiente, visto que mesmo as normas internacionais, de há muito estabelecidas, não foram

ainda validadas pelos laboratórios brasileiros. Assim, visa-se contribuir para a padronização

dos métodos, já que, apenas com a definição adequada de métodos confiáveis para as

caracterizações física e química dos substratos será possível a comparação de resultados e as

recomendações necessárias para o produtor.

No Brasil, apesar de ser um insumo relativamente novo, há um grande interesse por

substratos. Além de apresentar vantagens comprovadas, como melhoria das condições

fitossanitárias, menores índices de perda no campo após transplante e aumento da

produtividade, também se baseia em uma indústria de reciclagem de resíduos.

Com relação ao morangueiro, um dos principais problemas da cultura está relacionado

às moléstias do sistema radicular, que pode ocasionar prejuízo aos produtores, com redução

2

gradativa da produção quando cultivado no mesmo local, ao longo dos anos. Dessa forma,

recomenda-se o cultivo sem solo, com o substrato como meio de fixação das plantas e com

sistema de fertirrigação.

Os objetivos do projeto foram: na primeira fase, em laboratório, caracterizar física e

quimicamente 6 tipos de substratos para plantas, sendo 4 deles puros (fibra de coco granulada,

dois tipos de casca de pínus provenientes de empresas diferentes e casca de arroz) e 2

misturas (fibra de coco granulada e casca de pínus Lupa, ambas com casca de arroz), por meio

dos atributos umidade, densidade volumétrica, densidade de partícula, porosidade,

granulometria e capacidade de retenção de água, e pH, condutividade elétrica e capacidade de

troca de cátions; na segunda fase, avaliar a resposta do morangueiro em três desses insumos

caracterizados física e quimicamente em três volumes de substrato (1,0, 1,5 e 2,0 L) e três

freqüências de irrigação (2, 3 e 4 vezes por dia).

3

2 REVISÃO DE LITERATURA

2.1 Substratos para Plantas

2.1.1 Solo e substrato para plantas

Substrato para plantas corresponde à matéria-prima ou mistura de matérias-primas que

substituem o solo no cultivo, servindo de suporte para as mudas e ancoragem para as raízes e

possibilitando o fornecimento de quantidades equilibradas de ar, água e nutrientes.

A dinâmica de cultivo em solo e em substratos é bastante distinta, devido,

principalmente, às condições de contorno existentes no perfil do solo e nos recipientes de

cultivo em substrato. Enquanto no solo há um perfil contínuo, nos recipientes o volume de

substratos é limitado (KLEIN et al., 2002), o que define o espaço para o crescimento das

raízes. Isso gera uma conseqüente necessidade para o adequado desenvolvimento das plantas:

o substrato deve manter um volume adequado de ar e de água facilmente disponíveis (BUNT,

1961). Caso contrário, seu crescimento poderá ser comprometido, seja por asfixia das raízes

por falta de oxigênio, por desidratação pela não retenção de água, por excesso, deficiência ou

desequilíbrio das concentrações de nutrientes ou por outros problemas causados indiretamente

pelos pontos supracitados, que tornam as plantas mais suscetíveis ao ataque de pragas ou

doenças (MINER, 1994).

A utilização do substrato em substituição ao solo no cultivo de certas culturas

relaciona-se com a necessidade de transportar as plantas de um lugar para outro, ou a

existência de fatores que limitam o cultivo intensivo no solo, como salinização, ou

ocasionalmente a transmissão de patógenos (ABAD et al., 1993). O morangueiro, por

exemplo, se cultivado em um mesmo solo por longo período de tempo, sem ser realizada

rotação de área, pode ter suas raízes fortemente atacadas por fungos. Além disso, para a

desinfestação do solo, utilizava-se o produto químico brometo de metila, proibido pelo

Protocolo de Montreal, de acordo com a Instrução Normativa Conjunta nº 1 de 10 de

setembro de 2002 (MAPA, 2002), por ser um gás potencialmente destruidor da camada de

ozônio.

Entretanto, a evolução do cultivo em substratos passa por algumas etapas: em primeiro

lugar, a caracterização do material, determinando-se suas propriedades físicas, químicas e

biológicas; depois, a comparação dessas propriedades com as de um substrato considerado

4

“ideal”; caso essas características sejam significativamente distintas dos valores ótimos

recomendados, proceder ao seu melhoramento; e, finalmente, considerar ensaios de

crescimento vegetal (ABAD et al., 1993).

Uma conseqüência dessa evolução é a aparição de uma diversidade de materiais que

pretendem satisfazer ao amplo leque de necessidades. A pesquisa de materiais e de suas

propriedades é determinada em parte pela maior exigência de controle na produção sem solo

e, por outro lado, pelo aumento da intensificação, a necessidade de otimizar operações, de

aproveitar melhor o espaço disponível e de limitar os custos (MARTÍNEZ, 2000), pois, como

ABAD et al. (1993) já afirmavam, do ponto de vista agrícola, a finalidade de qualquer meio

de cultivo é produzir uma planta de qualidade, no mais curto período de tempo, com os mais

baixos custos de produção, sendo que a obtenção e a eliminação do substrato, uma vez

utilizado, não deve provocar impacto ao ambiente.

2.1.2 Tipos de substratos

Os substratos podem ser diferenciados como orgânicos ou minerais, quimicamente

ativos ou inertes. Os materiais orgânicos têm origem em resíduos vegetais, sujeitos à

decomposição e, por isso, são mais ou menos quimicamente ativos devido aos sítios de troca

iônica, podendo adsorver nutrientes do meio ou liberá-los a eles. Entretanto, a maioria dos

substratos minerais é quimicamente inativa ou inerte, com exceção de alguns materiais que

possuem alta capacidade de troca de cátions, como a vermiculita.

Os materiais orgânicos mais comumente utilizados no cultivo de plantas podem ser

exemplificados com: turfa, cascas de árvores (sobretudo pínus), fibra de coco, casca de arroz

carbonizada, outras fibras e cascas. As matérias-primas minerais podem ser: vermiculita,

perlita, espuma fenólica, lã de rocha, argila expandida.

2.1.2.1 Turfa

Segundo a Associação Canadense de Turfa de Musgo Sphagnum (Canadian

Sphagnum Peat Moss Association) (CSPMA, 2010), o substrato turfa é resultado da

decomposição lenta do musgo sphagnum que se acumula nos pântanos do Canadá,

principalmente. Entretanto, por serem as turfeiras habitat natural de espécies de plantas e

animais, além de “arquivo” arqueológico e reservatório de carbono, sua exploração tem sido

5

alvo de grupos de defesa ambiental, o que tem levado à substituição da turfa por compostos

orgânicos (GRUSZYNSKI, 2002).

2.1.2.2 Casca de pínus

A casca de pínus é uma alternativa à substituição da turfa. Seus troncos possuem em

média de 12 a 20% de seu volume ocupado pela casca, o que pode variar de acordo com o

diâmetro das árvores, da espécie e das condições de crescimento. A casca é retirada no

processamento da madeira e, dentre as formas de aproveitamento desse resíduo, há o processo

de compostagem para a produção de substratos para o cultivo de plantas e a queima do

material para geração de energia (FOELKEL & FOELKEL, 2008).

2.1.2.3 Fibra de coco

O processamento do coco gera como resíduos suas cascas, de volume bastante

significativo, cujo descarte no ambiente provoca sérios problemas (PANNIRSELVAM et al.,

2005). Portanto, o desfibramento industrial da casca do coco para a produção de substrato

para plantas constitui uma solução bastante interessante, pois sua estrutura final granular

intercalada por fibrilas caracteriza um substrato com alta porosidade e boa capacidade de

retenção de água (KNAPIK, 2005).

2.1.2.4 Casca de arroz

Segundo SOUZA (1993), no processamento do arroz para indústria, as cascas

correspondem a aproximadamente 20% da massa total dos resíduos. Geralmente, essas cascas

são carbonizadas para sua utilização como substrato, por apresentar como características

aumento da retenção de água em relação ao substrato casca de arroz, alta porosidade e leveza,

permitindo boa aeração e drenagem e facilidade no manuseio.

Entretanto, para a correta carbonização da casca e para não seqüenciar em resultados

desastrosos, como incêndios ou perda do ponto ideal do processo, são necessárias cinco horas

de trabalho cuidadoso para cada metro cúbico de casca de arroz e o volume é reduzido apenas

pela metade. Caso seja perdido o ponto e as cascas tornem-se cinzas na carbonização, o

volume pode ser reduzido em até 20 vezes do total (SOUZA, 1993).

6

Como possibilidade à não carbonização das cascas de arroz, elas podem ser apenas

envelhecidas, processo que ocorre no material orgânico como resultado do passar do tempo,

devido a fatores ambientais, e que pode eliminar ou reduzir toxinas do meio, tornando-o

estabilizado (ABAD et al., 1993).

2.1.2.5 Mistura de substratos

Segundo CAMPOS (2008), estima-se um volume comercializado para substratos da

ordem de 250.000 t ano-1. Entretanto, para ser ideal para o cultivo, algumas características

são importantes: o substrato deve ser comercialmente compatível, ter disponibilidade

suficiente para abranger o mercado consumidor, apresentar uniformidade nos lotes e boa

capacidade de retenção de água, não degradar ou encolher de forma significativa com o uso,

apresentar baixa densidade volumétrica para diminuir custos de transporte, não ser veículo de

patógenos, sendo isento de elementos contaminantes, pragas, doenças ou materiais

indesejáveis (VILAR, 2008).

Pela dificuldade de se encontrar a maioria dessas características em apenas um

substrato, para utilizá-lo como única matéria-prima para a produção de culturas, muitas vezes

os produtores optam pela mistura de substratos, que juntos apresentam características físicas e

químicas mais adequadas para a produção em recipiente.

Entretanto, o resultado da mistura não é a soma de seus componentes. Segundo

FONTENO (1996), o mais importante na análise de um substrato não é saber do que ele é

composto, mas quais características esse meio apresenta.

2.2 Propriedades Físicas dos Substratos

Um material pode ser caracterizado mediante uma gama de propriedades, sejam elas

físicas, químicas ou biológicas. Entretanto, segundo KAMPF (2008), as características físicas

indispensáveis para a caracterização fundamental do material podem ser resumidas em:

densidade volumétrica, porosidade e capacidade de retenção de água. A partir dessas

propriedades é possível indicar a qualidade e sugerir usos e limitações dos substratos.

7

2.2.1 Umidade inicial

Para a secagem de substratos à temperatura de 103 ± 2ºC, segundo BURÉS (1997),

podem haver na matéria orgânica líquidos voláteis distintos da água e ocorrer oxidações ou

decomposições que modifiquem a medida, além de eventuais perdas por queima de material

orgânico. Assim, muitos laboratórios secam substratos orgânicos a temperatura 65 ± 5ºC,

como recomenda a Instrução Normativa nº 17, de 21 de maio de 2007, do Ministério da

Agricultura, Pecuária e Abastecimento, do Brasil (MAPA, 2007).

2.2.2 Densidade aparente e volumétrica

As densidades aparente e volumétrica expressam a relação entre a massa (incluindo o

espaço de poros) e o volume de uma amostra de substrato. Quanto menor for o recipiente

utilizado, menor deve ser a densidade do substrato nele disposto, pela limitação do espaço

para o desenvolvimento das raízes e das plantas. Considera-se como referência para substrato

utilizado em células e bandejas valores de densidade entre 100 e 300 kg m-3; para vasos de até

15 cm de altura, de 250 a 400 kg m-3; para vasos de 20 a 30 cm, de 300 a 500 kg m-3; para

vasos maiores, de 500 a 800 kg m-3 (FERMINO, 2002).

Entretanto, a maior dificuldade relaciona-se com a variação da densidade volumétrica

do material disposto no recipiente, por depender da pressão aplicada ao substrato, ou seja, da

força que o agente imprime ao material no momento do seu preenchimento, além do próprio

peso das partículas do substrato no momento da queda no recipiente e da umidade presente

nas partículas. Quanto maior a umidade, mais pesado fica o substrato e menor volume ele

ocupará, se for comparada à mesma massa com uma umidade menor (FERMINO, 2002).

O valor da densidade é importante também para a interpretação de outras

características, como porosidade, espaço de aeração e disponibilidade de água (FERMINO,

2003).

2.2.3 Densidade de partícula

A densidade de partícula, também denominada incoerentemente densidade real,

expressa a relação entre a massa de material seco e o volume real ocupado por essas

partículas, não incluindo o espaço ocupado por poros. Considera-se que partículas minerais

8

apresentam densidade de partícula de 2,65 g cm-3 e de matéria orgânica, de 1,45 g cm-3

(FERMINO, 2003).

2.2.4 Capacidade de retenção de água

Os substratos comportam-se em muitos aspectos com uma esponja (MINER, 1994).

Quando se introduz uma esponja em água e esta a satura, ao se deixar drenar livremente o

excesso de água, chegará um momento em que cessará a drenagem. Nesse ponto, a esponja

terá retido a máxima quantidade de água que é capaz de absorver, encontrando-se quase todos

seus poros ocupados por água, em um estado equivalente à capacidade de recipiente de um

substrato. Observa-se nesse ponto que os poros maiores não contêm água, mas ar.

Apertando-se a esponja entre as mãos, a princípio escorrerá água com facilidade por pouca

pressão exercida, mas cada vez terá de se aplicar mais força para liberá-la, chegando a um

ponto em que não a desprenderá mais. Entretanto, sua aparência úmida indica que houve

alguma retenção de água.

Dessa forma, pode-se comparar a pressão exercida na esponja a uma sucção a vácuo,

como fazem as raízes das plantas no substrato, como conseqüência da evaporação de água na

superfície das folhas pela transpiração, sendo máxima em condições de temperatura elevada

(MINER, 1994).

A princípio, com uma pequena sucção, a planta extrai facilmente a água retida nos

poros maiores, que passam a ser ocupados por ar. Cada vez mais energia é necessária,

podendo chegar a uma situação em que a planta murcha durante o dia com o calor e se

recupera ao anoitecer, quando diminui a perda de água por evapotranspiração. Se essa

situação for contínua, alcança-se o ponto de murcha permanente, em que a planta não dispõe

de energia suficiente para continuar extraindo a água retida pelo substrato nos poros menores

(segundo MINER (1994), naqueles menores que 0,0002 mm de diâmetro). Nessa situação, a

planta murcha de forma permanente, sem recuperar-se à noite.

O método mais difundido para a avaliação da distribuição volumétrica de ar e água nos

substratos agrícolas é o desenvolvido por DE BOODT & VERDONCK (1972). De acordo

com esses autores, para a avaliação dos volumes de ar e água dos substratos devem-se analisar

três valores de tensão, 10, 50 e 100 hPa (CORÁ & FERNANDES, 2008).

O volume de água retido no substrato na tensão 0 hPa define a porosidade total (PT)

do substrato. A tensão 10 hPa determina o volume de ar presente no substrato após cessar a

livre drenagem. Esse ponto foi definido em função da altura do recipiente, pois a maioria dos

9

cultivos em substratos era realizada em recipientes com altura entre 10 e 15 cm (DE BOODT

& VERDONCK, 1972). Assim, a diferença entre a PT do substrato e o volume de água retido

a 10 hPa corresponde ao espaço de aeração (EA) do substrato (CORÁ & FERNANDES,

2008).

A quantidade de água retida pelo substrato em um recipiente, depois de saturado e

deixado drenar livremente, ou seja, o valor complementar à determinação do espaço de

aeração, corresponde à capacidade de recipiente do substrato (MARTÍNEZ, 2002). Esse

conceito foi inicialmente definido por WHITE (1964), e desenvolvido posteriormente por DE

BOOT & VERDONCK (1972). Representou uma etapa importante na época para a decisão

da escolha do substrato de cultivo, a fim de se evitar asfixia da raiz devido à falta de oxigênio

no meio.

Esse conceito é análogo ao da capacidade de campo para solos, os quais se encontram

nesse estado quando cessa a drenagem, depois de saturados com água. Segundo MINER

(1994), não é suficiente que um substrato possua uma elevada capacidade de recipiente, já que

apenas uma parte da água retida nessas condições estará disponível às plantas.

Em experimentos com Fícus, conduzidos por DeBoodt e Verdonck, observou-se que

as plantas não apresentaram condições ótimas de desenvolvimento quando a tensão matricial

do substrato foi maior que 100 hPa. Portanto, definiu-se essa tensão como a limite

correspondente ao volume de água retido não disponível para a planta, denominado água

remanescente (AR) ou tamponante do substrato, ou ponto de murcha permanente (PMP).

Dessa forma, o volume de água retido no substrato e disponível às plantas corresponde ao

volume na faixa de tensão entre 10 e 100 hPa (CORÁ & FERNANDES, 2008).

No entanto, entre 10 e 100 hPa existem diferentes tensões de retenção de água, de

forma que DeBoodt e Verdonck observaram que tensões acima de 50 hPa afetavam de

maneira desfavorável o crescimento das plantas. Portanto, esse valor foi definido para

distinguir o volume de água facilmente disponível (AFD), retido entre as tensões de 10 e

50 hPa, do volume de água tamponante (AT) do substrato, entre as tensões de 50 e 100 hPa

(CORÁ & FERNANDES, 2008).

Conhecer a capacidade de retenção de água de um substrato é importante, pois permite

uma programação mais adequada do manejo da irrigação das culturas. É imprescindível esse

conhecimento para estabelecer um equilíbrio entre a água disponível para as plantas e o

espaço de aeração para o desenvolvimento das raízes, pois espaço de aeração deficiente e alta

retenção de água podem reduzir a oxigenação para as raízes e dificultar seu desenvolvimento

(LUDWIG et al., 2008).

10

Em condições ótimas, o substrato ideal deve apresentar entre 20 e 30% (v v-1) de água

facilmente disponível, entre 4 e 10% (v v-1) de água de reserva e entre 24 e 40% (v v-1) de

água total disponível para as plantas (ABAD et al., 1993)

Existem determinadas forças, responsáveis pela retenção de água nos microporos dos

substratos, que vencem a força da gravidade, como as forças capilares, que resultam da

atração da água pelas superfícies de contato. Por exemplo, ao se submergir um tubo capilar

de vidro na água, o líquido alcançará no tubo uma altura superior ao nível da água no

recipiente, sendo tanto mais alto quanto menor o diâmetro do tubo, pois maiores serão as

forças capilares que retêm água (MINER, 1994). De forma semelhante ocorre nos microporos

de um meio de cultivo: quanto menor o tamanho da partícula e, portanto, o diâmetro dos

poros, maior será a força de retenção de água por capilaridade.

A energia responsável pela força de sucção necessária para que a planta extraia a água

retida no substrato, denominada potencial matricial, será tanto maior quanto menor forem os

poros. Essa água retida por capilaridade, não sendo capaz de realizar trabalho livremente e,

portanto, havendo a necessidade de se aplicar uma força de sucção para extraí-la, terá

potencial negativo e tanto mais negativo quanto mais retida se encontre a água no meio

(MINER, 1994).

2.2.5 Granulometria

Esse atributo corresponde à distribuição das partículas de um material segundo seu

tamanho, expresso como a porcentagem da massa de cada fração em relação à massa total

seca ao ar. Esse conhecimento permite a manipulação dos substratos de forma que se consiga

a melhor mistura ou o melhor material para diferentes tipos de cultivo e de necessidade das

plantas, o que é possível devido às diferentes granulometrias e proporções entre macro e

microporosidade que permitem também diferentes relações entre ar e água para o meio de

crescimento (BURÉS, 1997).

Por exemplo, quanto maior a proporção de partículas grandes com poros grandes,

menor será a retenção de água e mais aerado será o meio. No entanto, um material com

granulometria mais fina e poros menores retém mais água, inclusive a que estará dificilmente

disponível às plantas, e mais deficiente será a aeração do meio. De acordo com FERMINO

(2003), o tamanho de partículas inferior a 1 mm causa um decréscimo significativo na

porosidade e um aumento na retenção de água. Segundo CADAHIA (1998), em geral, o

melhor substrato é definido como um material de textura média a grossa, com distribuição de

11

tamanho de poros entre 30 e 300 µm, pois, assim, haverá equilíbrio entre a água disponível e a

aeração do ambiente de crescimento das plantas.

2.2.6 Porosidade total

A porosidade total expressa o volume de substrato não ocupado por partículas e é

definida como a diferença entre o volume total e o volume de sólidos de uma amostra, sendo

variável com o passar do tempo do cultivo, devido à acomodação das partículas.

Segundo BURÉS (1997) e MARTÍNEZ (2002), a maior parte dos substratos utilizados

no cultivo de plantas apresentam, além dos poros externos entre as partículas, também poros

internos tanto fechados, ou seja, sem ligação com o meio, quanto abertos. Materiais sintéticos,

como o isopor, são exemplos de substrato com poros internos fechados, que não interferem na

porosidade; os materiais orgânicos, em contrapartida, possuem poros internos abertos, que

formam uma rede de interligação com o meio externo.

A importância desse atributo está no estabelecimento da capacidade de regular o

fornecimento de água e de ar às plantas, através da dimensão dos seus poros (HANDRECK &

BLACK, 1999). Os poros internos, por exemplo, apresentando em geral tamanho reduzido,

permitem aos substratos reter água a tensões mais elevadas, determinada pela altura do

recipiente (BURÉS, 1997).

