Lineare und Cyclische Oligopeptide aus 3α-Aminocholansäure ... · Lineare und Cyclische...

Lineare und Cyclische Oligopeptide aus

3αααα-Aminocholansäure-Bausteinen - Synthesen, Konformationen und Komplexierungsverhalten -

von

Rüdiger Ladberg

aus Dortmund

Lineare und Cyclische Oligopeptide aus

3αααα-Aminocholansäure-Bausteinen - Synthesen, Konformationen und Komplexierungsverhalten -

Der Fakultät für Chemie

der Ruhr-Universität Bochum

zur Erlangung des Doktorgrades

Dr. rer. nat.

vorgelegt von

Rüdiger Ladberg

aus

Dortmund

Als Dissertation genehmigt von der Fakultät für Chemie der Ruhr-Universität Bochum.

Tag der Disputation: 14. Dezember 2001 Vorsitzender des Prüfungsausschusses: Prof. Dr. C. Wöll Referent: Prof. Dr. M. Feigel Koreferent: Prof. Dr. D. Hasselmann* Drittprüfer: Prof. Dr. B. Hovemann * in der mündlichen Prüfung vertreten durch Prof. Dr. W. Sander

Die vorliegende Arbeit entstand in der Zeit von August 1996 bis Juli 2001 (mit einer zehnmonatigen Unterbrechung von Dezember 1996 bis September 1997) im AK Naturstoffchemie an der Fakultät für Chemie der Ruhr-Universität Bochum. Mein besonderer Dank gilt an dieser Stelle: Herrn Prof. Dr. M. Feigel für die uneingeschränkte wissenschaftliche Betreuung, seine stetige Bereitschaft zu fachlichen Diskussionen und sein großes Interesse am Fortgang dieser Arbeit, das deren Entstehen entscheidend gefördert hat. Außerdem danke ich ihm für die Ermöglichung der Aufnahme von verschiedenen Tätigkeiten außerhalb dieser Arbeit und die Ermutigung hierzu. Diese Aktivitäten haben meine persönliche Weiterentwicklung positiv beeinflußt. Der Deutschen Forschungsgemeinschaft für die finanzielle Unterstützung. Meinen Kollegen und Kolleginnen im Arbeitskreis: Carsten Berghaus, Dr. Bernhard Engels Sabine Felsch, Kerstin Floeder, Dr. Christian Gailer, André Iffland, Andreas Kyas, Heinz Mehlmann, Andrey und Daniel Olschewski, Magnus Ott, Dr. Andreas Rybka, Dr. Claus Weigand und Dr. Maria Wortmann sowie unserem technischen Angestelten Dipl.-Ing. (FH) Kurt Hobert für anregende Diskussionen, stetige Hilfsbereitschaft und das angenehme und freundschaftliche Arbeitsklima. Herrn Prof. Dr. W.S. Sheldrick und seinen Mitarbeitern, insbesondere Frau M. Winter, für die Anfertigung von Röntgenstrukturanalysen. Herrn Dr. W. Dietrich, Herrn M. Gartmann und Herrn Dr. G. Barchan für die Bereitstellung von Meßzeit an den NMR-Geräten und die fachliche Beratung bei auftretenden NMR-Problemen. Herrn Dr. D. Müller und seinen Mitarbeitern für die Aufnahme der Massenspektren. Allen hier nicht namentlich genannten Angestellten der Ruhr-Universität, die durch ihre Unterstützung zum Entstehen dieser Arbeit beigetragen haben. Dr. Sabine Bögge, Christine Dümler, Christine Gack, Bernd Graz, Uta Häsel, Markus und Kerstin Münzner, Stefan Parsch, Helge Seehaus, Nicolé Zeggel und allen anderen Freunden für fächerübergreifende Diskussionen sowie für aufbauende Worte während augetretener „Durststrecken“. Der größte Dank jedoch geht an meine Familie, die durch ihre vorbehaltlose Unterstützung mein Promotionsvorhaben erst möglich werden ließ.

Inhaltsverzeichnis I

Inhaltsverzeichnis

1. Einleitung 1

1.1. Vorbemerkungen 1

1.2. Zielsetzung 8

2. Synthetischer Teil 12

2.1. Synthese der 3α-Aminocholansäuren 5 12

2.1.1. Auswahl der Synthesestrategie 12

2.1.2. Syntheseweg für die 3α-Aminocholansäuren 5 14

2.2. Synthese linearer Oligoamide mit Aminocholansäuren 18

2.2.1. Lineare Oligomere aus Typ-1-Bausteinen 21

2.2.1.1. Lineare Oligomere von 3α-Aminolithocholsäure 5a 22

2.2.1.2. Lineare Oligomere von 3α-Aminodesoxycholsäure 5b 22

2.2.1.3. Lineare Oligomere von 3α-Aminocholsäure 5c 23

2.2.2. Lineare Oligomere aus Typ-2-Bausteinen 24

2.2.2.1. Synthese der Typ-2-Bausteine 24

2.2.2.2. Synthese der linearen Typ-2-Oligomere 26

2.2.2.2.1. Oligomere aus Val-LCS-Bausteinen 26

2.2.2.2.2. Oligomere aus Lys[Z]-LCS-Bausteinen 26

2.2.2.2.3. Oligomere aus Val-DCS-Bausteinen 27

2.2.2.2.4. Oligomere aus Val-CHS-Bausteinen 28

2.2.3. Tabellarische Übersicht über alle synthetisierten linearen Oligoamide 29

2.3. Cyclische Oligoamide mit 3α-Aminocholansäuren 5 30

2.3.1. Unsystematische Oligocyclisierung von Typ-1-Monomeren 31

2.3.1.1. Oligocyclisierung von 3α-Aminolithocholsäure 5a 32

2.3.1.2. Oligocyclisierung von 3α-Aminodesoxycholsäure 5b 33

2.3.1.3. Oligocyclisierung von 3α-Aminocholsäure 5c 34

2.3.2. Cyclisierung linearer Oligoamide 35

2.3.2.1. Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a 35

2.3.2.2. Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe 17a 36

Inhaltsverzeichnis II

2.3.2.3. Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-OMe 19a 37

2.3.2.4. Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a 37

2.3.2.5. Cyclisierung von Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a 38

2.3.2.6. Cyclisierung von Boc-Lys[Z]-LCS- Lys[Z]-LCS- Lys[Z]-LCS-OMe 28a 39

2.3.2.7. Cyclisierung von Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a 40

2.3.2.8. Cyclisierung von Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a 41

2.3.3. Übersicht über die synthetisierten Cyclooligoamide 43

3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten 44

3.1. Allgemeine Methoden 44

3.1.1. Experimentelle Methoden zur Strukturaufklärung 44

3.1.2. Theoretische Konformationsanalyse 45

3.2. Untersuchung der synthetisierten Verbindungen 47

3.2.1. Lineare Oligomere 47

3.2.1.1. Lineare Oligomere vom Typ 1 49

3.2.1.2. Lineare Oligomere vom Typ 2 54

3.2.2. Cyclische Oligomere 64

3.2.2.1. Macrolactame aus Typ-1-Bausteinen 64

3.2.2.2. Macrolactame aus Typ-2-Bausteinen 75

4. Zusammenfassung und Ausblick 94

4.1. Zusammenfassung 94

4.2. Ausblick 103

5. Experimenteller Teil 105

5.1. Allgemeines 105

5.1.1. Bemerkungen 105

5.1.2. Abkürzungen 107

5.2. Präparative Vorschriften 108

5.2.1. Darstellung der 3α-Aminocholansäuren 5a-c 108

5.2.1.1. 3-Oxo-Cholansäuren 6a-c 108

5.2.1.2. Cholansäure-3-Oxime 10a-c 113

Inhaltsverzeichnis III

5.2.1.3. 3α-Aminocholansäuren 5a-c 114

5.2.2. Peptidsynthesen mit Aminocholansäure-Bausteinen 116

5.2.2.1. Allgemeine Arbeitsvorschriften (AAV) 116

5.2.2.2. Darstellung der Boc-geschützten 3α-Aminocholansäuren 11a-c 119

5.2.2.3. Darstellung der 3α-Aminocholansäuremethylester-Hydrochloride 12a-c 120

5.2.2.4. Lineare Oligoamide aus Aminocholansäure-Bausteinen 121

5.2.2.4.1. Oligopeptide mit 3α-Aminolithocholsäure 122

5.2.2.4.2. Oligopeptide mit 3α-Aminodesoxycholsäure 125

5.2.2.4.3. Oligopeptide mit 3α-Aminocholsäure 128

5.2.2.4.4. Oligopeptide mit N-Valinyl-3α-Aminolithocholsäure 130

5.2.2.4.5.