Além disso, pelo fato de as partículas não apresentarem tamanhos regulares e não

serem esféricas, ao aumentar o tamanho das partículas, a porosidade tende também a

aumentar. Entretanto, a mistura de partículas de diversos tamanhos pode diminuir a

porosidade, devido ao efeito cimentante que ocorre quando partículas de menor tamanho se

encaixam nos espaços livres formados entre as partículas de maior tamanho.

Há uma classificação para esses poros, estabelecida por DRZAL et al. (1999), definida

segundo sua função da seguinte forma: macroporos são aqueles maiores do que 416 µm e que

não retêm água após saturação e livre drenagem, equivalendo portanto ao volume ocupado

por ar; mesoporos equivalem ao conteúdo de água disponível, estabelecido como uma coluna

de água equivalente à metade da altura de substrato e 30 kPa (300 hPa); microporos retêm

água a tensões entre 30 kPa e 1,5 MPa, sendo essa considerada como a reserva de água para

as plantas; e ultramicroporos caracterizam o espaço poroso que retém água em tensão maior

que 1,5 MPa, considerada por esses pesquisadores como “água indisponível” para as plantas

(FERMINO, 2003).

12

A porosidade considerada ideal é de 85% (DE BOODT & VERDONCK, 1972), e o

espaço de aeração, de 20 a 40% do volume (LUDWIG et al., 2008).

2.3 Métodos de caracterização física de substratos

Para a definição e determinação destas propriedades, é extremamente importante

estabelecer métodos normalizados (MARTÍNEZ, 2002), pois sendo o substrato para plantas

um insumo, suas propriedades devem estar suficientemente caracterizadas na embalagem para

que o comerciante saiba dar esclarecimentos sobre esse produto, o consumidor possa decidir

de forma consciente por sua aquisição e uso e o poder público possa fiscalizar a veracidade da

informação, quando necessário (KAMPF, 2001).

Entretanto, apesar das especificações dos substratos terem sido normatizadas pela

Instrução Normativa nº 17, de 21 de maio de 2007, do Ministério da Agricultura, Pecuária e

Abastecimento (MAPA, 2007), a caracterização física de substratos ainda é incipiente, já que

mesmo as normas internacionais, há muito estabelecidas, não foram validadas pelos

laboratórios brasileiros. Além disso, intervir nas propriedades físicas de um substrato, quando

já disposto em um recipiente, é uma capacidade praticamente nula ao produtor, ao contrário

das propriedades químicas, que podem ser facilmente modificadas (MILNER, 2001). Apenas

com a definição adequada de métodos confiáveis para a caracterização física dos substratos

será possível a comparação de resultados, a padronização dos insumos e as recomendações

necessárias para o produtor.

2.3.1 Legislação

No Brasil, foi publicada, no dia 17 de dezembro de 2004, pelo Ministério da

Agricultura, Pecuária e Abastecimento, através da Secretaria de Apoio Rural e

Cooperativismo, a Instrução Normativa nº 14, de 15 de dezembro de 2004, que aprova as

definições e normas sobre as especificações e as garantias, as tolerâncias, o registro, a

embalagem e a rotulagem dos substratos para plantas (MAPA, 2004).

Nessa Instrução Normativa são apresentadas as formas de expressão dos atributos

obrigatórios da caracterização de substratos para plantas. Por exemplo: umidade máxima em

% m m-1; densidade em kg cm-3; capacidade de retenção de água (CRA) em % m m-1;

condutividade elétrica (CE) na forma de uma faixa ± 0,3 mS cm-1; potencial hidrogeniônico

13

(pH) com uma faixa de ± 0,5; e facultativamente a capacidade de troca catiônica (CTC) em

mmolc dm-3 ou mmolc kg-1 (MAPA, 2004).

Em 12 de setembro de 2006, foram publicados os métodos oficiais para a

determinação dos parâmetros obrigatórios em substratos de plantas e condicionadores de solo

e republicados através da Instrução Normativa nº 17, em 21 de maio de 2007 (MAPA, 2007),

no Diário Oficial da União, da Secretaria de Defesa Agropecuária. Essa Instrução Normativa

foi alterada pela atual Instrução Normativa nº 31, de 23 de outubro de 2008 (MAPA, 2008).

Na Europa, o processo para normalização de Substratos de Cultivo e Melhoradores de

Solo iniciou-se em 1989, com a criação do Comitê Técnico 223, dentro do Comitê Europeu de

Normatização (CEN) (BURÉS & FARRÉ, 2000). Esse grupo é composto por quatro

subgrupos, sendo que há um específico para métodos de análises físicas e químicas. Em 1999,

devido ao empenho dos pesquisadores e dos laboratórios envolvidos, a Europa teve

publicadas suas Normas de análise e caracterização dos componentes e das misturas de

substratos para plantas, o que representa um avanço na busca do consenso para esse mercado

(FERMINO, 2003).

2.3.2 Preparo das amostras

A Norma Européia EN 13040 (CEN, 1999a) determina para o preparo das amostras

passar cerca de 5 L de substrato por uma peneira de 20 mm e, se necessário, agitar

suavemente. Se a peneira retiver mais do que 10% em volume, o procedimento não é

considerado apropriado para o material ensaiado. Se a quantidade retida for menor que 10%,

esse material deverá ser reduzido fisicamente, para que se consiga passar toda a amostra pela

peneira.

A Instrução Normativa nº 17, de 21 de maio de 2007 (MAPA, 2007), determina passar

a totalidade da amostra, como recebida, pela peneira de malha 19 x 19 mm (ASTM ¾"). Caso

fique retida uma quantidade menor ou igual a 10%, deve-se proceder à redução física das

partículas, em partes iguais e tantas vezes quantas forem necessárias, para que todo o material

passe através da peneira. Caso uma quantidade superior a 10% fique retida na peneira de 19 x

19 mm, os métodos para análise física são inadequados ao material e não devem ser

utilizados.

14

2.3.3 Matéria seca e umidade

Para a determinação da umidade de substratos, a Norma Européia EN 13040 (CEN,

1999a) determina secar 50 g de amostra em estufa ventilada a 103 ± 2ºC, até que a diferença

entre duas pesagens sucessivas não exceda 0,1 g.

A Instrução Normativa nº 17, de 21 de maio de 2007 (MAPA, 2007), para a

determinação da umidade atual, instrui que deverá ser levada uma alíquota de 100 g da

amostra à estufa a 65 ± 5°C até massa constante e o cálculo baseado na perda de água em

função da massa úmida, sendo o resultado final expresso em % (m m-1). Com relação às

garantias, a tolerância para a umidade é de até 10% para menos.

KLEIN et al. (2002), avaliando diferentes tempos e temperaturas de secagem de

substratos, observaram que, independentemente da temperatura, após 12 horas, pouca ou

nenhuma variação ocorreu na umidade medida.

2.3.4 Densidade aparente ou volumétrica

Os métodos da Norma Européia EN 13040 (CEN, 1999a) e de MINER (1994)

obedecem aos mesmos procedimentos, utilizam um peso externo de 650 g, equivalente a uma

pressão de 8,6 g cm-² (FERMINO, 2003), para comprimir um determinado volume de

substrato.

O procedimento determina passar o substrato através de uma peneira de 20 mm de

malha com agitação suave, de forma que preencha completamente o cilindro de ensaio,

previamente pesado e disposto logo abaixo da peneira. Se mais de 10% do volume ficar retido

na peneira, o procedimento é inadequado para o material ensaiado. Uma vez preenchido o

aparelho, deve-se nivelar a borda superior do cilindro e colocar o pistão suavemente sobre o

material, deixando-o durante 180 ± 10 s.

Na Alemanha, a densidade aparente ou volumétrica é descrita segundo HOFFMANN

(1970), pelo método da auto-compactação. Esse método consiste em preencher uma proveta

plástica transparente e graduada de 250 mL com o substrato, com umidade próxima a 50%

(quando a amostra ao ser comprimida entre os dedos mantém-se aglutinada, sem formar

torrão). Após, esta proveta é deixada cair sob a ação de seu próprio peso, de uma altura de

10 cm, por 10 vezes consecutivas. Com o auxílio de uma espátula, nivela-se a superfície

levemente e lê-se o volume obtido. Em seguida, pesa-se o material úmido e leva-se à estufa

15

para secagem a 105ºC, quando mineral, ou 65ºC, quando orgânico, por 48 horas ou até peso

constante.

No Brasil, a Instrução Normativa nº 31, de 23 de outubro de 2008 (MAPA, 2008),

descreve o método da auto-compactação, de forma bastante semelhante ao utilizado na

Alemanha, diferindo apenas no volume da proveta (utiliza-se a de 500 mL) com

preenchimento até, aproximadamente, a marca de 300 mL com o substrato na umidade atual.

Algumas das características físicas de substratos comumente avaliadas em laboratório

são determinadas com base no volume calculado em relação à densidade da amostra úmida,

como densidade da amostra seca, porosidade total, espaço de aeração e água disponível.

Entretanto, os métodos existentes na Europa e no Brasil diferem entre si em relação à

umidade inicial do substrato para a determinação da sua densidade volumétrica. Segundo

SPIER et al. (2008), é necessário padronizar os procedimentos para a mensuração. Ainda, o

autor e seus colaboradores afirmam que a correção do teor de umidade inicial da amostra para

50% (v v-1), com base na determinação prévia da matéria seca, parece ser o procedimento

mais adequado para reduzir a variabilidade observada nos resultados das análises de rotina.

Para o trabalho, SPIER et al. (2008) utilizaram casca de arroz carbonizada, substrato

comercial à base de casca de pínus e substrato comercial à base de turfa, em três repetições.

Os dados obtidos indicaram resultados semelhantes para os dois métodos de determinação de

densidade da amostra úmida e apontaram uma redução na variação dos teores de umidade

inicial das amostras submetidas ao método com correção prévia da umidade.

2.3.5 Densidade de partícula

Para a determinação da densidade de partícula, ROWEL (1994) recomenda pesar um

copo de 250 mL e colocar nele cerca de 25 cm³ de amostra seca a 103 ± 2ºC. Adiciona-se

50 mL de água e ferve-se, para retirar o ar (± 30 min). Resfria-se a suspensão. Pesa-se um

balão volumétrico de 250 mL e coloca-se nele a suspensão resfriada. Usa-se funil na

transferência da suspensão, cuidando para não perder partículas da amostra. Completa-se o

volume do balão e pesa-se novamente.

MINER (1994) descreve um método bastante semelhante ao de ROWEL (1994), que

consiste em pesar balão picnômetro de 100 mL, limpo e seco, acrescentando-se uma

quantidade de substrato (seco a 103 ± 2ºC durante 24 h) e água destilada e fervida até,

aproximadamente, metade do volume do balão. O ar existente entre as partículas é expulso,

fervendo suavemente o conteúdo do balão durante alguns minutos. Em seguida, esfria-se em

16

banho termostático a 20ºC e preenche-se com água destilada, previamente fervida e esfriada a

20ºC, pesando-se o balão com o substrato e todos os poros preenchidos com água. Faz-se

então o mesmo procedimento apenas com água destilada para calibrar o balão utilizado.

2.3.6 Capacidade de retenção de água

Os métodos de determinação da curva de retenção de água (CRA) ainda não estão

estabelecidos e necessitam de estudos de comparação entre eles, pois conforme constatado por

FERMINO (2003) os métodos do funil e da mesa de tensão diferem entre si, e diversos

autores variam a determinação da CRA entre os métodos existentes, ou variações de um

mesmo método.

A Norma Européia EN 13041 (CEN, 1999b) não é adequada para materiais muito

grossos ou não particulados. É aplicável aos materiais com partículas menores ou iguais a

25 mm e/ou fibras flexíveis menores ou iguais a 80 mm. A amostra é saturada com água e se

equilibra a uma pressão de 50 cm de coluna d´água em um leito de areia. A amostra é

transferida para cilindros formados por dois anéis, re-umedecida e equilibrada a uma pressão

hidrostática de 10 cm de coluna d´água. Uma vez alcançado o equilíbrio, calculam-se as

propriedades físicas a partir dos pesos secos e úmidos da amostra do anel inferior.

O método da mesa de tensão, descrito por KIEHL (1979), consiste em preencher os

cilindros, conforme a densidade determinada por quaisquer dos métodos, e colocá-los, em

conjunto, para drenar sobre uma mesa com tampo de vidro coberto com papel. A tensão é

determinada pela altura da coluna. É um método demorado, podendo levar até 15 dias para

completar a curva (10, 50 e 100 cm equivalentes a 10, 50 e 100 hPa).

O método de DE BOODT et al. (1974) pressupõe a utilização de vasos preenchidos

com substrato, saturados e postos para drenar, evitando-se a evaporação. Após cessada a

drenagem, e de posse de todos os valores da pesagem de todas as etapas, procede-se ao

cálculo para obtenção da porosidade, espaço de aeração e capacidade de recipiente.

Para a determinação da CRA, segundo a Instrução Normativa nº 31, de 23 de outubro

de 2008 (MAPA, 2008), é usado o método que emprega a tensão de 10 cm de coluna de água,

que equivale a 0,1 kPa (10 hPa). O resultado deve ser expresso em % (m m-1) e a tolerância da

garantia é de até 10% para mais.

A construção das curvas de retenção de água deve ser efetuada com os valores de

umidade volumétrica obtidos através dos percentuais de água retida para cada tensão. De

posse desses dados, podem-se obter as seguintes características:

17

- Porosidade Total (PT): umidade volumétrica nas amostras saturadas (0 hPa);

- Espaço de aeração (EA): diferença entre a porosidade total e a umidade volumétrica na

tensão de 10 cm de coluna d´água (10 hPa);

- Água facilmente disponível (AFD): volume de água encontrado entre os pontos 10 e 50 cm

de coluna d´água (10 e 50 hPa);

- Água tamponante (AT): água volumétrica liberada entre 50 e 100 cm de coluna d´água;

- Água disponível (AD): volume de água liberado entre 10 e 100 cm de coluna d´água;

- Água remanescente: volume de água que permanece na amostra após ser submetida à

pressão de sucção de 100 hPa, equivalente à “água de microporos”.

Segundo KLEIN et al. (2002), durante o processo para a determinação da capacidade

de retenção de água em substratos, ocorre uma redução de volume, com acomodação natural

do material e essa redução deve ser medida, pois a variação do volume pode alterar a

distribuição do tamanho dos poros e da dinâmica da água. De acordo com os autores, o

método de análise da retenção de água utilizando dois cilindros não difere do método em que

apenas um cilindro é utilizado, desde que se compense a altura da acomodação do material.

2.3.7 Granulometria

Quanto à determinação da granulometria, sua obtenção segue o método padrão de

agitação mecânica em peneiras, sendo abertura da malha e número de peneiras os maiores

variantes nesta medida.

FERMINO (2003) determinou para a realização da análise granulométrica a utilização

de uma amostra de 100 g de substrato, seco ao ar, colocada sobre um jogo de peneiras,

acoplado a um agitador mecânico, por 3 min. As malhas das peneiras empregadas eram de

3,35 – 2,00 – 1,00 – 0,60 – 0,106 mm. Após a agitação, o material retido em cada peneira foi

pesado, sendo o valor determinado utilizado para cálculo da porcentagem sobre o peso da

amostra.

MINER (1994) afirma que não existe uniformidade quanto à série de peneiras que

devem ser utilizadas para a classificação granulométrica dos substratos. Para tanto, devem ser

selecionadas em função das disponibilidades e do objetivo das análises granulométricas: com

fins de classificação de turfas e de compostos provenientes de resíduos urbanos, empregam-se

as peneiras de maior tamanho (40, 25, 12,5, 6,3, 5 e 2 mm); para estudar as propriedades

físicas de aeração e retenção de água, devem-se selecionar peneiras compreendidas entre 0,1 e

1 mm.

18

Parte-se de 100 g de amostra de material seco ao ar ou em estufa de convecção forçada

à temperatura inferior a 40ºC. Colocam-se as peneiras ordenadas por tamanhos no

equipamento, que deve funcionar durante 10 min à máxima amplitude e de forma

intermitente. Passado esse tempo, pesa-se o conteúdo de cada peneira e do coletor do fundo

em recipiente tarado, com precisão de 0,01 g. A soma de todas as frações não deve ser inferior

em mais de 2% do peso inicial da amostra. A diferença ou a perda do peneiramento se

incorpora na fração mais fina. Os resultados se expressam como porcentagem em peso de

cada fração (MINER, 1994).

2.4 Propriedades Químicas dos Substratos

Para a caracterização química dos substratos, destacam-se duas propriedades ditas

como principais: pH e capacidade de troca de cátions (CTC) (ARAÚJO, 2003).

O pH influencia diretamente tanto na solubilidade, quanto na disponibilidade dos

nutrientes para as plantas. Por exemplo, em uma solução básica com pH acima de 8, o ferro

(Fe3+) precipita como hidróxido de ferro (Fe(OH)3) insolúvel, resultando na indisponibilidade

do ferro para absorção pelas plantas (EPSTEIN & BLOOM, 2006). Segundo

ARAÚJO (2003), o nível adequado de pH em água no ambiente radicular deve ficar entre 5,0

e 6,0.

A capacidade de troca de cátions pode ser definida como a quantidade de cátions

existentes na superfície das partículas do substrato que pode ser trocada com a dos cátions da

solução nutritiva. Quando o manejo adotado possui alta freqüência de aplicação de

fertilizantes, é recomendada uma capacidade de troca de cátions mais baixa, quase nula.

Entretanto, com aplicações mais distantes, é desejável que os valores de CTC sejam mais

elevados, possibilitando assim a retenção dos nutrientes no substrato e a sua liberação

gradativa às plantas (MARTÍNEZ, 2002).

2.5 Métodos de caracterização química de substratos

MINER (1994) conta que um agricultor da Bélgica enviou amostras idênticas de

substrato para avaliar sua salinidade a um laboratório local e a outro holandês. Os resultados

de condutividade elétrica foram, respectivamente, de 0,5 e 1,6 mS cm-¹, o que o fez duvidar

da qualidade dos resultados. A razão para tal disparidade era simples: ambos os laboratórios

19

trabalhavam em base de volume, mas com relações diferentes de diluição para extrair os sais

do substrato com água.

No Brasil, o problema é semelhante. A Instrução Normativa nº 17, de 21 de maio de

2007 (MAPA, 2007), recomenda que o pH e a condutividade elétrica (CE) sejam

determinados no mesmo extrato que emprega a relação de 1:5 (substrato:água) em volume,

sendo que a dosagem do volume de substrato é feita em massa calculada pela densidade

úmida. Entretanto, alguns laboratórios utilizam um método europeu adaptado de

SONNEVELD et al. (1974), que recomenda a diluição na razão de 1:1,5.

Segundo ABREU et al. (2007), a diluição mais baixa (1:1,5) é adotada na Holanda,

com padronização da umidade inicial, sendo as amostras submetidas a uma pressão constante

de 0,1 kg cm-2 antes de se proceder à sua diluição (SONNEVELD et al., 1974;

SONNEVELD, 1988). A proporção de diluição mais alta (1:5) foi proposta pelo Comité

Europeo de Normalización (Comitê Europeu de Normalização) (CEN, 2001).

2.6 Morangueiro

2.6.1 Origem da planta

Segundo a classificação botânica, o morangueiro pertence à família das Rosáceas, ao

gênero Fragaria e à espécie Fragaria χ ananassa Duch. A parte do morango considerada

erroneamente como semente pelos leigos constitui os verdadeiros frutos, botanicamente

denominados aquênios. O receptáculo desses frutos é a polpa comestível.

O morangueiro cultivado atualmente originou-se do cruzamento natural das espécies

Fragaria virginiana e Fragaria chiloenses, oriundas respectivamente da América do Norte e

do Chile, plantadas lado a lado em jardins europeus, com finalidades ornamental e medicinal,

no século XVIII (SANTOS, 1999).

Comercialmente, o início de sua exploração ocorreu no século XIX (RESENDE et al.,

1999), depois que o oficial das Forças Armadas da França, Amédée François Frazier, que

tinha como hobby coletar e cultivar plantas exóticas em seu jardim, encontrou a espécie de

morango (Fragaria chiloensis) em uma das viagens que fez ao Chile, em 1714. Daquelas

plantas, ele coletou cinco mudas e verificou que o material era bastante semelhante às plantas

de Fragaria virginiana, coletadas em viagem à América do Norte, porém com frutos maiores,

mais firmes e com coloração e aroma menos acentuados. Cultivou então a muda obtida e a

propagou através de estolhos, próxima à Fragaria virginiana, observando que as plantas mais

20

próximas produziam maior número de frutos, com melhor formação e tamanho superior.

Com isso, concluiu que a Fragaria chiloensis possuía apenas flores femininas, e a Fragaria

virginiana, com flores hermafroditas, fecundava a primeira, obtendo assim maiores

rendimentos (SANTOS, 1999). Visando à maior propagação do material, a propagação foi

realizada pela germinação dos aquênios e, como resultado, algumas plantas possuíam frutos

bastante superiores às espécies originais e muitas tinham flores completas (com órgãos

masculinos e femininos na mesma flor). Essas eram selecionadas para plantios subseqüentes

e deram origem ao morangueiro cultivado atualmente Fragaria χ ananassa Duch (SANTOS,

1999).

2.6.2 Cultivares

A partir de meados do século XIX, instituições de pesquisa iniciaram programas

organizados de melhoramento genético da espécie, produzindo cultivares superiores, o que

despertou interesse comercial pela cultura, primeiramente na América do Norte (SANTOS,

1999).

No Brasil, com a introdução de novas técnicas e de cultivares melhoradas

desenvolvidas especialmente pelo Instituto Agronômico (IAC), a cultura do morangueiro foi

impulsionada a partir da década de 60 (DUARTE FILHO et al., 1999).

As cultivares mais plantadas na década de 1990 foram Dover, IAC Campinas,

Guarani, AGF-80, Sequóia, Princesa Isabel, Oso Grande, Chandler, Lassen e Toyonoka,

introduzida do Japão. Essas cultivares são consideradas de dias curtos, pois o florescimento e

a frutificação ocorrem em condições de fotoperíodo curto e temperaturas amenas. Nas

regiões produtoras brasileiras que utilizam cultivares de dias curtos, os plantios são iniciados

nos meses de março a maio, com a produção de frutos concentrando-se, predominantemente,

nos meses de junho a novembro (DUARTE FILHO et al., 1999).

Mesmo com a ampla difusão de cultivares com elevado potencial produtivo, como

demonstram PURQUERIO et al. (2007) (Tabela 1), em experimento realizado em Socorro,

SP, em 2006, a média nacional está em torno de 476 g planta-1 (ANTUNES et al., 2008).

Na região sudeste brasileira, atualmente, a cultivar Oso Grande é a mais plantada, em

função da produtividade e da firmeza dos seus frutos. Com origem na Universidade da

Califórnia, Estados Unidos, é uma cultivar característica de dias curtos e temperaturas amenas

e possui grande aceitação no mercado com seus frutos grandes, firmes e doces com baixa

acidez e coloração vermelha intensa, polpa firme e resistente ao manuseio e ao transporte.

21

Com produção precoce, possibilita a colheita a partir de 60 dias após o plantio. Apesar de ser

sensível a fungos de solo, é tolerante à micosferela (SANTOS, 2005).

Tabela 1 – Produtividade de seis cultivares de morangueiro, mensalmente e no período total

de colheitas (maio a outubro). Sítio Santo Antônio, Socorro, SP, 2006.

Cultivar Maio-junho Julho Agosto Setembro Outubro Total g planta-1

Aleluia 38,9 b 129,2 ab 145,8 c 214,2 a 169,8 ab 698,0 ab Camarosa 107,5 a 50,2 b 120,5 c 236,5 a 193,8 ab 708,5 ab Diamante 62,3 ab 129,7 ab 162,0 bc 90,7 a 95,7 b 540,5 b Festival 95,5 ab 151,0 ab 305,8 ab 176,0 a 331,9 a 1060,2 a Oso Grande 78,0 ab 152,9 a 341,3 a 162,9 a 198,0 ab 933,1 ab Sweet Charlie 58,3 ab 80,7 ab 268,2 ab 236,1 a 166,5 ab 809,8 ab

Médias na coluna, seguidas de mesma letra, não diferem entre si, pelo teste de Tukey 5%.

Fonte: PURQUERIO et al. (2007).

2.6.3 A cultura em números

O morangueiro (Fragaria χ ananassa Duch.) é a principal espécie cultivada no Brasil

pertencente ao grupo das pequenas frutas. Segundo dados da FAO (2010) (Food and

Agriculture Organization of the United Nations, ou Organização das Nações Unidas para

Agricultura e Alimentação), os Estados Unidos concentram a maior produção da fruta fresca

no mundo, com 1.270.694 t em 2009, área plantada de 23.504 ha e produtividade de

aproximadamente 54,0 t ha-1. Completam a lista dos países maiores produtores mundiais em

2009 a Turquia com 292 mil t, a Espanha com 264 mil t, o Egito com 200 mil t, a Polônia

com 199 mil t e o Japão com 185 mil t.

No Brasil, segundo MADAIL et al. (2005) a produção anual gira em torno de

100 mil t, principalmente nas regiões Sul e Sudeste, sendo os três maiores Estados produtores

Minas Gerais, São Paulo e Rio Grande do Sul, responsáveis por mais de 80% da produção

nacional.

No Estado de São Paulo, em geral, a área cultivada reduziu de 673 ha para 497 ha,

entre os anos de 2000 e 2009, assim como a produção de 21.671 t para 18.904 t. Entretanto, a

produtividade por área, após ter sofrido um decréscimo (de 32,2 t ha-1 para 28,8 t ha-1, em

2008), teve um considerável aumento em 2009, atingindo 38,0 t ha-1 (Tabela 2) (IEA, 2011).

22

Tabela 2 – Área cultivada, produção e produtividade de morango no Estado de São Paulo,

entre os anos de 2000 e 2009.

Área cultivada Produção Produtividade Ano ha t t ha-1 2000 673 21.671 32,2 2001 707 23.607 33,4 2002 615 19.787 32,2 2003 560 17.714 31,6 2004 699 23.401 33,5 2005 645 22.412 34,7 2006 447 14.719 32,9 2007 421 12.479 29,7 2008 476 13.733 28,8 2009 497 18.904 38,0

Fonte: IEA (2011)

Entre os anos de 2000 e 2009, os maiores produtores de morango do Estado de São

Paulo alternavam-se entre os municípios de Atibaia, Jarinu e Piedade (Tabela 3).

Tabela 3 – Área cultivada (ha), produção (t) e produtividade (t ha-1) de morango nos

principais municípios produtores do Estado de São Paulo, entre os anos de 2000 e 2009.

Atibaia Jarinu Jundiaí Piedade Área Prod. Produtiv. Área Prod. Produtiv. Área Prod. Produtiv. Área Prod. Produtiv. Ano

ha t t ha-1 ha t t ha-1 ha t t ha-1 ha t t ha-1 2000 120 2.880 24 50 1.800 36 20 576 29 200 8.000 40 2001 120 2.880 24 80 2.880 36 20 576 29 180 7.200 40 2002 120 2.880 24 80 2.880 36 20 576 29 80 3.200 40 2003 120 2.880 24 80 2.880 36 20 576 29 80 3.200 40 2004 270 8.088 30 80 2.880 36 20 840 42 80 3.200 40 2005 120 2.880 24 80 2.880 36 20 840 42 200 8.000 40 2006 120 2.880 24 80 2.880 36 46 1.319 29 30 1.560 52 2007 120 2.880 24 70 2.520 36 46 1.319 29 ----- ----- ----- 2008 120 2.880 24 101 3.232 32 46 1.319 29 ----- ----- ----- 2009 80 1.920 24 60 1.920 32 5 210 42 200 10.400 52 Fonte: IEA (2011). Produtiv. = produtividade

Até 2008, Jundiaí figurava como o 4º maior produtor de morango do Estado, mas o

alto valor da terra e de mão-de-obra e a dificuldade em controlar pragas e doenças foram

apontados como os fatores que levaram à redução da produção (CALEGARIO et al., 2008).

23

2.7 Cultivo do morangueiro

Os consumidores evoluíram sua visão de qualidade com relação aos produtos

consumidos e é cada vez mais crescente a exigência de produtos com bom aspecto visual e

seguros para o consumo, cujas técnicas de produção sejam ambientalmente responsáveis.

Enquadrar-se nesses requerimentos, aliando custo/benefício, representa um papel diferencial

na comercialização do produto.

Exemplificando, um dos maiores entraves da produção da cultura do morango, que a

torna grande vilã ao mercado consumidor, é a alta demanda de produtos químicos para o

controle de pragas e doenças no campo. Estima-se que são gastos entre 30 a 40 aplicações de

fungicidas, perfazendo um total de 35 a 45 kg ha-1 de produto, durante o ciclo da cultura, nas

regiões produtoras do país (ZAMBOLIM & COSTA, 2006). Como conseqüência, os frutos

podem apresentar um índice elevado de resíduos de agrotóxicos, colocando em risco a saúde

dos consumidores e o equilíbrio do ambiente.

Para incentivar a produção controlada da cultura, alternativas têm sido propostas,

como o cultivo em ambiente protegido no solo ou em sistemas sem solo, associados a

sistemas produtivos que buscam a sustentabilidade, como a produção orgânica ou a produção

integrada.

2.7.1 Cultivo protegido

O ambiente protegido pode ser um túnel (baixo ou alto) ou uma casa de vegetação, em

que o cultivo sem solo pode ser adotado. A maioria dos produtores que adotou o cultivo em

casa de vegetação utiliza estruturas com no mínimo 3 m de altura total, chegando a uma altura

máxima de 4,5 a 4,7 m. Além disso, no caso de uma estrutura sem nenhum controle

ambiental, GOTO & DUARTE FILHO (1999) recomendam uma estrutura de 7 m de frente

com um comprimento de 30 a 40 m.

Uma das principais causas da ocorrência de doenças no morangueiro, como

Micosphaerella fragariae, Xanthomonas fragariae e Botrytis cinerea, segundo

PIRES et al. (1999), é o molhamento foliar. RESENDE & MALUF (1993) já haviam

constatado esse fato em seus resultados, ao reduzirem a incidência de mancha de micosferela

(Micosphaerella fragariae / Ramularia tulasnei), quando utilizado o cultivo protegido.

Além do molhamento foliar, fatores estimulam as pesquisas nesse tipo de ambiente

para a cultura do morangueiro, como a possibilidade de deslocamento do período normal da

24

safra, antecipando-a ou prolongando-a, com vistas aos aspectos econômicos, quando a oferta

está aquém da procura e os preços pagos pelos produtos são maiores (GOTO & DUARTE

FILHO, 1999). Entretanto, apesar dos aspectos econômicos, é necessária a preocupação com

o aumento das chuvas nessa época, em que a incidência de doenças é favorecida, reduzindo a

produção e a qualidade do produto e elevando os custos e os riscos com a saúde dos

trabalhadores e dos consumidores, com a intensificação das aplicações de defensivos

agrícolas.

Além disso, o morangueiro, quando cultivado em solo, torna-se alvo do ataque de

fungos, bactérias e nematóides nele presentes e, por isso, os produtores tiveram que se adaptar

e tornar a cultura itinerante, buscando reduzir o inóculo inicial a cada safra. Rotações de

áreas de plantio são exigências fundamentais para o manejo das condições fitossanitárias,

realidade que não condiz com as principais propriedades produtoras, pois em sua maioria

possuem pequenas áreas disponíveis para a produção. O problema torna-se ainda mais

conflitante quando se adota o cultivo protegido em casa de vegetação, pela dificuldade de

deslocamento dessas estruturas (FERNANDES JUNIOR, 2009).

2.7.2 Cultivo sem solo

Aliar a necessidade de redução do ataque de fungos, bactérias e nematóides do solo ao

cultivo protegido possibilitou o desenvolvimento de dois padrões técnicos nas principais

regiões do mundo que utilizam esse tipo de cultivo: a desinfestação do solo e o cultivo em

substrato.

Em regiões como a Flórida e a Califórnia, o emprego de técnicas de desinfecção de

solo, como a solarização e o uso de produtos fumegantes, cresceram tanto a ponto de

LARSON & SHAW (1995) acreditarem que a proibição do uso de brometo de metila levaria a

uma redução de 50% na produção de morangos nesses estados norte-americanos. No Brasil, a

utilização do brometo de metila, principal produto mais eficiente para desinfecção do solo,

está proibido, segundo Instrução Normativa Conjunta nº 1, de 10 de setembro de 2002

(MAPA, 2002).

Em regiões como Almeria, no sul da Espanha, desenvolveram-se técnicas de cultivo

em substrato, sem solo, devido aos problemas decorrentes do seu uso intensivo (CAÑADAS,

1999). GIMÉNEZ et al. (2008) relataram que a produção comercial sem solo de morangueiro

está bem desenvolvida na Europa, tipo de cultivo que possibilita o aumento da produtividade

e da qualidade do produto, assim como a ampliação da sua oferta ao longo do ano.

25

Nos Estados Unidos, o cultivo em escala comercial do morangueiro em sistemas sem

solo é mais recente que na Europa, sendo que ainda há a busca pela adequação de técnicas que

sejam viáveis economicamente. Na Flórida, segundo PARANJPE et al. (2003), essa

viabilidade econômica ocorre e relaciona-se com colheitas precoces, permitindo preços de

30% a 40% superiores aos do período normal de safra.

No Brasil, a utilização do substrato como meio de crescimento para as plantas em

substituição ao uso do solo também tem sido adotada pelos produtores, com resultados

produtivos e econômicos questionáveis (GIMÉNEZ et al., 2008). Os mesmos autores

apontam os principais entraves ao crescimento desse tipo de cultivo no país como a falta de

informação e de pesquisas.

2.7.3 Substratos: tipos e volumes por planta

Apesar de representar um tipo de cultivo de plantas incipiente no Brasil, quase a

totalidade dos cultivos comerciais na Espanha é realizada em algum tipo de substrato

(CAÑADAS, 1999). Entretanto, para que haja avanço da técnica no país, é importante

conhecer as características do insumo que será utilizado, propriedades essenciais para o

estabelecimento do manejo a ser adotado pelos produtores.

As características físicas dos substratos determinam a retenção e disponibilidade de

água para as plantas, além da oxigenação do meio, e dificilmente podem ser alteradas após o

substrato ter sido acondicionado no recipiente, ao contrário do que ocorre para as

características químicas, que podem ser modificadas em função de técnicas utilizadas no

cultivo. No geral, um bom substrato para o cultivo sem solo é capaz de proporcionar um meio

ideal, considerando a disponibilidade adequada de água e de oxigênio, para o

desenvolvimento das plantas.

Variações podem ser propostas em relação ao tipo de substrato, recipiente, volume de

substrato por planta e sistema de irrigação, além de outros como a densidade de plantio e a

forma de disposição das plantas.

GIMÉNEZ et al. (2008) relataram que, na Europa, o sistema mais comum utiliza como

substratos turfa, perlita, lã de rocha ou fibra de coco, dispostos em sacolas plásticas, com 8 a

10 L de substrato e de 3 a 4 plantas por sacola, ou seja, com volume de substrato de 2 a

3 L planta-1, aproximadamente, ou vasos de 2 L de volume com os mesmos substratos, com

irrigação por gotejadores.

26

No Rio Grande do Sul, ANDRIOLO et al. (2002) utilizaram sacolas plásticas com

3,5 L de substrato à base de fibra de coco e casca de pínus, com fertirrigação semanal por

meio de gotejadores.

Em Jundiaí (SP), FURLANI & FERNANDES JUNIOR (2004) avaliaram os

substratos casca de arroz carbonizada, fibra de coco, mistura de casca de pínus e vermiculita,

mistura de fibra de coco, casca de arroz pura e vermiculita. Observaram que, no sistema de

cultivo composto por sacolas plásticas em esquema de colunas verticais, o substrato com

melhores resultados comprovados entre os avaliados no Brasil foi a casca de arroz

carbonizada, pois não houve compactação do material na base das colunas e

comprometimento da drenagem e da oxigenação radicular.

Segundo GIMÉNEZ et al. (2008), no Rio Grande do Sul, o substrato mais utilizado é a

casca de arroz carbonizada, em sacolas plásticas com 50 L de substrato e 3 plantas por sacola,

perfazendo um volume de substrato de 16 L planta-1, aproximadamente.

Embora a casca de arroz carbonizada seja facilmente disponível e de baixo custo, seu

emprego em larga escala torna suas características imprecisas na padronização do material,

devido ao processo de carbonização, além de sofrer restrições ambientais (GIMÉNEZ et al.

2008).

A fibra de coco utilizada como substrato, segundo NUNES (2000), possibilita um

ambiente excelente para o desenvolvimento radicular das plantas, com características de

elevada retenção de água e alta porosidade. COSTA & LEAL (2008), avaliando variedades

de morangueiro em diferentes sistemas de produção e tecnologia de ambiência, inclusive com

fibra de coco e casca de arroz carbonizada como substratos puros, observaram que o melhor

sistema hidropônico de produção, em todos os ambientes, foi o que continha a fibra de coco,

tanto em relação à produtividade, quanto ao número de frutos do morangueiro.

Quando substratos não possuem características físicas desejáveis ao cultivo de plantas

como matéria-prima única, ou quando se torna necessária a redução do custo com esse

insumo, podem-se utilizar misturas de substratos. PEREIRA et al. (2006), avaliando o efeito

da mistura de um substrato comercial (à base de casca de pínus, turfa e vermiculita) com

vermiculita, casca de arroz carbonizada e solo (Argissolo amarelo), em porcentagens iguais

em volume e com 5 L do substrato por planta, observaram que há possibilidade de redução do

substrato comercial em mistura com a casca de arroz carbonizada e com o solo, sem prejuízos

à produtividade e à qualidade de frutos do morangueiro.

27

2.7.4 Irrigação e necessidade hídrica da cultura

A água, como principal constituinte vegetal (cerca de 80%), é utilizada pela planta no

transporte de solutos, como solvente em vários processos metabólicos, na turgescência

celular, e é responsável pela forma e estrutura dos órgãos, atuando no mecanismo estomático

(GOTO & DUARTE FILHO, 1999).

No Brasil, é bastante comum encontrar produtores que irrigam seus campos de

morangueiro por aspersão, um tipo de irrigação que pode acarretar condições favoráveis para

o desenvolvimento e a disseminação de fungos e bactérias causadores de doenças, como a

antracnose no pedúnculo, nas flores e nos frutos jovens (flor preta) (PIRES et al., 1999).

Para evitar esse risco, recomenda-se o uso da irrigação por gotejamento, que apresenta

como vantagens a não-aplicação de água na parte aérea da planta, possibilitando uso de

tecnologia como a automatização, controle das irrigações e fertirrigação.

O morangueiro é uma planta sensível tanto ao déficit hídrico, tendo a irrigação como

prática essencial ao seu cultivo, quanto ao excesso de água que, aliado a um período

prolongado de saturação, pode favorecer o desenvolvimento de patógenos como Pythium spp.,

Rhizoctonia spp. e Phytophthora cactorum, além da lixiviação de nutrientes e redução no

desenvolvimento radicular pelos baixos níveis de oxigênio nesse tipo de ambiente (PIRES et

al., 1999).

Uma deficiência hídrica grave ou prolongada, de maneira geral, pode reduzir o

desenvolvimento de órgãos vegetativos da planta. Nessa situação, os estômatos se fecham,

para evitar perdas maiores de água da planta, a assimilação de CO2 é reduzida, bem como a

translocação de produtos fotossintetizados, havendo acúmulo de açúcares e, portanto,

deficiência de alguns nutrientes, pela incapacidade da planta de absorvê-los nestas condições

(GOTO & DUARTE FILHO, 1999).

Segundo MAAS (1984), o morangueiro é excepcionalmente resistente aos danos

causados pelo excesso hídrico por um período de 6 a 7 dias. O contínuo alagamento,

entretanto, torna-se prejudicial às plantas. Na Califórnia, o excesso de água na forma de

irrigação prolongada ou muito freqüente tem sido associado a uma desordem no morangueiro,

caracterizada pela falta de rigidez e de cor no fruto, com um aspecto mosqueado rosa e

branco, tanto interna quanto externamente (MAAS, 1984).

A determinação da freqüência de irrigação, entretanto, deve considerar o tipo de

substrato utilizado e suas características físicas, que podem determinar a capacidade de

retenção de água e o nível de oxigenação do material. Devido ao volume limitado do

28

recipiente para o desenvolvimento das plantas, podem ocorrer oscilações entre o conforto e o

estresse hídrico, a disponibilidade de oxigênio e a falta dele, dependendo do tipo de substrato

(MARFA & GURI, 1999).

BORTOLOZZO et al. (2007) avaliaram, para a casca de arroz carbonizada, com 2 L

de substrato por planta, o efeito da freqüência de irrigação sobre a produtividade do

morangueiro. Dentre as freqüências de 1, 2, 3 e 4 vezes por dia, a maior produção média de

frutos foi observada irrigando-se as plantas 4 vezes por dia.

29

3 MATERIAL E MÉTODOS

3.1 Material

Os substratos em estudo foram escolhidos de acordo com sua importância no cenário

nacional, sendo: fibra de coco granulada (doação da empresa Amafibra); casca de pínus Lupa

(doação da empresa Lupa Substratos para Plantas); cascDa de arroz (doação do Sítio São José,

em Indaiatuba); casca de pínus Vida Verde (obtida com a empresa Vida Verde); mistura de

50% de fibra de coco granulada e 50% de casca de arroz e mistura de 50% de casca de pínus

Lupa e 50% de casca de arroz (Figura 1).

Figura 1 – Substratos avaliados: fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de

arroz, casca de pínus Vida Verde, mistura de 50% de fibra de coco granulada com 50% de

casca de arroz (base % v v-1), mistura de 50% de casca de pínus Lupa com 50% de casca de

arroz (base % v v-1) , respectivamente (Foto: Thais Queiroz Zorzeto).