Oligopeptide mit N-[ε-Benzyloxycarbonylamino-Lysinyl]- 3α-Aminolithocholsäure 133

5.2.2.4.6. Oligopeptide mit N-Valinyl-3α-Aminodesoxycholsäure 137

5.2.2.4.7. Oligopeptide mit N-Valinyl-3α-Aminocholsäure 140

5.2.2.5. Cyclische Oligoamide aus Aminocholansäure-Bausteinen 144

5.2.2.5.1. Unsystematische Oligocyclisierung monomerer 3α-Aminocholansäuren 144

5.2.2.5.2. Systematische Cyclisierung linearer Oligoamide 147

5.2.2.5.2.1. Cyclisierung reiner 3α-Aminocholansäure-Oligoamide (Typ 1) 147

5.2.2.5.2.2.

Cyclisierung gemischter L-Aminosäure-/3α-Aminocholansäure-Oligoamide (Typ 2) 151

6. Literaturverzeichnis 156

Anhang A (Röntgenstrukturdaten zu 6b) 160

Anhang B (Röntgenstrukturdaten zu 21a) 166

Anhang C (Röntgenstrukturdaten zu 34a) 173

Anhang D (Ergänzende Überlegungen zur Struktur und Topologie von 38b) 180

Lebenslauf 184

1. Einleitung 1

1. Einleitung

1.1. Vorbemerkungen

In der Supramolekularen Chemie liegen neben der Synthese neuer, komplexer Verbindungen

insbesondere Phänomene wie Selbstorganisation und molekulare Erkennung im Focus des

Interesses, deren Auftreten auf schwachen intra- bzw. intermolekularen Wechselwirkungen

beruht1. Für die Gestalt und Funktion von Proteinen sind diese Erscheinungen von zentraler

Bedeutung. Wie auch andere Makromoleküle können Proteine ihre eigene Faltung steuern,

sich also selbst organisieren, und in Abhängigkeit von der Aminosäure-Sequenz bestimmte

lokale Sekundärstrukturen, etwa Helices oder Faltblätter, ausbilden, welche sich dann

wiederum zur Tertiärstruktur, der dreidimensionalen Konformation des gesamten Polypeptids,

zusammenlagern. Besonders die konformativen Gegebenheiten in den aktiven Zentren von

Enzymen, in welchen eine bestimmte Verbindung selektiv gebunden (also „erkannt“),

chemisch umgewandelt und anschließend wieder freigesetzt wird, werden derzeit intensiv

erforscht2. So können Anhaltspunkte für die Synthese nichtnatürlicher Makomoleküle

erhalten werden, welche die Konformation und Funktionalität solcher Zentren in kleinem

Maßstab, d.h. ohne das große Proteingerüst, in das die aktiven Zentren eingebettet sind,

nachbilden.

Solche künstlich hergestellten Makromoleküle, welche ähnlich einem Rezeptorprotein

selektiv eine bestimmte Verbindung zu komplexieren vermögen oder sogar – vergleichbar

einem Enzym – diese in eine andere Verbindung umwandeln können, stellen eine besondere

Herausforderung für die moderne Organische und Metallorganische Chemie dar. Zahlreiche

aktuelle Veröffentlichungen auf dem Gebiet der sogenannten Wirt-Gast-Chemie3 sind Beleg

für den besonderen Reiz, den dieses Forschungsgebiet auf den Chemiker ausübt.

Das Forschungsgebiet der Wirt-Gast-Chemie geht zurück auf die Synthese des ersten

Kronenethers durch C.J. Pedersen4 im Jahr 1967 – die erste ungeladene synthetische

Verbindung, welche in der Lage war, Alkalimetallionen zu komplexieren. Nachdem

J.M. Lehn et al. in der Folgezeit durch die Synthese sowie die Erforschung der

Bindungseigenschaften von Cryptanden5 auf das Potential des neuen Forschungsgebietes

aufmerksam gemacht hatten, war es schließlich D.J. Cram, der 1977 erstmals eine

1. Einleitung 2

systematische Definition zur Wirt-Gast-Chemie und zur Komplexbildung lieferte, welche

noch heute breite Anerkennung findet6:

Demnach bestehen Komplexe aus zwei oder mehr Molekülen, die in „einzigartigen

strukturellen Beziehungen durch andere elektrostatische Kräfte als die rein kovalenten

Bindungen zusammengehalten werden“. Als solche Kräfte gab er für Molekülkomplexe z.B.