3.2 Delineamento Experimental

O delineamento experimental da primeira fase do projeto foi inteiramente casualizado,

com seis tratamentos, sendo quatro substratos puros (fibra de coco granulada, casca de pínus

Lupa, casca de arroz e casca de pínus Vida Verde) e duas misturas (50% de fibra de coco

granulada com 50% casca de arroz e mistura de 50% de casca de pínus Lupa com 50% casca

de arroz), com cinco repetições. Foi realizada a análise de variância e, quando significativa,

as médias foram comparadas pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

O experimento da segunda fase foi composto em faixas, em esquema fatorial,

correspondendo cada faixa a uma freqüência de irrigação (2, 3 e 4 vezes por dia), cada uma

Fibra de coco

granulada

Casca de pínus

Lupa

Casca de arroz

Casca de pínus

Vida Verde

Mistura fibra coco

granulada + casca de arroz

Mistura casca pínus

Lupa + casca de arroz

30

com 9 tratamentos, sendo 3 substratos (fibra de coco granulada, casca de arroz e mistura dos

dois em iguais volumes) e 3 volumes de substrato por planta (1,0, 1,5 e 2,0 litros), com 5

repetições em cada tratamento e 3 plantas por parcela, totalizando 405 plantas. Foi realizada a

análise de variância e, quando significativa, as médias foram comparadas pelo teste de Tukey

a 5% de probabilidade.

3.3 Métodos

As análises laboratoriais foram realizadas nos laboratórios de Física do Solo e de

Fertilidade do Solo, do Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Solos e Recursos

Ambientais, do Instituto Agronômico (IAC), no período de setembro de 2009 a março de

2010.

3.3.1 Preparo das amostras de substratos

As amostras foram preparadas segundo a Instrução Normativa nº 17 de 21 de maio de

2007, do MAPA - Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA, 2007), tanto

para análises químicas como físicas, sendo passadas, da maneira como foram recebidas, por

uma peneira de malha 19 x 19 mm. Caso ficasse retida uma quantidade menor ou igual a

10%, deveriam ser reduzidas fisicamente as partículas em partes iguais e tantas vezes quantas

necessárias, para que todo o material passasse através da peneira. Caso uma quantidade

superior a 10% ficasse retida na peneira, os métodos seriam considerados inadequados ao

material e não deveriam ser utilizados. Para todos os substratos escolhidos para análise, os

métodos foram considerados adequados (Figura 2).

Figura 2 – Passagem do substrato fibra de coco granulada pela peneira de 20 x 20 mm de

malha (a), fase de preparo da amostra para as análises químicas e físicas; e não retenção da

amostra na peneira (b). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

a b

31

3.3.2 Caracterização física de substratos

3.3.2.1 Umidade

Para secagem de substratos, avaliaram-se duas temperaturas: segundo a norma

européia EN 13040 (CEN, 1999a), que recomenda a 103 ± 2ºC; e como determina a Instrução

Normativa nº 17, de 21 de maio de 2007, do MAPA, a 65 ± 5ºC (MAPA, 2007).

Para a secagem segundo a norma européia EN 13040 (CEN, 1999a), adicionou-se

cerca de 50 g de amostra em um recipiente, espalhando-a para que sua espessura fosse

uniforme e não superior a 2 cm. Colocou-se o recipiente na estufa para secagem até que a

diferença entre 2 pesagens consecutivas não excedesse 0,1 g.

Para a determinação da umidade segundo a Instrução Normativa nº 17, de 21 de maio

de 2007, do MAPA (MAPA, 2007), leva-se uma alíquota de 100g de amostra à estufa até

massa constante (cerca de 48 horas).

A umidade para ambos os métodos foi calculada pela equação 1.

(Equação 1)

sendo: U = Umidade (% m m-1);

mw = massa úmida do substrato;

ms+b = massa seca do substrato + béquer;

mb = massa do béquer;

3.3.2.2 Densidade aparente e volumétrica

A densidade volumétrica e aparente foi caracterizada segundo dois métodos: pelo

método da auto-compactação, segundo a Instrução Normativa nº 31, de 23 de outubro de

2008, do MAPA – Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA, 2008) e pelo

método da Norma Européia EN 13040 de 1999 (CEN, 1999a).

Segundo a Instrução Normativa, o método consiste em preencher uma proveta plástica

transparente e graduada, de 500 mL, com o substrato na umidade atual, até aproximadamente

a marca de 300 mL. A proveta foi então deixada cair sob ação do seu próprio peso, de uma

altura de 10 cm, por dez vezes consecutivas. Com uma espátula, nivelou-se a superfície do

32

material e o volume obtido foi lido. Pesou-se o material descontando a massa da proveta e

anotando o volume final que o substrato atingiu após a compactação (Figura 3).

Figura 3 – Preenchimento da proveta com substrato na umidade inicial (a), procedimento de

deixar cair a proveta de uma altura de 10 cm (b) e leitura do volume obtido (c).

(Fotos: Mônica Ferreira de Abreu).

Segundo a Norma Européia EN 13040 (CEN, 1999a), o método consiste em pesar o

cilindro de ensaio vazio e colocar o colar e o funil nas posições corretas, bem como a peneira,

a 5 mm acima do funil (Figura 4a). O aparelho foi preenchido com o substrato até sua borda

superior, espalhando-o por cima da peneira de malha de 19 x 19 mm (Figura 4b). Nivelou-se

a borda utilizando uma ferramenta de borda reta. Colocou-se então o peso de 650 g

suavemente sobre o material (Figura 4c), deixando-o durante 180 ± 10 s, para removê-lo

posteriormente e junto com o anel, com cuidado, sem que o cilindro vibrasse. Utilizando-se

uma ferramenta de borda reta, nivelou-se o material com a borda superior do cilindro,

evitando compactações adicionais ou alterações (Figura 4d). Pesaram-se o material e o

cilindro.

Figura 4 – Equipamento utilizado para determinação da densidade aparente (a): peneira de

19 x 19 mm de malha, funil e anéis. Disposição do substrato no equipamento (b) e colocação

a b c

a b c d

33

do peso sobre o material por 180 s (c), separação do anel do cilindro de ensaio (d) e

nivelamento da borda superior do cilindro. (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

3.3.2.3 Densidade real ou de partícula

A densidade real ou de partícula expressa a relação entre a massa de material seco e o

volume real ocupado por essas partículas, não incluindo o espaço ocupado pelos poros. Para

se calcular a densidade de partícula, FERMINO (2003) sugere que as partículas de uma

amostra, secas a 103 ± 2ºC, sejam separadas em água e todo o ar expelido da suspensão por

ação do calor. Ainda segundo essa autora, consideram-se que as partículas minerais

apresentem densidade de partícula de 2,65 g cm-³ e de matéria orgânica, 1,45 g cm-³.

A densidade real foi caracterizada conforme método descrito por MINER (1994), da

seguinte forma: pesou-se um picnômetro de 100 mL (Pm) e acrescentou-se o substrato a

aproximadamente um terço do volume do picnômetro (seco a 103 ± 2ºC durante 24 h),

pesando-se novamente (Ps). Acrescentou-se água destilada e fervida até, aproximadamente,

metade do volume do picnômetro, juntando as partículas de substrato que estivessem aderidas

às paredes. Depois de deixar em repouso durante 24 h, expulsou-se o ar, fervendo

suavemente o conteúdo do picnômetro durante alguns minutos. Esfriou-se em banho

termostático a 20ºC e completou-se o volume com água destilada, previamente fervida e

esfriada a 20ºC. Secou-se o exterior do picnômetro com um pano, pesando-se novamente

(Psa) (Figura 5).

Figura 5 – Preenchimento do picnômetro com substrato seco em estufa a 105ºC (a); amostras

em chapa de aquecimento (b); preenchimento do volume do picnômetro com água destilada

fervida e esfriada a 20ºC (c); secagem do exterior do picnômetro e nova pesagem do material

(d). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

Na seqüência, realizou-se o mesmo processo com água destilada. O picnômetro, vazio

e limpo, foi preenchido até a metade do seu volume com água destilada fervida. Colocou-se

a b c d

34

em banho termostático a 20ºC e se completou o volume com água destilada, fervida e esfriada

a 20ºC. Retirou-se do banho, secando o exterior do picnômetro, pesando-o posteriormente

(Pa).

A densidade real foi calculada pela equação 2.

(Equação 2)

sendo: D real = densidade real ou de partícula (g mL-1);

d água a 20ºC = densidade da água a 20ºC;

Ps = massa do picnômetro + substrato seco;

Pm = massa do picnômetro;

Psa = massa do picnômetro + substrato + água

Pa = massa da água.

3.3.2.4 Porosidade

A porosidade total dos substratos foi calculada segundo a Norma Européia EN 13041

de 1999 (CEN, 1999b) através da equação 3, que utiliza valores da densidade real ou de

partícula e da densidade aparente seca.

(Equação 3)

sendo: Ps = Porosidade do substrato (% v v-1);

D aparente seca = densidade aparente seca;

D partícula = densidade de partícula.

3.3.2.5 Matéria orgânica e cinzas

Para a determinação do conteúdo de matéria orgânica e de cinzas, seguindo o

procedimento utilizado em laboratório do Instituto Agronômico (ABREU, 2010), pesou-se

cerca de 10 g da amostra de substrato em um recipiente de porcelana, levando-o à estufa a

110ºC por 2 horas. Passado esse tempo, pesou-se a massa seca, levando-a à mufla para

carbonização a 550ºC (Figura 6). Quando essa temperatura foi atingida, a amostra foi

35

mantida na mufla durante 1 hora, desligando o equipamento depois desse tempo. Quando a

amostra atingiu temperatura ambiente, pesou-se a quantidade de cinzas obtida.

Figura 6 – Disposição dos cadinhos de porcelana em bandeja (a) para colocação na mufla (b)

(Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

3.3.2.6 Granulometria

Segundo MINER (1994), não existe uniformidade quanto à série de peneiras que

devem ser utilizadas para a classificação granulométrica dos substratos. Para tanto, devem-se

selecionar em função das disponibilidades.

FERMINO (2003) utilizou peneiras com as seguintes malhas: 3,35; 2,00; 1,00; 0,60 e

0,106 mm, recomendando tempo de agitação de 3 minutos. MINER (1994) recomenda que,

para classificação de compostos de resíduos urbanos, devem-se utilizar peneiras de malha de

2 a 40 mm; para objetivos relacionados à retenção e aeração, utilizar malha de 0,1 a 1 mm. O

tempo de agitação estipulado por MINER (1994) é de 10 minutos. Portanto, as malhas das

peneiras utilizadas foram: 3,350; 2,000; 1,000; 0,500; 0,250; 0,105 e 0,062 mm e os tempos

de agitação foram de 3 e de 10 minutos, para comparação entre os autores, utilizando-se 100 g

de substrato seco em estufa a 65ºC, colocado em agitador mecânico da marca Produtest

(Figura 7).

Figura 7 – Preparação do equipamento com peneiras dispostas para separação do material (a)

e pesagem das frações separadas (b). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

a b

a b

36

3.3.2.7 Capacidade de retenção de água

Para a determinação da curva de retenção de água foram avaliados dois métodos: a

Instrução Normativa nº 31, de 23 de outubro de 2008, do Ministério da Agricultura, Pecuária

e Abastecimento (MAPA, 2008), e a Norma Européia EN 13041 (CEN, 1999b).

Segundo a Instrução Normativa nº 31, de 23 de outubro de 2008, vedou-se o fundo dos

anéis volumétricos (feitos de aço inoxidável ou de outro material que suporte temperatura de

65ºC, com 100 ± 5 mm de diâmetro interno e 50 ± 1 mm de altura) com tela presa por um

elástico e pesaram-se, preenchendo-os com substrato com massa calculada pela densidade

volumétrica e pelo volume conhecido dos anéis. Os cilindros foram saturados, por 24 h, com

uma lâmina de água localizada 0,5 cm abaixo da borda desses. Colocaram-se então os anéis

sobre a mesa de tensão (coberta com papel filtro) e ajustou-se a tensão para 10 cm de coluna

de água, permanecendo na mesa até atingir equilíbrio (cerca de 48 h). Após esse tempo,

pesaram-se as amostras, secando-as em estufa a 65°C (cerca de 48 h) até massa constante

(Figura 8).

Figura 8 – Disposição do substrato no anel volumétrico (a), saturação do material (b) e

amostras na mesa de tensão para determinação da retenção de água (c). (Fotos: Thais Queiroz

Zorzeto).

Segundo a Norma Européia EN 13041 (CEN, 1999b), saturou-se a amostra com água,

equilibrando-a posteriormente a uma pressão de 50 hPa em um leito de areia. A amostra foi

então transferida para cilindros formados por dois anéis (ambos com 100 ± 5 mm de diâmetro

interno e 50 ± 1 mm de altura), reumedecida e equilibrada às pressões hidrostáticas referentes

à curva de retenção de água. Uma vez alcançado o equilíbrio, calcularam-se as propriedades

físicas a partir dos pesos úmido e seco da amostra do anel inferior.

Para o procedimento desse método, preencheram-se 2 tubos com porções de ensaio,

com cuidado, para evitar a formação de buracos artificiais. Cobriu-se cada tubo com uma

a b c

37

gaze sintética, fixando-a com um elástico. Mantendo um fluxo constante, o banho de água foi

lentamente preenchido até que o nível estivesse a 1 cm abaixo da borda superior do tubo,

permanecendo em repouso com o nível da água constante até o umedecimento completo da

amostra (até máximo de 36 h). Retiraram-se os tubos, transferindo-os imediatamente para a

mesa de sucção de leito de areia. O fundo do tubo deveria estar completamente em contato

com a areia. Aplicou-se durante 48 h uma pressão hidrostática de 50 hPa, medidos a partir do

fundo do tubo (Figura 9).

Para que se evitasse a quebra da coluna d´água, ou seja, para que a água da coluna não

caminhasse em direção à mesa, devido à evaporação da água nela contida, retiraram-se as

amostras assim que ocorresse equilíbrio com a coluna d´água.

Figura 9 – Preenchimento do tubo com porções de ensaio (a), saturação do tubo (b),

disposição das amostras (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

Prepararam-se os anéis volumétricos de ensaio, prendendo uma gaze com um elástico

na base do anel inferior e fixou-se o anel superior no inferior com uma fita adesiva.

Esvaziaram-se os tubos que continham a amostra úmida em equilíbrio sobre uma superfície

limpa, misturando-a, suavemente, com cuidado para não provocar modificações físicas na

amostra (Figura 10).

Figura 10 – Preenchimento dos anéis (a), saturação dos anéis (b) e aplicação das tensões

referentes à curva de retenção de água nos anéis (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

a

b

c

a b c

38

Preencheram-se completamente os anéis, saturando-os novamente durante um mínimo

de 24 h e máximo de 36 h. Retiraram-se as unidades com cuidado, transferindo-as

imediatamente para o tanque de areia, assegurando-se que a areia estivesse em contato com a

parte inferior da unidade (Figura 10).

Aplicou-se, então, uma pressão hidrostática de 10 hPa, medida a partir da metade da

altura do anel inferior. Depois, preencheram-se os outros pontos da curva de retenção de água

aplicando-se pressões de 30, 50, 60 e 100 hPa.

Retiraram-se os cilindros da amostra de anel duplo do leito de areia e, colocando-os

sobre uma superfície plana e estável, levantou-se, verticalmente com cuidado, o anel superior.

Nivelou-se a amostra com a borda superior do anel inferior sem provocar compactação.

Retirou-se todo o material aderido no exterior do anel da amostra e anotou-se a massa, com

cuidado para não girar o anel (Figura 11). Colocou-se o anel na estufa sem alterar sua

estrutura e secou-se a 103 ± 2ºC até obter massa constante.

Figura 11 – Retirada da fita que unia os anéis (a), separação dos anéis (b) e pesagem do anel

da amostra com a amostra e sem a gaze (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

3.3.3 Caracterização química de substratos

As análises químicas laboratoriais foram realizadas no laboratório de Fertilidade do

Solo do Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Solos e Recursos Ambientais, do Instituto

Agronômico (IAC).

3.3.3.1 pH

Para a determinação do pH, foram utilizados dois métodos de extração: o descrito por

SONNEVELD et al. (1974) adaptado, com diluição para a extração da solução de substrato na

proporção 1:1,5, para sua posterior caracterização química do pH e de outros atributos e o

c

b

a

39

descrito pela Instrução Normativa do MAPA nº 17 de 21 de maio de 2007 (MAPA, 2007),

que recomenda diluição na proporção 1:5.

O procedimento, descrito por SONNEVELD et al. (1974) adaptado, consistiu em

colocar em um recipiente cerca de 200 mL de substrato sem tratamento prévio, acrescentando

a ele água deionizada, lentamente. Apertou-se suavemente o substrato com as mãos até que a

água escorresse por entre os dedos, o que correspondia ao ponto correto da saturação (Figura

12).

Figura 12 – Material utilizado para extração da solução do substrato: água deionizada e

substrato (a) e procedimento para obtenção do ponto correto de saturação (b). (Fotos: Thais

Queiroz Zorzeto).

Utilizando anéis de metal para dosagem de substrato, com volume de 100 cm³

(diâmetro de 48 mm e altura de 54 mm) e um equipamento para estruturação dos anéis

(Figura 13), foram unidos e preenchidos delicadamente, sem pressionar, com o material

úmido até a borda superior. Colocou-se um peso com diâmetro menor que o anel

(aproximadamente 1,8 kg) sobre o substrato para compactação, por cerca de 10 s (Figura 13).

Figura 13 – Cilindros utilizados (a), preenchimento com o substrato úmido (b) e compactação

do material (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

a

b

a

b

c

40

Separaram-se os dois anéis de metal com uma faca e removeu-se o anel superior.

Cuidadosamente, removeu-se o anel inferior, colocando o substrato compactado em um frasco

de vidro de 200 mL, de abertura com o mesmo diâmetro do anel de metal. Adicionaram-se

150 mL de água deionizada, fechando o frasco para agitação em mesa horizontal a 220 rpm

por 30 minutos (Figura 14).

Figura 14 – Transferência do substrato para o frasco (a), medição da água deionizada para

diluição (b), frascos prontos (c) para agitação (d). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

As medidas de pH foram efetuadas diretamente na solução do substrato peneirada,

utilizando o equipamento peagâmetro 691 da Metrohm (Figura 15).

Figura 15 – Peneiramento do extrato do substrato (a) e medição do pH (b). (Fotos: Thais

Queiroz Zorzeto).

Segundo método descrito pelo MAPA - Ministério da Agricultura, Pecuária e

Abastecimento, através da Instrução Normativa nº 17 de 21 de maio de 2007 (MAPA, 2007),

a determinação do pH é feita em solução de substrato extraída por diluição na proporção 1:5.

Por meio da densidade volumétrica da amostra, tomou-se uma massa calculada, em balança

com precisão de 1 g, equivalente a uma alíquota de 60 mL. Transferindo essa amostra para

um frasco, adicionaram-se 300 mL de água e agitou-se à rotação de 40 rpm por 1 hora, em

agitador tipo Wagner. Passado esse tempo, a amostra permaneceu em repouso por 30

minutos, sendo posteriormente peneirada e efetuando-se a leitura do pH na solução resultante.

a

b

c

d

a

b

41

3.3.3.2 Condutividade elétrica

Para a determinação da condutividade elétrica, foram utilizados os mesmos dois

métodos da determinação do pH: o descrito por SONNEVELD et al. (1974) adaptado, com

diluição para a extração da solução de substrato na proporção 1:1,5, para sua posterior

caracterização química; e o descrito pela Instrução Normativa do MAPA nº 17 de 21 de maio

de 2007 (MAPA, 2007), que recomenda diluição na proporção 1:5.

Segundo o procedimento descrito por SONNEVELD et al. (1974) adaptado, as

amostras, depois de submetidas à agitação em mesa horizontal, ao invés de serem passadas

por peneira para a obtenção da solução do substrato, foram filtradas em papel de filtração

média (Figura 16), em cuja solução foram analisados a condutividade elétrica e outros

atributos químicos. Nas medidas de condutividade elétrica, efetuadas diretamente nos

extratos, utilizou-se o condutivímetro WTW Cond 330i (Figura 16).

Figura 16 – Filtração das amostras de substrato (a), solução extraída (b) e medição da

condutividade elétrica das soluções extraídas dos substratos (c) (Fotos: Thais Queiroz

Zorzeto).

A condutividade elétrica também foi determinada pelo método da Instrução Normativa

do MAPA nº 17 de 21 de maio de 2007 (MAPA, 2007), o mesmo método utilizado para a

determinação do pH, com solução de substrato extraída por diluição na proporção 1:5.

3.3.3.3 Capacidade de troca de cátions

Para a determinação da capacidade de troca de cátions foi utilizado método da

Instrução Normativa do MAPA nº 17 de 21 de maio de 2007 (MAPA, 2007). O método

baseia-se na ocupação dos sítios de troca do material pelos íons hidrogênio provenientes da

solução de ácido clorídrico utilizada. Posteriormente, os íons hidrogênio são deslocados com

a

b

c

42

a solução de acetato de cálcio a pH 7 e o ácido acético formado é titulado com solução

padronizada de hidróxido de sódio. O carvão ativo é empregado para prevenir as perdas dos

materiais orgânicos solúveis durante a lavagem.

Pesaram-se 5,00 g da amostra de substrato moída e 2,00 g de carvão ativado,

transferindo-os para um frasco. Para essa análise, fez-se prova em branco acrescentando

apenas o carvão. Juntou-se 100 mL de HCl 0,5 mol L-1, medido em proveta, agitando durante

30 minutos no agitador tipo Wagner (Figura 17).

Figura 17 – Pesagem da amostra de substrato (a), solução de ácido clorídrico acrescentada (b)

e agitação da amostra em agitador tipo Wagner (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

Enquanto isso, preparou-se o conjunto de filtração a vácuo, usando kitassato, funil de

Büchner com papel faixa azul de diâmetro suficiente para cobrir o fundo do funil. Passados

os 30 minutos e aplicando sucção moderada na bomba de vácuo, umedeceu-se o papel de

filtro, transferindo-se o conteúdo do frasco e lavando-o com porções de água destilada.

Foram realizadas sucessivas lavagens do material retido no funil, desagregando-o com jatos

provenientes de uma pisseta e enchendo o funil até 1 cm de sua borda (Figura 18).

Figura 18 – Conjunto de filtração a vácuo montado (a) e lavagem do material retido (b)

(Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

Procedeu-se nova lavagem apenas após todo o líquido de lavagem anterior ter sido

drenado. Efetuou-se número de lavagens suficiente para se ter um volume de 350 a 400 mL.

a

b

c

a

b

43

Terminada a fase de lavagens, desprezou-se o primeiro líquido, trocando-se o kitassato

utilizado por outro de igual capacidade (1000 mL).

A fase seguinte consistiu em transferir 100 mL de solução de acetato de cálcio

0,5 mol L-1 para copo de 250 mL. Esse volume de solução foi distribuído sobre toda a

superfície do material em sucessivas porções de 10 mL, sob vácuo reduzido, para permitir

uma lenta percolação. Uma nova porção de solução de acetato de cálcio apenas foi

adicionada após a porção anterior ter sido drenada para o kitassato. Lavou-se o material

retido com porções de água destilada até totalizar um volume de aproximadamente 300 mL no

kitassato. Transferiu-se a solução contida no kitassato para erlenmeyer de 500 mL e titulou-se

com solução 0,1 mol L-1 de NaOH padronizada, empregando-se fenolftaleína como indicador

(Figura 19). A prova em branco foi feita empregando-se o carvão ativado e omitindo a

presença da amostra.

Figura 19 – Titulação da solução com NaOH (a) e ponto de viragem da titulação (b) (Fotos:

Thais Queiroz Zorzeto).

3.3.3.4 Amônio e nitrato

Para a extração de amônio e de nitrato, foi utilizado o método descrito por

SONNEVELD et al. (1974) adaptado, com extrato obtido pela diluição 1:1,5, com filtração

das amostras.

Para a determinação do N inorgânico, utilizou-se o método da destilação a vapor.

Como reagentes foram utilizados: solução de ácido-indicador, solução ácido bórico-indicador,

solução de H2SO4 0,0025 mol L-1, MgO calcinado e liga de Devarda.

Para a extração do amônio, a quantidade de amostra deveria estar de acordo com a

condutividade elétrica: se maior ou igual a 0,9, utilizar 2,0 mL de amostra e 18 mL de água

destilada; se maior ou igual a 4,0, utilizar 1,0 mL de amostra e 19 mL de água destilada. Se

não se encaixasse em nenhum desses casos, deveria pipetar 10 mL do extrato da amostra em

balão de destilação e acrescentar 10 mL de água deionizada. Adicionou-se então 0,2 g de

MgO e procedeu-se a destilação por 4 minutos.

a

b

44

Recolheu-se aproximadamente 40 mL de destilado em frasco de 50 mL com

graduação de volume, contendo 5 mL de solução de ácido bórico-indicador. A solução

mudará da cor vinho para a verde marinho, à medida em que se recolhe o líquido destilado

(Figura 20a). A seguir, titulou-se com H2SO4 0,0025 mol L-1 previamente padronizado, sendo

que a cor foi alterada de verde para rosa claro no ponto de viragem (Figura 20).

Figura 20 – Destilação (a), titulação das amostras (b) e ponto de viragem (c) (Fotos: Thais

Queiroz Zorzeto).

Para a extração de nitrato, utilizando o mesmo extrato no balão onde foi determinado o

amônio, acrescentou-se 0,2 g de liga de Devarda e procedeu-se à destilação a vapor,

recolhendo cerca de 40 mL do destilado, em frasco de 50 mL com graduação de volume,

contendo 5 mL de solução ácido bórico-indicador. Titulou-se com H2SO4 0,0025 mol L-1

previamente padronizado.

3.3.3.5 Macro e micronutrientes

Para a extração de macro e micronutrientes, foi utilizado o método descrito por

SONNEVELD et al. (1974) adaptado, com extrato obtido pela diluição 1:1,5, com filtração

das amostras. Desse mesmo extrato, parte foi separada e levada para análise dos macro e

micronutrientes no Espectrômetro de emissão óptica em plasma de argônio (ICP OES)

(Figura 21).

Figura 21 – Espectrômetro de emissão óptica em plasma de argônio (ICP OES) (Foto: Thais

Queiroz Zorzeto).

a b c

45

3.3.3.6 Cloro

Para a extração de cloro, foi utilizado o método descrito por SONNEVELD et al.

(1974) adaptado, com extrato obtido pela diluição 1:1,5, com filtração das amostras. A

determinação do cloro foi feita por eletrodo de íon seletivo no aparelho Orion 710 A+, que

tem a capacidade de determinar também pH.

Colocou-se 3 mL da amostra, com uma pipeta, em copo plástico e, com pipetador

automático, mais 9 mL de solução tampão de cloreto a ele, aguardando no mínimo dez

minutos para fazer a leitura (Figura 22).

Figura 22 – Solução extraída dos substratos (a), acrescentada de solução tampão de cloreto

(b) e determinado o teor de cloro (c) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

As análises iniciais dos elementos químicos, determinados no extrato 1:1,5, para a

caracterização das amostras dos substratos encontram-se na Tabela 4.

Tabela 4 – Análises iniciais dos elementos químicos, determinados no extrato 1:1,5, nas

amostras de substrato.

B Ca Cu Fe K Mg Mn Na P S Zn N-

NH4+

N-NO3

- Cl- Substrato mg L-1

Fibra coco granulada 0,2 0,7 <0,1 0,2 97,1 0,7 0,1 3,3 3,5 7,4 0,1 1,06 <0,1 63,78

Casca pínus Lupa 0,1 12,4 <0,1 2,5 103,3 5,4 0,1 39,3 0,7 30,4 0,1 1,68 0,26 15,98

Casca pínus Vida Verde 0,1 12,7 <0,1 <0,1 62,6 13,1 <0,1 7,6 1,3 0,5 <0,1 2,58 36,66 3,55

Casca arroz 0,1 <0,1 <0,1 <0,1 134,0 1,3 0,2 4,4 9,4 6,1 <0,1 2,91 0,36 48,28

Fibra coco granulada + casca arroz

0,2 <0,1 <0,1 <0,1 158,6 0,1 <0,1 5,4 9,6 8,2 <0,1 2,35 0,38 65,44

Casca pínus Lupa

+ casca arroz 0,1 5,6 <0,1 0,8 137,9 3,6 <0,1 33,5 0,8 20,7 <0,1 2,27 0,66 32,78

a

b

c

46

3.3.4 Avaliação dos substratos no cultivo do morango

3.3.4.1 Local do experimento

O experimento foi realizado em casa de vegetação, no Sítio São Vicente, propriedade

do Sr Roberto Loschi, localizada no bairro de Currupira, em Jundiaí, São Paulo (latitude:

23º07’S, longitude: 46º55’W e altitude média 715 m). O clima da região enquadra-se no

subgrupo Cwa, segundo a classificação internacional de Köppen, como mesotérmico de

inverno seco (CEPAGRI, 2011). As temperaturas e as umidades relativas médias durante o

cultivo dentro da casa de vegetação foram de 22,4ºC e 63%, sendo as máximas de 44,1ºC e

99% e as mínimas de 4,3ºC e 13%, respectivamente.

3.3.4.2 Casa de vegetação

A casa de vegetação utilizada para a realização do experimento possui as

características de construção em arcos de aço galvanizado, orientada no sentido leste-oeste,

com dimensões de 7 m de largura por 40 m de comprimento, pé direito de 1,50 m e altura

máxima de 3,0 m, coberta com plástico polipropileno transparente de 150 µm de espessura. A

casa de vegetação permaneceu sem telas laterais durante todo o período de ensaio do

experimento, para possibilitar a entrada de insetos polinizadores e a conseqüente boa

formação dos frutos.

3.3.4.3 Arranjo experimental

Dos materiais, previamente caracterizados, foram escolhidos três substratos para a

avaliação no cultivo de morangueiros: a fibra de coco granulada, pela sua importância no

mercado; a casca de arroz não-carbonizada, como tentativa de eliminar o processo de

carbonização; e a mistura das duas em volumes iguais, como tentativa de reduzir o custo ao

produtor. Variaram-se também o volume de substrato destinado à cada planta, de 1,0, 1,5 e de

2,0 litros por planta, e a freqüência de irrigação, de 2, 3 e 4 vezes por dia.

O delineamento experimental foi em faixas, correspondendo às freqüências de

irrigação. Dentro de cada faixa variaram-se os 3 tipos e os 3 volumes de substratos colocados

em cada vaso, totalizando 9 tratamentos. Cada tratamento teve 5 repetições e cada parcela 3

plantas, o que correspondeu a 135 plantas por faixa e 405 plantas no total.

47

Cada faixa foi montada sobre bancadas, dispostas em 2 corredores. Devido ao baixo

pé-direito da estrutura da casa de vegetação, as bancadas foram dispostas próximas da

superfície do solo, em paletes, com uma chapa de papel reciclado impermeável de dimensões

de 1,20 m por 1,50 m sobre os mesmos. Os vasos foram dispostos em 8 fileiras no sentido

longitudinal da casa de vegetação, no espaçamento de 0,25 m por 0,25 m a partir do centro

dos vasos (Figura 23).

Figura 23 – Disposição dos vasos nas bancadas feitas de paletes e chapas de papel reciclável

impermeável, dentro da casa de vegetação. (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

Os substratos foram acondicionados em vasos plásticos idênticos, diferenciados

apenas nos volumes citados anteriormente, preenchendo-se com pedra (cascalho, com

dimensões entre 1 e 2 cm) o complemento do volume do vaso e colocando-se um plástico

perfurado para separação da pedra e do substrato (Figura 24).

Figura 24 – Pesagem do substrato em laboratório (a), colocação do plástico separador da

pedra e do substrato (b) e preenchimento dos vasos com os substratos em análise (c) (Fotos:

Thais Queiroz Zorzeto).

Para a disposição dos vasos de forma casualizada, foi realizado um sorteio das

posições de cada parcela de cada tratamento, sendo que, antes de se iniciar uma nova

seqüência, todos os tratamentos deveriam estar dispostos em fileira, sorteando-se uma nova a

a b c

48

seqüência para as próximas repetições. Assim, cada faixa correspondeu à mesma seqüência

sorteada de vasos.

3.3.4.4 Sistema de irrigação

O sistema de irrigação automatizado foi localizado com uma estaca gotejadora por

vaso e independente para cada volume de substrato, podendo-se aplicar a freqüência de água

adequada às características de cada faixa. As estacas derivavam de uma linha central de ¾ de

polegada através de microtubos com 0,5 m de comprimento. Essa linha central, por sua vez,

derivava de uma linha principal de mesmo diâmetro de mangueira, para levar a fertirrigação

aos dois corredores de bancadas de cada faixa de freqüência de irrigação.

Ainda, para distinguir o acionamento da bomba de forma automática, foi utilizada uma

válvula solenóide para cada faixa de freqüência de rega, que era acionada com o comando do

controlador no momento e na duração programada durante o dia. Com o comando, o conjunto

motobomba de 1 cv, integrado com um filtro de disco e conectado ao reservatório de solução

nutritiva com capacidade para 500 L, era acionado e fertirrigava as respectivas faixas

programadas.

Figura 25 – Montagem do controlador para automatização da irrigação (a), montagem das

válvulas solenóides da irrigação (b) e montagem dos microtubos para colocação de estacas

gotejadoras em cada vaso (c). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

A irrigação foi realizada desde o primeiro dia após o transplante, sendo aplicada

inicialmente 4 vezes por dia, sem distinção entre os tratamentos, para favorecer o pegamento

das mudas. No 26º dia após o transplante, iniciou-se a diferenciação da irrigação por

gotejamento para as 3 faixas, com vazão média dos gotejadores de 0,05 L min-1, sendo cada

faixa uma freqüência diferente de irrigação: 2 vezes por dia, às 9 e às 14 h, na primeira faixa;

3 vezes por dia, às 9, 14 e 16 h, na segunda faixa; e 4 vezes por dia, às 9, 12, 14 e 16 h, na

terceira faixa.

a b c

49

Foi montado um sistema para coleta e medição do volume percolado de irrigação

diária, composto de pratos de polipropileno de 26 cm de diâmetro com um furo de

aproximadamente 0,5 cm na parede do prato próximo à base do mesmo, dentro do qual foi

disposto um anel de borracha para encaixar e vedar uma mangueira transparente de 0,5 cm

diâmetro externo aproximadamente. Para a coleta da água percolada nos pratos, as

mangueiras foram dispostas dentro de frascos, colocados em furos abertos na superfície do

solo. Todos os dias os volumes percolados foram medidos com uma proveta graduada e

descartados, para a avaliação da uniformidade da vazão da irrigação (Figura 26).

Figura 26 – Montagem do sistema para coleta do percolado da irrigação: pratos de

polipropileno com um furo por prato (a) e um anel de borracha encaixado (b), dentro do qual

foi colocada uma mangueira para escoamento da água percolada. Com um trado, buracos

foram abertos na superfície do solo (c) para encaixar os frascos coletores, tornando possível a

medição do volume percolado das irrigações (d). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

3.3.4.5 Transplante

Foi transplantada apenas uma muda por vaso, da cultivar Oso Grande, escolhida por

sua importância de mercado e por sua boa adaptabilidade ao cultivo sem solo. O transplante

foi realizado no dia 2 de julho de 2010 e as mudas (Figura 27), produzidas e doadas pela

empresa Viveiro Fragária, de Jundiaí, encontravam-se com aproximadamente 7 cm de altura e

3 a 4 folhas, em bandejas de polipropileno com 70 células e em floração.

Figura 27 – Muda da cultivar Oso Grande. (Foto: Thais Queiroz Zorzeto).

a

c

b

d

50

GREATHEAD et al. (1977) e SCAGLIA et al. (1995) relatam que os primeiros 15

dias a partir do transplante são críticos para o pegamento da muda, devendo o substrato

permanecer úmido nesse período. Além disso, o transplante correto deve levar em

consideração a posição da coroa da planta em relação à superfície do solo, nem muito alta,

nem muito baixa, mas em íntimo contato com o substrato (Figura 28).

Figura 28 – Nível correto para o transplante de mudas (Fonte: PASSOS & PIRES, 1999).

3.3.4.6 Composição e manejo da solução nutritiva

As plantas foram nutridas por solução nutritiva completa veiculada pelo sistema de

gotejamento em todas as irrigações, com início no 18º dia após o transplante, sendo a

fertirrigação monitorada todos os dias, antes do início da primeira irrigação, tendo a sua

condutividade elétrica medida com um condutivímetro de bolso da marca Western,

devidamente calibrado, e o seu pH também analisado com fitas de pH da Merck.

Os valores de pH e da condutividade elétrica são bastante variáveis, segundo a

composição das soluções nutritivas. Entretanto, segundo GIMÉNEZ et al. (2008), o

morangueiro é sensível à salinidade, podendo reduzir a produtividade da cultura, mas valores

muito baixos de condutividade elétrica podem prejudicar a qualidade do fruto. As faixas

recomendadas são: para pH, entre 5,5 e 6,5; e para condutividade elétrica, entre 1,2 e

1,8 dS m-1.

Com a medição da condutividade elétrica pode-se colocar apenas o necessário que

falta para atingir a condutividade esperada da solução nutritiva calculada e, com a medição do

51

pH da água, também pode-se alterar apenas quando necessário. Inicialmente, fez-se análise

da água utilizada para conhecer os seus teores de nutrientes disponíveis e o nível de pH.

Observando-se um pH excessivamente elevado, em torno de 8,5, optou-se por utilizar um

produto à base de fósforo (Fosphorus plus) para baixar o pH ao nível recomendado (Figura

29).

Figura 29 – Pesagem dos fertilizantes para solução nutritiva (a), medição diária da

condutividade elétrica (b) e do pH (c) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

Para todas as faixas, as soluções nutritivas eram constituídas da mesma composição

química (Tabela 5). Diariamente, foi realizada reposição do volume de água consumido e

medição da condutividade elétrica, com base na qual adicionava-se apenas o volume

necessário da solução de fertilizantes.

Tabela 5 – Composição da solução nutritiva para as fases vegetativa e produtiva.

Concentração Concentração Nutriente

g 1000 L-1 mmol L-1 Nutriente

g 1000 L-1 µmol L-1

N-NO3- 90,5 6,46 B 0,85 78,7

N-NH4+ 4 0,29 Cu 0,02 0,36

P-H2PO4- 39,6 1,28 Fe 1,8 32,2

K 141,7 3,62 Mn 0,5 9,02 Ca 76 1,9 Mo 0,05 0,56 Mg 27 1,11 Zn 0,11 1,68 S-SO4

2- 39 1,21 Fonte: FERNANDES JUNIOR et al. (2002)

3.3.4.7 Condução da cultura

Os tratos culturais comuns às três faixas de rega, como retirada das folhas velhas ou de

estolhos, foram sempre realizados na mesma época, partindo-se dos mesmos critérios. Da

a

b

c

52

mesma forma, foi feito o mesmo para o controle fitossanitário e deficiências nutricionais,

mesmo quando a incidência de determinada praga, doença ou sintoma era maior em um

tratamento do que em outro. Não foi realizada nenhuma aplicação em caráter preventivo,

apenas de forma corretiva.

Logo após o transplante das mudas do morangueiro, essa toalete, se realizada de forma

inadequada e excessiva, pode aumentar a mortalidade das plantas, além de diminuir o

crescimento inicial, atrasando a frutificação e reduzindo, portanto, a produtividade (PASSOS

& PIRES, 1999). Além disso, as inflorescências que porventura acompanharam mudas de

maior tamanho foram eliminadas, pois representam fortes drenos de nutrientes e poderiam

retardar o desenvolvimento vegetativo.

No decorrer do ciclo de vida do morangueiro, entretanto, foi realizado desbaste tanto

de folhas, quanto de flores ou frutos doentes, por auxiliar no manejo de pragas e de doenças,

diminuindo o inóculo de folhas e aumentando o arejamento entre as plantas. Entretanto,

segundo PASSOS & PIRES (1999), essa poda deve ser cuidadosa, sem retirar excessivamente

as folhas das plantas, pois o desenvolvimento ou a quantidade foliar reduzidos podem

acarretar redução na distribuição de açúcar aos frutos.

Diariamente foi realizada uma avaliação de todas as plantas de forma visual,

observando-se possíveis sintomas de deficiências ou excessos nutricionais, ocorrências de

pragas e ou doenças, para um controle eficiente do experimento, anotando-se as observações e

seguindo conforme recomendação agronômica.

Durante o ciclo de produção do morangueiro, a primeira fase de crescimento

vegetativo ocorre em geral entre fevereiro e abril, logo após o transplante das mudas,

dependendo da região de produção. Nessa época, os dias são mais longos e as temperaturas

relativamente mais altas, fator que influencia o número de gemas florais e, conseqüentemente,

de frutos que se formarão. Com o adequado desenvolvimento vegetativo e o clima favorável,

com dias curtos e temperaturas mais amenas, será induzido o florescimento em geral próximo

ao outono, em meados de setembro (DUARTE FILHO et al., 1999).

Devido ao transplante realizado tardiamente, para favorecer o crescimento vegetativo

das plantas e evitar o dreno de nutrientes para os frutos precoces, foram podadas folhas

velhas, flores e estolhos.

Aos 25 dias após o transplante, as folhas mostraram sintomas de deficiência de

magnésio e de cálcio (Figura 30). Em vista disso, foi pulverizado sulfato de magnésio na

proporção de 15 g do fertilizante para 5 L de água limpa.

53

Figura 30 – Folha do morangueiro coletada no experimento com sintomas de deficiência de

magnésio (a) e de cálcio (b) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

Nessa mesma época, observou-se a ocorrência de lagartas (Figura 31), que foram

retiradas manualmente. Devido ao aumento de sua ocorrência, espalhada em todo o cultivo,

optou-se por utilizar um controle biológico, para exclusão mais eficiente, sendo aplicado o

inimigo natural Bacilus turigiensis no 70º dia após o transplante.

A lagarta-rosca é considerada uma praga secundária na cultura do morangueiro.

Entretanto a falta de seu controle pode causar sérios danos à planta, já que a lagarta, de

hábitos noturnos, raspa a epiderme inferior das folhas jovens e pode, portanto, diminuir

potencialmente a taxa fotossintética das plantas. Durante o dia, as larvas escondem-se

enroladas e enterradas no solo ou no substrato.

Seu ciclo de vida é de aproximadamente 50 dias, dos quais permanece 30 dias como

larva, podendo atingir 45 mm de comprimento, período após o qual empupa durante cerca de

15 dias. Os adultos são mariposas com 35 mm de envergadura e de coloração marrom, com

manchas pretas; as fêmeas adultas podem ovipositar sobre as folhas, solo e ou substrato,

próximo das plantas (FADINI & ALVARENGA, 1999).