Wasserstoffbrückenbindungen, Ionenbindungen, π-Säure-π-Base-Wechselwirkungen, Metall-

Liganden-Bindungen, van-der-Waals-Wechselwirkungen oder partielle kovalente Bindungen

(Übergangszustände) an. Zur Wirt-Gast-Beziehung definiert Cram: „Ein hochstrukturierter

Molekülkomplex besteht aus mindestens einem Wirt und einem Gast“, wobei „eine hohe

strukturelle Organisation [...] gewöhnlich nur durch das Vorhandensein mehrerer

Bindungsstellen erreicht“ wird. Zu einer Wirt-Gast-Beziehung gehört nach Cram eine

„komplementäre stereoelektronische Anordnung der Bindungsstellen von Wirt und Gast“.

Dabei ist eine Wirtverbindung „ein organisches Molekül oder Ion [...], dessen Bindungsstellen

im Komplex konvergieren“, eine Gastverbindung ist entsprechend „ein beliebiges Molekül

oder Ion, dessen Bindungsstellen im Komplex divergieren“. Diese Verhältnisse werden in

Abbildung 1.1. veranschaulicht.

Abbildung 1.1. Wirt-Gast-Komplexbildung

Das besondere Interesse an der Wirt-Gast-Chemie beruht auf den vielfältigen potentiellen

Anwendungsmöglichkeiten dieses Gebiets, beispielsweise in der Biomimetischen Chemie

(künstliche Rezeptoren, Enzyme oder Signalmoleküle, die biologischen Systemen

nachempfunden sind), der Analytik (etwa der Stofftrennung durch den Einsatz immobilisierter

Wirtverbindungen, welche selektiv eine Komponente eines Substanzgemisches

komplexieren), der Pharmazie (Verkapseln bzw. Maskieren von Wirkstoffen durch geeignete

1. Einleitung 3

Wirtverbindungen, welche als Carrier das Medikament an den beabsichtigten Wirkort bringen

und dort freisetzen) oder der Katalyse (das Gastmolekül wird nicht nur selektiv komplexiert,

sondern auch chemisch umgewandelt).

Inzwischen wurden zahlreiche verschiedene cyclische und acyclische supramolekulare

Systeme synthetisiert und hinsichtlich ihrer Selbstorganisation und ihrer Komplexierungs-

eigenschaften untersucht. Vorteile für die Konstruktion synthetischer molekularer

Wirtverbindungen bieten dabei z.B. Steroide als Bausteine. Einige biochemisch wichtige

Gruppen von Steroiden sind in der folgenden Liste aufgeführt:

- die Sterole (auch Sterine, bekanntestes Beispiel ist das Cholesterin),

- die Steroid-Hormone (Sexualhormone wie beispielsweise Androsteron, sowie Hormone

der Nebennierenrinde, auch Corticoide genannt – ein bedeutendes Beispiel ist hier das

Cortisol, welches unter dem Namen Hydrocortison als Medikament Verwendung findet),

- die herzaktiven Steroide (Cardenolide wie das Digitoxigenin, welches als sein bekannteres

Glykosid Digitoxin im roten Fingerhut vorkommt und als solches als Herzmedikament

Verwendung findet, sowie Bufadienolide, die wie beispielsweise das Bufotalin als

Giftstoffe in Krötensekreten vorkommen [lat. bufo = Kröte]),

Cholesterin(Cholesterol)

HO

Andosteron

O

OH

Cortisol

OH

O

OH

O

OH

1. Einleitung 4

- die Steroid-Vitamine (Vitamine der D-Reihe bzw. deren Provitamine, wie beispielsweise

das Ergosterin (Provitamin D2)),

- die Cholansäuren (auch Gallensäuren; sie kommen, gebunden an Aminosäuren wie Taurin

oder Glycin, in der Galle vor und ermöglichen durch Emulgation von Fetten deren

Verdauung; bekanntester Vertreter ist die Cholsäure).

Die aufgeführten Beispiele zeigen, dass das tetracyclische Gerüst der Steroide

unterschiedliche Konfigurationen aufweisen kann. So können in den vollständig abgesättigten

Ringsystemen die Ringe A und B sowie die Ringe C und D jeweils cis- oder trans-verknüpft

sein, während die Ringe B und C stets trans-Verknüpfung aufweisen (siehe Abb. 1.2.).