Figura 31 – Lagarta-rosca alimentando-se da folha do morangueiro (a) e mosquito Fungus

gnatus (b). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

Outro problema observado foi a presença do inseto chamado Fungus gnatus

(Figura 31), favorecido pela formação de algas, nas quais seus ovos são dispostos. Para seu

a b

a b

54

controle, utilizou-se a aplicação de cal virgem na superfície do solo com o surgimento de

algas, para excluir os ovos ali depositados, e de um produto à base de cloro, Tecsa clor,

pulverizado entre os vasos, na proporção de 4 mL L-1 de água limpa, para evitar a formação

de algas.

Devido ao tráfego de máquinas no local próximo à casa de vegetação e à baixa

umidade relativa no período de cultivo, procedeu-se à lavagem das folhas das plantas pela

ocorrência excessiva de poeira sobre as mesmas, uma vez por semana, a partir do 68º dia após

o transplante (Figura 32).

Figura 32 – Morangueiro com quantidade excessiva de poeira em suas folhas (a), lavagem

das folhas com pulverização de água (b) e morangueiros com folhas lavadas (c). (Fotos: Thais

Queiroz Zorzeto).

Observou-se também a ocorrência de ácaro rajado nas plantas, a partir do 80º dia

(Figura 33), com formação de um tipo de “teia” nas folhas do morangueiro, tornando a sua

parte inferior mais escura.

Figura 33 – Epiderme inferior da folha do morangueiro sadia (a) e com infestação de ácaro

rajado (b); epiderme superior da folha do morangueiro sadia (c) e com sintoma de infestação

de ácaro rajado (d). (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

Na cultura do morangueiro, os ácaros, que se alimentam do conteúdo intracelular das

folhas, através da raspagem das células na sua epiderme inferior, são considerados as

a

b

c

a b c d

55

principais pragas. Por causa desse ataque e com a conseqüente morte das células, as folhas

lesionadas tornam-se descoradas, podendo até reduzir a taxa fotossintética das plantas quando

em altas infestações. Outro sintoma aparece também na epiderme inferior da folha, após a

colonização da praga na planta, onde o ácaro tece um emaranhado de fios, sobre o qual a

fêmea deposita seus ovos (FADINI & ALVARENGA, 1999).

O monitoramento periódico da população dessa praga é de extrema importância para o

controle eficaz. Como é difícil a visualização do ácaro a olho nu, deve-se utilizar uma lupa de

mão, com 20 vezes de aumento, para sua identificação e contagem.

O controle dessa praga com a utilização de métodos químicos é complicado, pois os

ácaros instalam-se na epiderme inferior das folhas e há necessidade de se aplicarem acaricidas

de baixa toxicidade e curto período de carência, devido às colheitas diárias. Além disso, é

comum o aparecimento de ácaros resistentes aos acaricidas; procedeu-se, no entanto, à

aplicação de acaricidas, visando atingir ácaros adultos, em conjunto com acaricidas que

atingissem os ovos já depositados.

Para favorecer o crescimento vegetativo foram realizadas 3 aplicações de aminoácido,

contido no produto FisherFert Induri, na proporção de 10 mL desse produto diluído em 5 L de

água limpa, aos 35º, 58º e 70º dias após transplante.

A cada 15 dias foi realizada a lavagem da caixa d´água e do filtro da irrigação, para

maior eficiência da retenção das partículas indesejáveis na tubulação da irrigação, devido à

possibilidade de entupimento dos gotejadores.

No início de outubro, os frutos apresentaram uma coloração mosqueada rosa e branca

(Figura 34), típica do fruto albino, uma doença não infecciosa, ou seja, que não é transmitida

por um patógeno associado. Os frutos apresentam-se normais em tamanho e em aparência,

mas lhes faltam a coloração característica e a firmeza (ficam moles e sem sabor), além de

apodrecerem rapidamente após a colheita (MAAS, 1984).

Figura 34 – Fruto normal (a) e fruto branco (b) (Fotos: Thais Queiroz Zorzeto).

a b

56

A causa principal do aparecimento do fruto albino, segundo MAAS (1984), é a baixa

translocação do açúcar para o fruto durante a maturação, o que pode ocorrer durante picos de

produção do fruto precedidos de alta temperatura seguida de dias nublados, ou devido à

aplicação excessiva de nitrogênio, ou devido a súbitas perdas de folhas através de ações de

patógenos ou pragas.

Em meados de outubro de 2010, observaram-se manchas avermelhadas e escuras nas

nervuras das folhas dos morangueiros, tanto na epiderme superior, quanto na inferior (Figura

35), em todos os tratamentos, de forma generalizada.

Figura 35 – Primeiros sintomas visuais da incidência de Rhizoctonia: parte superior (a) e

inferior (b) da epiderme foliar com as nervuras avermelhadas e escuras e evolução da doença

(c) com a expansão do avermelhamento pela folha e murcha da planta (Fotos: Thais Queiroz

Zorzeto).

Com a freqüente irrigação, a fibra de coco granulada mostrou-se excessivamente

umedecida nos volumes de 1,0 e 1,5 L de substrato por planta, devido à sua alta capacidade de

retenção de água e ao volume limitado para a drenagem eficiente, tornando o ambiente

propício para a formação de fungos (Figura 36a).

Segundo PIRES et al. (1999), o morangueiro é uma planta sensível tanto ao déficit

hídrico, quanto ao excesso de água que, aliado a um período prolongado de saturação, pode

favorecer o desenvolvimento de patógenos como a Rhizoctonia. Portanto, analisaram-se

visualmente as raízes das plantas cultivadas em fibra de coco granulada, capaz de reter maior

volume de água, na maior freqüência de irrigação, para verificar a ocorrência de umidade

excessiva, cujas raízes apresentariam coloração escura e decomposição, fato que não foi

observado (Figura 36b).

a

b

c

57

Figura 36 – Aparecimento de fungos na fibra de coco granulada, nos volumes de 1,0 e 1,5 L

por planta, na faixa correspondente à irrigação mais freqüente (a) e verificação das raízes,

para observar a ocorrência de umidade excessiva nos substratos em planta cultivada em fibra

de coco granulada, sob a mesma freqüência de irrigação (Foto: Thais Queiroz Zorzeto).

Em 13 de outubro de 2010, coletaram-se amostras de folhas com sintomas bastante

evidentes para análise e constatou-se a ocorrência do fungo Rhizoctonia solani (Anexo I).

Esse fungo é típico de solos e causa a doença denominada Rizoctoniose, sendo a faixa ótima

de temperatura para a sua ocorrência de 25 a 27ºC, com umidade relativa elevada.

Como observado em campo, a doença pode se tornar extremamente severa, destruindo

tanto plantas isoladas como em grupo. Seus sintomas iniciais são o aparecimento de lesões

arroxeadas ou avermelhadas em brotações e nos pecíolos, que podem expandir e atingir o

rizoma, causando murcha, apodrecimento e a morte das plantas (DIAS, 1999).

3.3.4.8 Coletas de dados

Foram coletados dados referentes à produção de frutos, colhidos manualmente de 70%

avermelhados até totalmente maduros, sendo contados e pesados. A colheita, realizada duas

vezes por semana, teve início no dia 20 de agosto de 2010, 49 dias após o transplante das

mudas, estendendo-se até 4 de outubro de 2010.

Com relação às plantas, a matéria seca da parte aérea corresponde a apenas as folhas,

sem flores, frutos ou estolhos, sendo avaliada através da desidratação em estufa e pesagem de

todas as folhas removidas de cada parcela ao longo do ciclo de cultivo e das restantes na

planta ao final do experimento.

a

b

58

4 RESULTADOS E DISCUSSÃO

4.1 Caracterização física de substratos para plantas

4.1.1 Umidade

Avaliaram-se duas temperaturas diferentes, uma a 65 ± 5ºC segundo a Instrução

Normativa nº 31, de 23 de outubro de 2008, do MAPA - Ministério da Agricultura, Pecuária e

Abastecimento (MAPA, 2008) e outra a 103ºC, segundo a Norma Européia EN 13040 do

Comitê Europeu de Normatização (CEN, 1999a), para a secagem de seis tipos distintos de

substratos para plantas, visando à obtenção da umidade inicial de cada um.

Na figura 37, observa-se que as maiores umidades foram encontradas para os

substratos fibra de coco granulada e cascas de pínus, tanto da Lupa, quanto da Vida Verde. A

casca de arroz apresentou a menor umidade retida no substrato, o que indica baixa retenção de

água do material. A casca de arroz, presente na mistura tanto com a fibra de coco granulada,

quanto com a casca de pínus Lupa, foi responsável pela redução da umidade nessas amostras,

mostrando que o resultado de uma mistura de substratos não corresponde à soma de seus

componentes, como afirmou FONTENO (1996).

Figura 37 – Umidades de quatro substratos (fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa,

casca de arroz e casca de pínus Vida Verde) e duas misturas (fibra de coco granulada com

casca de arroz e casca de pínus Lupa com casca de arroz), após secagem a 65ºC e a 103ºC.

0

10

20

30

40

50

60

Fibra cocogranulada

Casca pínusLupa

Casca pínusVida Verde

Casca arroz Fibra cocogranulada +casca arroz

Casca pínusLupa + casca

arroz

Substratos

Um

idad

e (%

)

Umidade a 65ºCUmidade a 103ºC

a1A

a2A

a3A a3A a4A

b1B

b2B

b3B b4B b5B b6A a5A

59

Obs.: Letras minúsculas com índices comparam substratos diferentes e letras maiúsculas, temperaturas para

mesmos substratos. Valores seguidos de mesma letra ou mesmos índices não diferem entre si pelo teste de

Tukey, a 5% de probabilidade.

Observa-se que houve diferenças significativas para a obtenção da umidade entre as

duas temperaturas analisadas, para a maioria dos substratos. Para a secagem do material à

temperatura de 103ºC, segundo BURÉS (1997), podem haver na matéria orgânica líquidos

voláteis distintos da água e ocorrer oxidações ou decomposições que modifiquem a medida,

além de eventuais perdas por queima de material orgânico. Assim, muitos laboratórios secam

substratos orgânicos a 65ºC, como recomenda a Instrução Normativa brasileira.

4.1.2 Densidade aparente e volumétrica

Para a densidade volumétrica, segundo a Instrução Normativa nº 31, de 23 de outubro

de 2008, do MAPA - Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA, 2008), é

considerada a compactação do material pelo seu próprio peso e; para a aparente, segundo a

Norma Européia EN 13040 do Comitê Europeu de Normatização (CEN, 1999a), a

compactação é feita com um peso de 650 g.

O gráfico da figura 38 mostra que o nível de compactação aplicado pode gerar

diferenças sobre o valor final da densidade, reduzindo o número de macroporos e aumentando

a proporção de microporos.

0

100

200

300

400

500

600

700

800

Fibra cocogranulada

Casca pínusLupa

Casca pínusVida Verde

Casca arroz Fibra cocogranulada +casca arroz

Casca pínusLupa + casca

arrozSubstratos

Den

sida

de (k

g m

-³)

Densidadevolumétrica IN 31 - MAPA

Densidadeaparente EN13040 - CEN

Figura 38 – Densidades volumétricas e aparentes da fibra de coco granulada, casca de pínus

Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz e das misturas de fibra de coco granulada e

casca de arroz e de casca de pínus Lupa e casca de arroz, através dos métodos descritos pela

a2A a1A a2A

a3A

a4A

a5A

b1B b2B b2B

b3B

b4B

b5B

60

Instrução Normativa nº 31, de 23 de outubro de 2008, do MAPA - Ministério da Agricultura,

Pecuária e Abastecimento (MAPA, 2008) e pela Norma Européia EN 13040 do Comitê

Europeu de Normatização (CEN, 1999a). Obs.: Letras minúsculas com índices comparam substratos diferentes e letras maiúsculas, diferentes níveis de

compactação para mesmos substratos. Valores seguidos de mesma letra ou mesmos índices não diferem entre si

pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

Segundo ABAD et al. (1993), um substrato ideal deve apresentar densidade

volumétrica ou aparente inferior a 400 kg m-3, o que foi obtido apenas para a fibra de coco

granulada, a casca de arroz e para a mistura das duas. Os outros substratos analisados

apresentaram valores de densidade aparente bem superiores ao valor teórico considerado

ideal.

A diferença de compactação entre os processos trouxe também diferentes coeficientes

de variação. Para a densidade volumétrica o coeficiente de variação foi de 2,5%, enquanto

que a aparente, com base na Norma Européia, de 1,7% (Tabela 6).

Tabela 6 – Densidade volumétrica das amostras úmidas e seus coeficientes de variação e

densidade volumétrica dos substratos secos pela Instrução Normativa brasileira (MAPA,

2008) e pela Norma Européia (CEN, 1999a).

IN nº 31 de 23 out. 2008 EN13040 Úmida Seca Úmida Seca Substrato kg m-³ kg m-³ kg m-³ kg m-³

Fibra coco granulada 173,94 92,16 154,50 95,50 Casca pínus Lupa 726,85 336,36 594,33 352,31 Casca pínus Vida Verde 602,11 270,97 484,41 295,85 Casca arroz 141,32 124,85 126,23 115,03 Fibra coco granulada + casca arroz 163,30 117,85 146,36 113,53 Casca pínus Lupa + casca arroz 434,03 229,17 389,92 243,14 CV (%) 2,53 ------ 1,69 ------

Essa diferença foi devido à maior fonte de erros na determinação pela Instrução

Normativa, pois a compactação é realizada pelo próprio avaliador, deixando cair a proveta sob

a ação do seu próprio peso por dez vezes consecutivas e nem todas as vezes a proveta cairá

sobre a superfície de trabalho da mesma forma, como deveria, podendo titubear sobre seu

próprio eixo ou cair de maneira precisa, o que alterará a compactação e a leitura do volume

ocupado pelas partículas na proveta.

61

Além disso, a forma como a proveta, no caso da Instrução Normativa, e o cilindro de

ensaio, no caso da Norma Européia, são preenchidos também pode afetar a variação da

análise. Para o primeiro método, a recomendação é evitar a formação de poros artificiais ao

colocar o substrato na proveta, sendo que depende do avaliador a forma como a amostra é

colocada, se mais sutil ou brusca; para o segundo método, é utilizada uma peneira disposta

sobre um funil e a amostra, ao ser peneirada, cai diretamente dentro do cilindro de ensaio, o

que reduz a dependência do avaliador.

Ainda, DE KREJ et al. (2001) mostraram que a utilização de um peso externo para a

compressão de um volume definido de substrato pode gerar problemas com substratos

fibrosos ou com partículas muito grandes. Além disso, apesar de MINER (1994) ter afirmado

que a compressão devido à aplicação do peso de 650 g sobre o substrato é semelhante àquela

experimentada pelo substrato pela ação de seu próprio peso, os autores afirmam que apenas

75% da densidade volumétrica determinada pelo método da auto-compactação pode ser obtida

pela compressão de um peso externo, devido à compactação não ser uniforme por todo o

volume do cilindro de ensaio. Com os substratos em análise, obteve-se um valor médio para a

densidade volumétrica a partir da compactação de um pistão correspondente a 90% da

referida densidade obtida por ação de seu próprio peso (Tabela 6).

Além da compactação, variações no teor de umidade inicial da amostra levam à

alteração no valor de densidade com a amostra úmida, conforme determinado por FERMINO

(2003). Segundo a autora, a umidade inicial presente nas amostras tem dois efeitos: aumenta

o peso das partículas umas sobre as outras e aumenta a adesão entre elas. VENCE et al.

(2010) concordaram ao afirmar que os valores de densidade do substrato úmido têm alta

dependência da umidade inicial da amostra. Por exemplo, para a fibra de coco granulada

úmida obteve-se densidade volumétrica de 173,94 kg m-3 e, para o mesmo substrato,

excluindo-se a sua umidade, 92,16 kg m-3 (Tabela 6).

Considerando a importância que a determinação adequada da densidade volumétrica

do substrato úmido apresenta, uma vez que afeta indiretamente os cálculos de outros

parâmetros físicos, e que a umidade inicial da amostra promove alteração nos resultados de

análise obtidos por diferentes operadores, torna-se necessário padronizar os procedimentos

para sua mensuração. A correção do teor de umidade inicial da amostra para 50%, com base

na determinação prévia da matéria seca, parece ser o procedimento mais adequado para

reduzir a variabilidade observada nos resultados das análises de rotina (FERMINO, 2003).

Entretanto, na prática, essa correção é difícil de ser realizada de forma precisa, pois

considera-se que uma amostra de substrato está com umidade próxima a 50% (v v-1) quando,

62

visualmente, ao ser comprimida entre os dedos, mantém-se aglutinada, sem formar torrão,

nem tampouco liberar água (FERMINO, 2003). Essa aproximação leva a variações na

umidade, pois é dependente da prática de cada laboratorista. Nesse sentido, FERMINO (2003)

encontrou valores de umidade de 62% para amostras de turfa umedecidas segundo o controle

visual na forma em que foi descrito anteriormente.

A Instrução Normativa nº 31, de 23 de outubro de 2008, do MAPA - Ministério da

Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA, 2008), determina que seja utilizada a

densidade seca para registro dos substratos. Na tabela 6, observa-se que os valores das

densidades secas, tanto a obtida pelo método do MAPA (2008), quanto a do CEN (1999a),

são comparáveis.

4.1.3 Densidade real ou de partículas

A densidade de partícula expressa a relação entre a massa de material seco e o volume

real ocupado por essas partículas, não incluindo o espaço ocupado pelos poros. Portanto, essa

característica não é afetada pela granulometria dos substratos, mas pela composição de suas

partículas. Tanto a Instrução Normativa do MAPA quanto a Norma Européia do Comitê

Europeu de Normatização, não incluem essa característica em seus métodos.

Em solos, a densidade de partículas é importante para se conhecer sua composição. Se

o solo apresentar grandes quantidades de minerais mais pesados, como a magnetita, sua

densidade de partícula será elevada; se, ao contrário, apresentar maior quantidade de matéria

orgânica, mais leve, portanto, sua densidade de partículas será menor.

Observa-se que substratos à base de casca de pínus e com esse material em sua mistura

não diferiram significativamente entre si e apresentaram densidade de partícula superior aos

outros substratos analisados, como a fibra de coco granulada, a casca de arroz e a mistura dos

dois (Figura 39).

Como referência para substratos, da mesma forma como para solos, considera-se que

partículas minerais apresentam densidade de partícula de 2,65 g cm-³ e de matéria orgânica, de

1,45 g cm-³ (FERMINO, 2003). Observa-se que os substratos à base de fibra de coco, assim

como para a casca de arroz, apresentaram densidade de partícula menor, o que indicaria maior

quantidade de matéria orgânica.

63

0

0,5

1

1,5

2

2,5

Fibra cocogranulada

Casca pínusLupa

Casca pínusVida Verde

Casca arroz Fibra cocogranulada +casca arroz

Casca pínusLupa + casca

arroz

Substratos

Den

sida

de re

al m

édia

(kg

m-3)

Figura 39 – Densidade real ou de partículas para a fibra de coco granulada, casca de pínus

Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz e das misturas de fibra de coco granulada e

casca de arroz e de casca de pínus Lupa e casca de arroz, pelo método descrito por MINER

(1994). Obs.: Letras minúsculas comparam substratos diferentes. Valores seguidos de mesma letra não diferem entre si

pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

4.1.4 Matéria orgânica e cinzas

Os resultados obtidos na caracterização dos substratos segundo a sua composição de

matéria orgânica e de cinzas (Figura 40) mostram que a casca de arroz apresentou densidade

de partícula semelhante ao da fibra de coco granulada, mas tem muito mais cinzas do que

matéria orgânica em sua composição, oposto do que ocorre com a própria fibra de coco

granulada.

Os outros substratos caracterizados apresentaram mais cinzas do que matéria orgânica

e não diferiram significativamente entre si. A adição de casca de arroz à fibra de coco

granulada foi responsável pela redução da matéria orgânica deste substrato. Entretanto,

adicionando-se a mesma porcentagem em volume de casca de arroz à casca de pínus Lupa,

não houve alteração significativa na matéria orgânica e na quantidade de cinzas deste

material.

a a a

b b

b

64

0

20

40

60

80

100

Fibra cocogranulada

Casca pínusLupa

Casca pínusVida Verde

Casca arroz Fibra cocogranulada +casca arroz

Casca pínusLupa + casca

arroz

Substratos

Valo

r (%

m m

-1)

Matériaorgânica

Cinzas

Figura 40 – Proporções de matéria orgânica e de cinzas que compõem a fibra de coco

granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz e das misturas de

fibra de coco granulada e casca de arroz e de casca de pínus Lupa e casca de arroz. Obs.: Letras minúsculas comparam substratos diferentes. Letras seguidas de mesmo índice não diferem entre si

pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

4.1.5 Porosidade

A necessidade de se conhecer a porosidade está relacionada à limitação do volume

para o crescimento de plantas em recipientes, sendo imprescindível buscar valores entre 3

(75:25%) e 9 (90:10%), pois tais poros serão responsáveis pelas trocas gasosas na busca de

equilíbrio entre o substrato e a atmosfera ao redor, bem como determinarão a movimentação

de água no recipiente e o padrão de drenagem que se estabelecerá (KAMPF, 2001).

A porosidade de um meio de cultivo é a porcentagem de seu volume que não se

encontra ocupada pela fase sólida, ou seja, corresponde ao quociente entre o volume de poros

e o volume total que o meio ocupa no recipiente. Assim, uma porosidade de 75% significa

que em um litro de substrato, 750 mL estão ocupados por poros e os restantes, 250 mL, pela

fase sólida.

Ao se mesclarem materiais com granulometrias distintas, aquele com partículas mais

finas ocupará os espaços vazios existentes entre as partículas mais grossas do outro material,

reduzindo sua porosidade total (BERJON & MURRAY, 1998).

Entretanto, apesar desse fato ter ocorrido, verificou-se que mesmo a adição de um

substrato mais poroso como a casca de arroz à casca de pínus Lupa não foi suficiente para

diferir significativamente em função da porosidade daqueles materiais menos porosos,

a1

a2

a2

a2

a2

a3

b1

b2

b2

b2

b2

b3

65

apresentando ainda um valor muito aquém do ideal teórico (entre 75 e 90% de porosidade)

(Figura 41).

0

10

20

30

40

50

60

Fibra cocogranulada

Casca pínusLupa

Casca pínus VidaVerde

Casca arroz Fibra cocogranulada +casca arroz

Casca pínusLupa + casca

arroz

Substratos

Poro

sida

de to

tal (

%)

Figura 41 – Valores de porosidade para fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca

de pínus Vida Verde, casca de arroz e das misturas de fibra de coco granulada e casca de arroz

e de casca de pínus Lupa e casca de arroz, calculados pela Norma Européia EN 13041 de

1999 (CEN, 1999b). Obs.: Letras minúsculas comparam substratos diferentes. Valores seguidos de mesma letra não diferem entre si

pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

Dessa forma, esses materiais podem apresentar problemas de trocas gasosas,

movimentação de água e de drenagem em um recipiente, influindo negativamente sobre o

desenvolvimento das raízes e, conseqüentemente, das plantas.

Ao contrário desses, a fibra de coco granulada, a casca de arroz e a mistura das duas

apresentaram porosidade mais elevada, o que pode ser vantajoso para a aeração do ambiente

radicular, mas preocupante pela retenção de água deficiente, já que são os poros de menor

tamanho os responsáveis por essa função.

4.1.6 Granulometria

As propriedades físicas dos substratos, anteriormente discutidas, variam

preponderantemente com a distribuição do tamanho das suas partículas. Por exemplo, em um

substrato com uma ampla distribuição de tamanhos, suas partículas pequenas se alojam nos

poros entre as partículas maiores, reduzindo seu tamanho e, portanto, a porosidade total. Ao

mesmo tempo, pelo aumento do número de microporos, haverá aumento da quantidade de

água retida.

a

a a

b

b

b

66

Além disso, substratos com grande porcentagem de partículas pequenas tornam-se

inadequados para vasos menores, pois retêm mais água e diminuem o espaço de aeração. A

baixa porosidade e o baixo espaço de aeração podem estar relacionados com a grande

quantidade de partículas de tamanho reduzido, aliando a isso uma alta densidade

(LUDWIG et al., 2008).

Os resultados (Figuras 42 e 43) indicam que houve predominância de frações

intermediárias (entre 2,0 e 0,5 mm) para a fibra de coco granulada, o que pode ser adequado,

quando se aliam alta porosidade à presença de microporos, responsáveis pela boa aeração e

pela retenção de água no ambiente; uniforme para a casca de pínus Lupa e a casca de pínus

Vida Verde, o que pode ser prejudicial pela acomodação das partículas menores entre as

maiores, diminuindo a porosidade do material devido à sua cimentação; houve também

predominância de frações grandes (entre 3,35 e 1,00 mm) para a casca de arroz, o que

favorece a aeração do ambiente radicular, mas pode prejudicar a retenção de água do material

pela ausência de microporos responsáveis por essa função.

Fibra de coco granulada

0

10

20

30

40

50

60

> 3,350 3,350 -2,000

2,000 -1,000

1,000 -0,500

0,500 -0,250

0,250 -0,105

0,105 -0,062

< 0,062

Malha das peneiras (mm)

% m

m-1

3 min 10 min

A A A A

AB

AB

AB

A A A A A A

Casca pínus Lupa

0

10

20

30

40

50

60

> 3,350 3,350 -2,000

2,000 -1,000

1,000 -0,500

0,500 -0,250

0,250 -0,105

0,105 -0,062

< 0,062

Malha das peneiras (mm)

% m

m-1

3 min 10 min

A A A A A A A A A A

B A B A B A

Figura 42 – Análise granulométrica para fibra de coco granulada e casca de pínus Lupa, com

tempos de agitação de 3 e de 10 minutos. Obs.: Letras maiúsculas comparam tempos de agitação para mesmos substratos. Valores seguidos de mesma

letra não diferem entre si pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

67

Casca pínus Vida Verde

0

1020

30

40

5060

> 3,350 3,350 -2,000

2,000 -1,000

1,000 -0,500

0,500 -0,250

0,250 -0,105

0,105 -0,062

< 0,062

Malha das peneiras (mm)

% m

m-1

3 min 10 min

A A A A A A

A A

B A B A

A B A B

Casca de arroz

0

10

20

30

40

50

60

> 3,350 3,350 -2,000

2,000 -1,000

1,000 -0,500

0,500 -0,250

0,250 -0,105

0,105 -0,062

< 0,062

Malha das peneiras (mm)

% m

m-1

3 min 10 min

A

B

AB

B

A

A A A A A A A A A A

Figura 43 – Análise granulométrica para casca de pínus Vida Verde e casca de arroz, com

tempos de agitação de 3 e de 10 minutos. Obs.: Letras maiúsculas comparam tempos de agitação para mesmos substratos. Valores seguidos de mesma

letra não diferem entre si pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

Em ambas as misturas (Figura 44), a casca de arroz aumentou a quantidade de frações

maiores. Entretanto, para a mistura desse substrato com a casca de pínus Lupa, esse aumento

não foi suficiente para diferir significativamente da baixa porosidade da casca de pínus

(Figura 41), necessitando de uma proporção maior de casca de arroz para que a mistura exerça

influência sobre esse atributo. De modo semelhante, na mistura com fibra de coco granulada,

o aumento de frações maiores não foi suficiente para alterar significativamente a porosidade

do material de forma pura ou em mistura, o que pode ser favorável pela possibilidade de

diminuição de custos com os insumos, visto que a fibra de coco granulada é um substrato

mais caro do que a casca de arroz.

Os tempos de agitação das peneiras (3 e 10 minutos) causaram diferença nas

porcentagens retidas em cada peneira, principalmente para a casca de arroz e para as suas

misturas com fibra de coco granulada e com casca de pínus Lupa, em frações de maior malha.

Esse fato ocorreu devido ao formato longitudinal da casca de arroz, que se rearranja durante o

maior tempo de agitação das peneiras e se desloca para as seguintes, de malhas inferiores.

68

Mistura fibra de coco granulada + casca de arroz

0

10

20

30

40

50

60

> 3,350 3,350 -2,000

2,000 -1,000

1,000 -0,500

0,500 -0,250

0,250 -0,105

0,105 -0,062

< 0,062

Malha das peneiras (mm)%

m m

-1

3 min 10 min

A

B

B

A

A

B A A

B A

B A B A B A

Mistura lupa citrus + casca de arroz

0

10

20

30

40

50

60

> 3,350 3,350 -2,000

2,000 -1,000

1,000 -0,500

0,500 -0,250

0,250 -0,105

0,105 -0,062

< 0,062

Malha das peneiras (mm)

% m

m-1

3 min 10 min

A A

A

B

B

A

A A A A

A A A A A B

Figura 44 – Análise granulométrica para as misturas de fibra de coco granulada e casca de

arroz e de casca de pínus Lupa e casca de arroz, com tempos de agitação de 3 e de 10

minutos. Obs.: Letras maiúsculas comparam tempos de agitação para mesmos substratos. Valores seguidos de mesma

letra não diferem entre si pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

4.1.7 Capacidade de retenção de água

A capacidade de retenção de água de um determinado meio corresponde à relação

entre a umidade volumétrica e a tensão na qual a água está retida ao material, fornecendo o

volume de água disponível ou não às plantas a determinadas tensões (BUNT, 1988). Quanto

maior for o volume de água disponível às plantas a tensões mais baixas, menor será a energia

necessária pelas plantas para absorvê-la (FERMINO, 1996).

Para a determinação da retenção de água nos substratos, foram avaliados dois

métodos: pela Instrução Normativa nº 31, de 23 de outubro de 2008, do MAPA - Ministério

da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA, 2008) e pela Norma Européia EN 13040,

de 1999 (CEN, 1999a).

69

4.1.7.1 Capacidade de retenção de água pela Instrução Normativa brasileira

A Instrução Normativa nº 31 do MAPA, de 23 de outubro de 2008, recomenda o ajuste

da tensão apenas para 10 hPa, o que não permite a determinação de outros pontos da curva de

retenção de água, importantes para essa caracterização. Além disso, a referida Instrução

Normativa não determina o referencial para esse ajuste da tensão: se em relação à base do

anel da amostra ou se em relação à metade da altura do mesmo. Portanto, para esclarecer essa

dúvida, realizou-se a caracterização para esse ponto com referência à base e ao centro do anel

volumétrico das amostras dos tipos de substratos (Figura 45).

01020304050607080

Fibra cocogranulada

Cascapínus Lupa

Cascapínus Vida

Verde

Cascaarroz

Fibra cocogranulada +

cascaarroz

Cascapínus Lupa

+ cascaarroz

Substratos

Ret

ençã

o de

águ

a (%

m m

-1)

A partir da basedo anel

A partir dametade da alturado anel

Figura 45 – Água retida pela fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus

Vida Verde, casca de arroz e pelas misturas de fibra de coco granulada e casca de arroz e de

casca de pínus Lupa e casca de arroz, na tensão de 10 hPa, sendo as referências para o ajuste

da tensão a base do anel volumétrico e o centro do mesmo (metade da altura). Obs.: Letras minúsculas com índices comparam substratos diferentes, e letras maiúsculas comparam referências

de ajuste da tensão para mesmos substratos. Valores seguidos de mesma letra ou mesmos índices não diferem

entre si pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

Observa-se que não houve diferença significativa entre as referências para o ajuste da

tensão, sendo possível sua determinação tanto a partir da base do anel volumétrico, quanto a

partir de seu centro. Entretanto, recomenda-se que a referência adotada seja a partir da base

do anel volumétrico da amostra, pela facilidade e maior exatidão desse ponto.

Além disso, a Instrução Normativa nº 14 de 15 de dezembro de 2004 (MAPA, 2004)

admite, sobre as garantias do produto, tolerância de 10% para menos em relação aos

resultados analíticos obtidos pelos laboratórios certificados para a capacidade de retenção de

água de substratos.

a2A

a1A

a2A

a3A

a3A

a4A

b1A

b2A

b2A

b3A

b3A

b4A

70

A diferença entre os valores de retenção de água obtidos a partir do centro do anel ou

da sua base (Tabela 7), tomando como referência a base do anel, enquadraram-se na

tolerância admitida pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, com exceção

da mistura de fibra de coco granulada com casca de arroz.

Tabela 7 – Comparação em porcentagem do resultado de capacidade de retenção de água

(CRA) quando medido a partir da base do anel volumétrico em relação ao medido a partir do

centro do mesmo.

CRA centro do anel base do anel

Comparação Substratos % m m-1 %

Fibra coco granulada 65 67 97 Casca pínus Lupa 55 58 95 Casca pínus Vida Verde 49 52 94 Casca arroz 12 13 92 Fibra coco granulada + casca arroz 39 36 108 Casca pínus Lupa + casca arroz 35 36 97

4.1.7.2 Capacidade de retenção de água pela Norma Européia

A Norma Européia EN 13041, de 1999, estabelece como princípio pré-saturar a

amostra com água e pré-equilibrá-la a uma tensão de 50 hPa em um leito de areia, para então

iniciar sua submissão às tensões referentes à curva de retenção de água: 10, 50 e 100 hPa.

Para complementar o gráfico, realizaram-se mais dois pontos intermediários: 30 e 60 hPa,

para todos os substratos em análise (Figura 46).

0

20

40

60

80

100

120

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110

Tensão (- cm c.a.)

Volu

me

de á

gua

(% m

m-1)

Casca pínus Lupa

Casca pínus Vida Verde

Fibra coco granulada

Casca pínus Lupa + cascaarroz

Fibra coco granulada +casca arroz

Casca arroz

Figura 46 – Curva de retenção de água da casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde,

fibra de coco granulada, casca de arroz, mistura de fibra de coco granulada com casca de

71

arroz e mistura de casca de pínus Lupa com casca de arroz, submetidos às tensões 10, 30, 50,

60 e 100 hPa.

Com esses pontos das curvas é possível obter mais informações, de forma mais clara, a

respeito do espaço de aeração e da água disponível às plantas (Figura 47).

0102030405060708090

100

Fibra cocogranulada

Casca pínusLupa

Casca pínusVida Verde

Casca arroz Fibra cocogranulada +casca arroz

Casca pínusLupa + casca

arroz

Substratos

Volu

me

água

(%v

v-1)

EA

AFD

AT

Figura 47 – Espaço de aeração (EA), água facilmente disponível (AFD) e água tamponante

(AT) para fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de

arroz, mistura de fibra de coco granulada com casca de arroz e mistura de casca de pínus Lupa

com casca de arroz.

O espaço de aeração é a proporção de volume de substrato que contém ar depois de

saturado com água e drenado a 10 hPa de tensão. Valores elevados como os apresentados

pela casca de arroz estabilizada podem ocasionar deficiências hídricas às plantas,

principalmente com irrigações pouco freqüentes; valores reduzidos, como os apresentados

pelas cascas de pínus Lupa e Vida Verde, podem causar falta de oxigênio para o

desenvolvimento das raízes (Figura 47).

A água facilmente disponível corresponde à água liberada pelo substrato ao passar de

10 hPa de tensão a 50 hPa, com valor ótimo entre 20 e 30% do volume (CADAHIA, 1998).

O substrato mais crítico foi a casca de arroz, cujo valor nulo pode inibir o crescimento vegetal

na falta de irrigações freqüentes.

A água de reserva é aquela liberada pelo substrato ao passar de 50 a 100 hPa, com

nível ótimo entre 4 e 10% em volume (CADAHIA, 1998), para o qual apenas a fibra de coco

72

granulada mostrou-se adequada, garantindo à cultura uma certa quantidade de água para o seu

desenvolvimento, mesmo em condições mais limitantes.

4.1.7.3 Comparação dos métodos brasileiro e europeu

A comparação dos métodos apenas no ponto de 10 hPa, sendo a referência para o

ajuste da tensão a base do anel volumétrico, mostra que houve diferenças significativas entre

os métodos para os substratos em análise (Figura 48).

0

20

40

60

80

100

120

Fibra cocogranulada

Casca pínusLupa

Casca pínusVida Verde

Casca arroz Fibra cocogranulada +casca arroz

Casca pínusLupa + casca

arroz

Substratos

Volu

me

água

(% m

m-1) Europa

Brasil

Figura 48 – Comparação de métodos do MAPA (2008) e do CEN (1999b), para água retida

pela fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz,

mistura de fibra de coco granulada com casca de arroz e mistura de casca de pínus Lupa com

casca de arroz, na tensão de 10 hPa. Obs.: Letras minúsculas com índices comparam substratos diferentes, e letras maiúsculas comparam métodos

diferentes para mesmos substratos. Valores seguidos de mesma letra ou mesmos índices não diferem entre si

pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

Observa-se que, pelo método europeu, a quantidade de água retida no ponto de 10 hPa

é superior àquela determinada pelo método brasileiro. Isso pode ser devido à saturação mais

completa e homogênea das partículas das amostras, pois naquele processo os substratos em

análise são submetidos a uma pré-saturação e pré-submissão a 50 hPa, para homogeneizar a

amostra antes de iniciar o procedimento para determinação da umidade nos pontos da curva

de retenção de água.

VENCE et al. (2010) obtiveram resultados semelhantes ao analisar a retenção de água

de quatro tipos de substratos pelos métodos europeu e brasileiro. Observaram que as

a1B

a2B

a2B

a3B

a4B

a3B

b1A

b2A

b3A

b4A

b4A

b5A

73

diferenças obtidas podem ser explicadas pela diferença do tratamento inicial que as amostras

receberam: pela EN 13041, a dupla saturação e a pré-tensão a 50 hPa, que padroniza a

umidade da amostra antes de se iniciarem os pontos da curva, influiu no alto valor de retenção

de água com relação ao outro método.

4.2 Caracterização química de substratos para plantas

4.2.1 pH

A Instrução Normativa nº 14, de 21 de maio de 2007, do MAPA - Ministério da

Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA, 2007) recomenda que o pH seja determinado

no mesmo extrato que emprega a relação de 1:5 (substrato:água) em volume. Entretanto,

alguns laboratórios utilizam um método europeu adaptado de SONNEVELD et al. (1974), que

recomenda a diluição na razão de 1:1,5.

A comparação dessas duas diluições para o pH dos diferentes substratos em análise

mostrou que houve diferença significativa para os resultados (Tabela 8), apesar dos valores

serem próximos, sendo que as soluções dos substratos com maior diluição apresentaram maior

valor de pH do que aquelas realizadas na diluição 1:1,5.

Tabela 8 – Valores de pH da fibra de coco granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus

Vida Verde, casca de arroz, mistura de fibra de coco granulada com casca de arroz e mistura

de casca de pínus Lupa com casca de arroz, com diluição 1:1,5 e 1:5.

pH Substrato 1:1,5 1:5 Fibra coco granulada 6,6 a 6,7 b Casca pínus Lupa 8,0 a 8,2 b Casca pínus Vida Verde 5,3 a 5,5 b Casca arroz 6,9 a 7,2 b Fibra coco granulada + casca arroz 6,5 a 6,8 b Casca pínus Lupa + casca arroz 8,0 a 8,3 b

Obs.: Letras minúsculas comparam diluições diferentes para mesmos substratos. Valores seguidos de mesma

letra não diferem entre si pelo teste de Tukey, a 1% de probabilidade.

Ao correlacionar as diluições das soluções aquosas para a análise do pH dos substratos

(Figura 49), observa-se que os resultados das soluções aquosas são afetados de forma

proporcional em função das diluições, como afirmam ABREU et al. (2007).

74

y = 1,0199x + 0,1065R2 = 0,9903

5,0

5,5

6,0

6,5

7,0

7,5

8,0

8,5

9,0

5,0 5,5 6,0 6,5 7,0 7,5 8,0 8,5 9,0pH 1:1,5

pH 1

:5

Figura 49 – Correlação dos valores de pH obtidos para diferentes substratos (fibra de coco

granulada, casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz e mistura de fibra

de coco granulada e de casca de pínus Lupa, ambas com casca de arroz) em duas proporções

de diluições da solução aquosa (1:1,5 e 1:5).

O pH influencia diretamente tanto na solubilidade, quanto na disponibilidade dos

nutrientes para as plantas. Por exemplo, em uma solução básica com pH acima de 8, como

nos substratos casca de pínus Lupa e em sua mistura com casca de arroz, o elemento ferro

(Fe3+) precipita como hidróxido de ferro (Fe(OH)3) insolúvel, resultando na indisponibilidade

do ferro para absorção pelas plantas (EPSTEIN & BLOOM, 2006).

Considerando o nível ótimo teórico para o valor do pH de substratos entre 5,2 e 6,3,

segundo ABAD et al. (1993), a casca de pínus foi o único a enquadrar-se nesse nível,

considerando-se ambas as diluições. A fibra de coco granulada aproximou-se dessa faixa e

sua mistura com casca de arroz tornou mais próximo o valor do pH da casca de arroz do

limite considerado ideal. Entretanto, esse fato não ocorreu para a mistura da casca de arroz

com a casca de pínus Lupa, verificando-se um valor de pH tão básico quanto esse insumo

puro.

Para análise do pH dos diferentes substratos, através de dois métodos de extração,

obteve-se um valor de coeficiente de variação bastante baixo (CV = 0,56%). Esse fato

concorda com ABREU et al. (2007), que afirmaram que a determinação do pH, dentre as

diversas análises químicas, está entre as que apresentam menor variabilidade. Os autores

também encontraram valores baixos de coeficiente de variação para a determinação de pH

através de diferentes diluições em amostras de substratos.

75

4.2.2 Condutividade elétrica

Da mesma forma que para a determinação do pH das soluções dos substratos, a

Instrução Normativa nº 14, de 21 de maio de 2007, do MAPA - Ministério da Agricultura,

Pecuária e Abastecimento recomenda que a condutividade elétrica (CE) seja determinada no

mesmo extrato que emprega a relação de 1:5 (substrato:água) em volume. Entretanto, alguns

laboratórios utilizam um método europeu adaptado de SONNEVELD et al. (1974), que

recomenda a diluição na razão de 1:1,5.

A comparação dessas duas diluições para a condutividade elétrica dos substratos

também mostrou que houve uma diferença significativa para os resultados (Figura 50), como

era de se esperar, sendo que, ao contrário do resultado para o pH, as soluções dos substratos

com menor diluição apresentaram maior valor de condutividade elétrica do que aquelas

realizadas na diluição 1:5.