Digitoxigenin

O

O

OH

HO

Bufotalin

OH

HO

O

O

O

O

Ergosterin

HO

Cholsäure

OH

O

OH

OH

OH

1. Einleitung 5

Abbildung 1.2. Systematische Numerierung des Steroid-Gerüstes am Beispiel des Cholestans

mit Angabe der Konfiguration aller vier möglichen Ringverknüpfungskombinationen (Die

beiden rechts abgebildeten Formen kommen in natürlichen Sterinen, deren Stammverbindung

das Cholestan ist, nicht vor - eine C/D-cis-Verknüpfung findet sich lediglich bei den

herzaktiven Steroiden). Substituenten am Steroidgerüst, die auf der gleichen Seite des

Ringsystems wie die beiden Methylgruppen an C-18 und C-19 liegen, werden als β-ständig,

Substituenten auf der gegenüberliegenden Seite als α-ständig bezeichnet. Entsprechend wird

bei der Nomenklatur der Ringverknüpfungsstellen an C-5 und C-14 verfahren.

Aus der unterschiedlichen Verknüpfung ergeben sich bestimmte starre Formen des Steroid-

Gerüstes. Besonders geeignet als Baustein für die Konstruktion supramolekularer

Wirtverbindungen ist dabei das A/B-cis und C/D-trans verknüpfte Gerüst der Gallensäuren 1.7

Diese besitzen eine gekrümmte Oberfläche, welche auf der äußeren, konvexen Seite unpolar

ist, auf der inneren, konkaven Seite jedoch bis zu drei räumlich fixierte polare

Hydroxylgruppen aufweist (vgl. Abb. 1.3.). Letztere können nach Bedarf auch jeweils in

andere funktionelle Gruppen umgewandelt werden bzw. als Ankergruppen für komplexere

Substituenten dienen.

C/D-cisA/B-trans

C/D-cisA/B-cis

C/D-transA/B-trans

C/D-transA/B-cis

R

R

R

β

α

12

34

56

7

89

10

1112

13

14 1516

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

27

CH3

CH3

H3C

CH3

H

H

H3C

A B

C D

R

α

β

1. Einleitung 6

Abbildung 1.3. Das starre Gerüst und die zwei unterschiedlichen Seiten der optisch aktiven

Cholansäuren machen sie zu hervorragenden Bausteinen für Wirtverbindungen

Zudem bietet sich mit der Carbonsäure-Funktion an C-24 eine Möglichkeit zur Anknüpfung

weiterer Gallensäure-Einheiten. Ein weiterer Vorteil ist die leichte Verfügbarkeit der drei

häufigsten Gallensäuren: Lithocholsäure (1a), Desoxycholsäure (1b) und Cholsäure (1c) sind

relativ günstig im Handel erhältlich. Da die systematischen Namen der genannten

Cholansäuren 1a-c relativ unübersichtlich sind (der systematische Name der Cholsäure 1c ist

beispielsweise 3α, 7α ,12α-Trihydroxy-5β-cholan-24-säure) wird auf deren Nennung im

Folgenden verzichtet und auf die kürzeren und in der Naturstoffchemie gebräuchlicheren

Trivialnamen Lithocholsäure, Desoxycholsäure und Cholsäure zurückgegriffen.

Es sind bereits verschiedene cyclische und acyclische Verbindungen bekannt, die sich der

besonderen Eigenschaften des Cholansäuregerüstes bedienen und zum Teil auch als

Wirtverbindungen für Ionen oder ungeladene, polare Moleküle fungieren. Dabei wird das

Cholansäuremolekül teilweise direkt verwendet, häufiger aber mit Modifikationen am Gerüst,

insbesondere an den Positionen C3, C7 und C12 sowie an der Seitenkette an C17. Besonders

Verbindungen auf Esterbasis, bei denen die Hydroxylgruppe an C3 mit der Seitenketten-

Säuregruppe des nächsten Bausteins verknüpft wurde, und Verbindungen auf Amid-Basis, bei

deren Cholansäure-Bausteinen die C3-Hydroxylgruppe direkt oder über eine Brücke zu einer

Aminogruppe umfunktionalisiert wurde, wurden hier bislang synthetisiert und untersucht.