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

Fibra cocogranulada

Casca pínusLupa

Casca pínusVida Verde

Casca arroz Fibra cocogranulada +casca arroz

Casca pínusLupa + casca

arroz

Substratos

CE

(mS

cm-1)

1:1,5

1:5

Figura 50 – Análise de condutividade elétrica da fibra de coco granulada, casca de pínus

Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz, mistura de fibra de coco granulada com

casca de arroz e mistura de casca de pínus Lupa com casca de arroz, com diluição 1:1,5 e 1:5. Obs.: Letras minúsculas com índices comparam substratos diferentes, e letras maiúsculas comparam diferentes

diluições para mesmos substratos. Valores seguidos de mesma letra ou mesmos índices não diferem entre si pelo

teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

4.2.3 Capacidade de troca de cátions

A capacidade de troca de cátions pode ser definida como a quantidade de cátions

existentes na superfície das partículas do substrato que pode ser trocada com a dos cátions da

a1A

a1A

a2A

b1B

b1B

b1B

a1A

a1A

a2A

b1B

b1B

b1B

76

solução nutritiva. Os resultados das análises mostram que houve diferenças significativas

entre as capacidades de troca de cátions para os diferentes tipos de substratos (Figura 50).

A casca de arroz foi o material que apresentou menor capacidade de troca de cátions,

oposto ao resultado da fibra de coco granulada e da casca de pínus, que apresentaram a maior

capacidade de troca de cátions e não diferiram entre si.

MARTÍNEZ (2002) observou que quando a capacidade de troca de cátions é bastante

baixa, quase nula, o manejo no cultivo de plantas deve adotar alta freqüência de aplicação de

fertilizantes. Entretanto, com valores de capacidade de troca de cátions mais elevados, o

intervalo entre as aplicações deve ser mais distante, possibilitando a retenção dos nutrientes

no substrato e a sua liberação gradativa às plantas (MARTÍNEZ, 2002).

Como afirmou FONTENO (1996), o resultado da mistura não é a soma de seus

componentes, fato observado nos substratos aqui avaliados. Verifica-se que o valor da

capacidade de troca de cátions das misturas da fibra de coco granulada e da casca de pínus

Lupa, ambas com a casca de arroz, foi intermediário aos valores dos substratos puros (Figura

51).

0

100

200

300

400

500

600

Fibra cocogranulada

Casca pínusLupa

Casca pínusVida Verde

Casca arroz Fibra cocogranulada +casca arroz

Casca pínusLupa + casca

arroz

Substratos

CTC

(mm

olc k

g-1)

Figura 51 – Capacidade de troca de cátions (CTC) dos substratos fibra de coco granulada,

casca de pínus Lupa, casca de pínus Vida Verde, casca de arroz, mistura de fibra de coco

granulada com casca de arroz e mistura de casca de pínus Lupa com casca de arroz. Obs.: Letras minúsculas com índices comparam substratos diferentes. Valores seguidos de mesmos índices não

diferem entre si pelo teste de Tukey, a 5% de probabilidade.

a1

a2

a3

a3

a4

a4

77

4.3 Avaliação dos substratos no cultivo do morango

Para os substratos em estudo e para os seus volumes por planta, não houve diferenças

estatísticas entre as freqüências de irrigações de 2, 3 e 4 vezes por dia, com relação à massa

seca da parte aérea (Figura 52). O que se observou foi a diferença significativa entre a massa

seca das plantas cultivadas na casca de arroz em comparação com aquelas desenvolvidas na

fibra de coco e na mistura dessa com a casca de arroz, diferença que refletirá na produção e no

rendimento dos frutos colhidos nesses 3 tipos de substratos.

Frequência irrigação 2x dia-1

0

5

10

15

20

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + cascaarrozSubstratos

Mas

sa s

eca

parte

aér

ea (g

) pl

anta

-1 1,0 L1,5 L2,0 L

A a A a A a

B a B a

A aA a A a

B a

Frequência irrigação 3x dia -1

0

5

10

15

20

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + cascaarrozSubstratos

Mas

sa s

eca

parte

aér

ea (g

) pl

anta

-1 1,0 L1,5 L2,0 L

A a A a A a

B a B a

A a A a A a

B a

Frequência irrigação 4x dia -1

0

5

10

15

20

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + cascaarrozSubstratos

Mas

sa s

eca

parte

aér

ea (g

) pl

anta

-1 1,0 L1,5 L2,0 L

A a A a

A a

B a B a

A a A a

A a

B a

Figura 52 – Massa seca da parte aérea do total das plantas, cultivadas em fibra de coco, casca

de arroz e mistura de fibra de coco e casca de arroz, volume de substrato por planta e

freqüência de irrigação. Obs.: Letras minúsculas comparam volumes diferentes para mesmos substratos, e letras maiúsculas comparam

diferentes substratos para mesmo volume. Valores seguidos de mesma letra não diferem entre si pelo teste de

Tukey, a 5% de probabilidade.

78

A produção total de frutos por planta, em números e em gramas, foi avaliada

comparando-se, para cada freqüência de irrigação, os tratamentos referentes aos tipos e aos

volumes de substrato utilizados, através da análise de variância e, quando significativa, pelo

teste de Tukey a 5% de significância.

Para a freqüência de irrigação de 2 vezes por dia (Figura 53), observa-se que não

houve diferença significativa entre a fibra de coco e a mistura para o número (média dos 3

volumes de vaso de 11 frutos planta-1) e a massa de frutos colhidos (média dos 3 volumes de

vaso de 175 g planta-1 e 192 g planta-1, respectivamente). A casca de arroz apresentou

resultados significativamente menores tanto para a quantidade de frutos, como para sua

massa.

Freqüência de irrigação: 2x dia-1

0

2

4

6

8

10

12

14

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + casca arrozSubstratos

Nº f

ruto

s pl

anta

-1

1,0 L 1,5 L 2,0 L

A a A a A a

B a

B a

A a A a A a

B b

Freqüência de irrigação: 2x dia-1

0

50

100

150

200

250

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + casca arroz

Substratos

Mas

sa fr

esca

frut

os (g

) pl

anta

-1

1,0 L 1,5 L 2,0 L

A a A a

A a

B a

B b

A a A a A a

B b

Figura 53 – Número total médio de frutos colhidos e para a massa fresca dos frutos, contados

e pesados em campo, para cada tipo de substrato e volume de substrato por planta, na

freqüência de irrigação de 2 vezes por dia. Obs.: Letras minúsculas comparam volumes diferentes para mesmos substratos, e letras maiúsculas comparam

diferentes substratos para mesmo volume. Valores seguidos de mesma letra não diferem entre si pelo teste de

Tukey, a 5% de probabilidade.

Irrigando 3 vezes por dia cada vaso, o número e a massa de frutos colhidos

apresentaram comportamento semelhante com relação ao tipo e ao volume de substrato

79

utilizado (Figura 54). Com a mistura dos substratos obteve-se em magnitude a maior

quantidade (12 frutos planta-1) e a maior massa de frutos colhidos (223 g planta-1) no volume

de 1,0 L por planta (Anexo II), mas não houve diferença significativa para os outros volumes

estudados para esse substrato.

Para a fibra de coco, houve diferença significativa da mistura com relação ao número e

à massa dos frutos (Figura 54). A casca de arroz apresentou resultados significativamente

menores tanto para a quantidade, quanto para a massa de frutos colhidos (média dos 3

volumes de vaso de 8 frutos planta-1 e 87 g planta-1, respectivamente) .

Freqüência de irrigação: 3x dia-1

0

2

4

6

8

10

12

14

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + casca arroz

Substratos

Nº f

ruto

s pl

anta

-1

1,0 L 1,5 L 2,0 L

B a

A a A a

B a B a

A aA a

A a

B a

Freqüência de irrigação: 3x dia-1

0

50

100

150

200

250

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + casca arrozSubstratos

Mas

sa fr

esca

frut

os (g

) pl

anta

-1

1,0 L 1,5 L 2,0 L

B a

A aB a

B a B a

A aA a

A a

B a

Figura 54 – Número total médio de frutos colhidos e para a massa fresca dos frutos, contados

e pesados em campo, para cada tipo de substrato e volume de substrato por planta, na

freqüência de irrigação de 3 vezes por dia. Obs.: Letras minúsculas comparam volumes diferentes para mesmos substratos, e letras maiúsculas comparam

diferentes substratos para mesmo volume. Valores seguidos de mesma letra não diferem entre si pelo teste de

Tukey, a 5% de probabilidade.

Na irrigação ainda mais freqüente, durante 4 vezes por dia (Figura 55), a mistura dos

substratos e a fibra de coco pura apresentaram melhores resultados com 2,0 L dos respectivos

substratos, com relação ao número (12 frutos planta-1) e à massa de frutos colhidos (220 g

80

planta-1 e 202 g planta-1, respectivamente), apesar de estatisticamente para a mistura não haver

diferenças significativas entre os outros volumes.

Para a casca de arroz, o comportamento é oposto: a irrigações mais freqüentes, devido

à sua baixa capacidade de reter água, a produção do número de frutos é melhor no menor

volume de substrato por planta (em 1,0 L, produziu 9 frutos planta-1), assemelhando-se

estatisticamente ao número colhido nos outros substratos nesse mesmo volume (Figura 55).

Apesar disso, a sua produtividade (em 1,0 L, produziu 121 g planta-1) ainda é

significativamente menor do que dos produzidos pelos outros substratos nesse mesmo

volume.

Freqüência de irrigação: 4x dia-1

0

2

4

6

8

10

12

14

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + casca arrozSubstratos

Nº f

ruto

s pl

anta

-1

1,0 L 1,5 L 2,0 L

A b A a

A a

A a

B b

A a A a A a

B b

Freqüência de irrigação: 4x dia-1

0

50

100

150

200

250

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + casca arroz

Substratos

Mas

sa fr

esca

frut

os (g

) pl

anta

-1

1,0 L 1,5 L 2,0 L

A b B b

A a

B a

B b

A a A a

A a

B ab

Figura 55 – Número total médio de frutos colhidos e para a massa fresca dos frutos, contados

e pesados em campo, para cada tipo de substrato e volume de substrato por planta, na

freqüência de irrigação de 4 vezes por dia. Obs.: Letras minúsculas comparam volumes diferentes para mesmos substratos, e letras maiúsculas comparam

diferentes substratos para mesmo volume. Valores seguidos de mesma letra não diferem entre si pelo teste de

Tukey, a 5% de probabilidade.

A diferença na massa média dos frutos, provenientes do cultivo na casca de arroz em

comparação com os outros substratos utilizados, é significativa (Figura 56). Em média,

81

obteve-se 11 g fruto-1, para a casca de arroz, em comparação com 16 g fruto-1 para a fibra de

coco e 18 g fruto-1 para a mistura.

Frequência irrigação 2x dia-1

02468

101214161820

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + casca arroz

Substratos

Mas

sa m

édia

frut

o (g

frut

o-1)

1,0 L 1,5 L 2,0 L

A a A aA a

B a B a

A aA a A a

B a

Frequência irrigação 3x dia-1

02468

101214161820

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + casca arroz

Substratos

Mas

sa m

édia

frut

o (g

frut

o-1)

1,0 L 1,5 L 2,0 L

AB a B aB a

B a C a

A a A a A a

C a

Frequência irrigação 4x dia-1

0,02,04,06,08,0

10,012,014,016,018,020,0

Fibra coco Casca arroz Mistura fibra coco + casca arroz

Substratos

Mas

sa m

édia

frut

o (g

frut

o-1)

1,0 L 1,5 L 2,0 L

AB a A a

A a

B a

B a

A a A a A a

B a

Figura 56 – Massa média dos frutos colhidos, para cada tipo de substrato e volume de

substrato por planta, nas freqüências de irrigação avaliadas. Obs.: Letras minúsculas comparam volumes diferentes para mesmos substratos, e letras maiúsculas comparam

diferentes substratos para mesmo volume. Valores seguidos de mesma letra não diferem entre si pelo teste de

Tukey, a 5% de probabilidade.

Essa diferença mostra a eficácia, mas a ineficiência desse substrato em sua forma

única para o produtor para o cultivo do morangueiro, pois, apesar de ter possibilitado a sua

produção, seus frutos apresentaram-se aquém da massa média dos frutos colhidos nos demais

substratos analisados (Figura 57). Entretanto, na forma de misturas com outros substratos, a

casca de arroz torna-se adequada ao cultivo, possibilitando resultados estatisticamente

82

semelhantes quando comparados a substratos já estabelecidos no mercado, como a fibra de

coco granulada.

Figura 57 – Diferença nos tamanhos dos frutos cultivados na mistura de substratos (a) e na

casca de arroz pura (b) (Foto: Thais Queiroz Zorzeto).

Em números (Tabela 9), a produtividade obtida pelos substratos fibra de coco

granulada e a sua mistura com casca de arroz, bem como a massa de frutos, considerando a

média das 3 freqüências estudadas, durante 1,5 mês de colheita, mostram-se representativas

quando comparadas com o experimento de PASSOS et al. (1999), FERNANDES

JUNIOR et al. (2002) e PIRES et al. (2007).

Tabela 9 – Produtividade e a massa de frutos colhidos, para cada tipo de substrato e volume

de substrato por planta, referentes a 1,5 mês de colheita.

Produtividade Massa fruto Substratos e volumes g planta-1 g fruto-1 Fibra coco granulada 1,0 L 153,0 15,6 Fibra coco granulada 1,5 L 155,0 15,3 Fibra coco granulada 2,0 L 182,5 16,5 Casca arroz 1,0 L 104,3 12,5 Casca arroz 1,5 L 75,8 10,9 Casca arroz 2,0 L 70,3 10,5 Mistura fibra coco granulada + casca arroz 1,0 L 201,0 17,9 Mistura fibra coco granulada + casca arroz 1,5 L 195,0 17,5 Mistura fibra coco granulada + casca arroz 2,0 L 206,1 17,8

PASSOS et al. (1999), em experimento instalado em solo, em Atibaia (SP), com

transplante em maio e colheita de julho ao início de dezembro, obtiveram para a cultivar Oso

Grande produtividade de 605,6 g planta-1, em 5,5 meses de colheita, e peso médio de fruto de

14,2 g.

a b

83

FERNANDES JUNIOR et al. (2002), na região de Jundiaí (SP), avaliando a produção

de frutos da cultivar Campinas IAC–2712, obtiveram 106,1, 160,2 e 230,5 g planta-1,

respectivamente, em função de três sistemas de condução em ambiente protegido (em colunas

verticais com casca de arroz carbonizada, hidropônico-NFT e solo), dados referentes a 2

meses de colheita (setembro e outubro). Para o peso médio dos frutos, os autores obtiveram,

respectivamente, 10,0, 10,4 e 12,1 g fruto-1, valores que se aproximaram dos obtidos pelo

cultivo em vaso em casca de arroz “in natura” (Tabela 9).

PIRES et al. (2007), em Atibaia (SP), obtiveram produtividade de 654,5 g planta-1,

com duração de colheita de 7 meses, e peso médio de frutos de 8,3 g fruto-1 para a cultivar

Campinas IAC-2712, em experimento realizado de abril a dezembro, em solo, sob casa de

vegetação, o que firma a potencialidade do cultivo do morangueiro em fibra de coco

granulada e na sua mistura com a casca de arroz (Tabela 9), nas condições do experimento.

84

5 CONCLUSÕES

Na caracterização física de substratos, recomenda-se a determinação da umidade da

amostra com secagem à temperatura a 65ºC ± 5ºC, como descreve a Instrução Normativa

nº 17, de 21 de maio de 2007, do MAPA - Ministério da Agricultura, Pecuária e

Abastecimento.

Para a análise da densidade volumétrica dos substratos, o método segundo a Instrução

Normativa nº 31, de 21 de maio de 2007, do MAPA - Ministério da Agricultura, Pecuária e

Abastecimento, utilizando para registro a densidade seca dos substratos, é mais adequado do

que o proposto pela Norma Européia EN 13040 do Comitê Europeu de Normatização.

Para a análise da retenção de água de substratos, sugere-se que sejam determinados

mais pontos de tensão, para que se possa avaliar com mais clareza a água disponível às

plantas no substrato, e a pré-saturação e tensão das amostras de substrato, como recomenda

Norma Européia EN 13041, de 1999, do Comitê Europeu de Normatização, ao contrário de

apenas um ponto, que indica somente o seu espaço de aeração, segundo a Instrução

Normativa nº 17, de 21 de maio de 2007, do MAPA - Ministério da Agricultura, Pecuária e

Abastecimento.

A fibra de coco granulada possui alta porosidade, baixa densidade volumétrica e alta

capacidade de retenção de água tanto a baixas, quanto a altas tensões, mostrando-se bastante

adequada para o cultivo de plantas em recipientes.

Os substratos à base de pínus, Lupa e Vida Verde, também revelam alta capacidade de

retenção de água. Entretanto, o manejo desse substrato deve ser realizado com cautela, pois a

sua baixa porosidade, aliada à alta capacidade de retenção de água, pode trazer problemas

quanto à aeração do ambiente radicular das plantas, movimentação de água e de drenagem em

um recipiente. A adição de 50% em volume de casca de arroz não foi suficiente para

aumentar estatisticamente a porosidade desse substrato.

A casca de arroz é inadequada para o cultivo de plantas de forma única, pois sua alta

porosidade e granulometria composta por partículas grandes favorecem a aeração do ambiente

radicular, mas prejudicam a retenção de água do material. Na forma de mistura com a fibra

de coco granulada, a casca de arroz torna-se adequada ao cultivo de plantas em vaso, inclusive

reduzindo o custo de uso desses substratos.

Na caracterização química de substratos, diferentes diluições de soluções aquosas de

substratos para plantas interferem nos resultados: quanto maior a diluição, maior o valor de

pH e menor o de condutividade elétrica.

85

Na avaliação do rendimento do morangueiro cultivado em vaso e em substrato, o

melhor resultado obtido, em magnitude, ocorreu para a mistura de fibra de coco granulada

com casca de arroz, na irrigação com freqüência de 3 vezes por dia, em 1,0 L do substrato por

vaso.

Para a fibra de coco granulada e para sua mistura com a casca de arroz, na irrigação

mais freqüente, os melhores resultados ocorreram com 2,0 L dos substratos por planta, devido

à alta capacidade de retenção de água e à limitação do espaço para drenagem eficiente nos

vasos.

Para a casca de arroz, com irrigações mais freqüentes, devido à sua baixa capacidade

de reter água, a produção do número de frutos é melhor no menor volume de substrato por

planta, apesar de a sua produtividade ser ainda significativamente menor do que a dos outros

substratos nesse mesmo volume.

Portanto, a casca de arroz é eficaz, porém ineficiente para o cultivo do morangueiro

em vaso. Entretanto, na forma de misturas, esse substrato torna-se adequado ao cultivo,

possibilitando resultados estatisticamente semelhantes quando comparados àqueles já

estabelecidos no mercado, como a fibra de coco granulada.

86

6 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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ANEXO

95

Anexo I – Parecer técnico do fungo que acometeu o final experimento, informado pelo Centro

de Pesquisa e Desenvolvimento de Fitossanidade do Instituto Agronômico.

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Anexo II – Número, produtividade e massa de frutos do morangueiro, para diferentes tipos e

volumes de substratos, cultivados em vasos em 3 freqüências de irrigação.

Freqüência de

irrigação Substratos e volumes nº frutos Produtividade Massa média fruto

frutos planta-1 g planta-1 g fruto-1

2x dia-1 Fibra coco granulada 1,0 L 12 181 15,6

Fibra coco granulada 1,5 L 10 153 15,5

Fibra coco granulada 2,0 L 11 192 17,8

Casca arroz 1,0 L 9 100 11,7

Casca arroz 1,5 L 6 56 8,9

Casca arroz 2,0 L 5 50 9,7

Fibra coco granulada + casca arroz 1,0 L 11 204 18,2

Fibra coco granulada + casca arroz 1,5 L 12 193 16,2

Fibra coco granulada + casca arroz 2,0 L 11 178 16,3

3x dia-1 Fibra coco granulada 1,0 L 9 130 14,8

Fibra coco granulada 1,5 L 11 168 15,4

Fibra coco granulada 2,0 L 10 153 14,7

Casca arroz 1,0 L 7 92 12,3

Casca arroz 1,5 L 8 97 12,1

Casca arroz 2,0 L 8 73 9,5

Fibra coco granulada + casca arroz 1,0 L 12 223 18,1

Fibra coco granulada + casca arroz 1,5 L 11 200 18,6

Fibra coco granulada + casca arroz 2,0 L 12 221 18,6

4x dia-1 Fibra coco granulada 1,0 L 9 149 16,4

Fibra coco granulada 1,5 L 10 144 14,9

Fibra coco granulada 2,0 L 12 202 17,0

Casca arroz 1,0 L 9 121 13,4

Casca arroz 1,5 L 6 74 11,6

Casca arroz 2,0 L 7 87 12,3

Fibra coco granulada + casca arroz 1,0 L 10 176 17,3

Fibra coco granulada + casca arroz 1,5 L 11 192 17,8

Fibra coco granulada + casca arroz 2,0 L 12 220 18,4