Unter den Cholansäurehaltigen Macrocyclen auf Esterbasis verdienen besonders die

Macrolactone aus in der Regel zwei, drei, oder vier meist an C7 bzw. C12 weiter

funktionalisierten Cholansäuren besondere Beachtung. Die meisten dieser Verbindungen

1. Einleitung 7

wurden aus den monomeren Bausteinen dargestellt durch die sogenannte Yamaguchi-

Macrolactonisierung8, einer kinetisch kontrollierten, unter den Reaktionsbedingungen nicht

reversiblen Oligocyclisierungsreaktion, welche in unterschiedlichen Anteilen ein Gemisch aus

Cholansäure-Macrocyclen vom Dimer bis (nachgewiesen) zum Hexamer liefert. Diese

Macrolactone sind beispielsweise in der Lage, Kationen9 oder auch Ferrocen10 zu

komplexieren, bzw. als tetramere Schüssel, die auf der einen Seite durch einen Porphyrinring

verschlossen ist, sogar Morphin enantioselektiv zu erkennen11. Ein anderer synthetischer

Ansatz zur Konstruktion solcher Cholansäure-Macrolactone wird von J.K.M. Sanders et al.12

beschrieben: Er hat einen Weg zur thermodynamisch kontrollierten Macrolactonisierung

entwickelt, der auf einer Umesterungs-Reaktion beruht. Da die Cyclisisierungsreaktion bis zu

einem Quenching-Schritt reversibel ist, kann durch den Einsatz von Templaten während der

Reaktion die bevorzugte Bildung bestimmter Macrolactone induziert werden (beschrieben

wurde eine Verschiebung des Produktverhältnisses zugunsten der höheren Cyclen bei

Verwendung von Natrium-Ionen als Templat). Bei der Verwendung verschiedener

monomerer Cholansäure-Bausteine, welche gemischte Macrolactone liefern13, sieht Sanders

darin die Grundlage für den Aufbau dynamischer kombinatorischer Bibliotheken, durch die

selektiv und gezielt geeignete Wirtverbindungen für bestimmte Moleküle erhalten werden

können.

Cyclen auf Amid-Basis aus modifizierten Cholansäuren sind ebenfalls beschrieben und sind

beispielsweise in der Lage, Anionen14 oder Kohlenhydrate15 zu komplexieren. Ein Beispiel

für eine Kohlenhydrat-komplexierende Wirtverbindung stellt das Cholaphan 2 dar.

OR O NH

OH

ORH

N O

OH

2 R = H oder R = OBn

1. Einleitung 8

Auch gemischte Macrocyclen wie 3 und 4 aus natürlichen Aminosäuren und jeweils zwei

Aminocholansäuren sind bekannt16. Hier dienen die Aminocholansäuren zur Fixierung

bestimmter Konformationen der Aminosäure-Komponenten im Cyclus. So wurden zum

Beispiel γ-Loops, β-Loops und helicale Konformationen in den dipeptidischen Aminosäure-

Ketten der Verbindung 4 postuliert. Bei diesen Systemen scheint jedoch der Raum im Inneren

der Cyclen aufgrund der zu geringen Größe nicht für Komplexierungen geeignet zu sein, wie

Komplexierungsversuche und Modellingstudien zeigen17.

In acyclischen Systemen dienen Gallensäure-Derivate unter anderem als Gerüst, um

biochemische Funktionen räumlich anzuordnen und zu permutieren18, oder um enantio- und

regioselektive Reaktionen (kovalent) gebundener Substrate zu induzieren19 oder zu

katalysieren20. Außerdem dienen an fester Phase fixierte aminofunktionalisierte Cholansäuren

als Linker bzw. Spacer für die kombinatorische Synthese von Peptidsträngen21 mit dem Ziel,

ein geeignetes Mimetikum für die katalytische Triade von Serinproteasen zu erhalten.

1.2. Zielsetzung

Aufgrund ihrer besonderen Form stellen Cholansäuren exzellente Bausteine für

supramolekulare Verbindungen, insbesondere für Wirtverbindungen, dar. Ein entscheidender

Nachteil bei der direkten Verwendung ist die relative Empfindlichkeit der aus ihnen

R2

NO

N

O

R1OR2

HN

O H

R1H

N

H

H

H

NO

N

R1OR2

H

H

H

H

O

N

R2O

N

O H

R1H

N

H

H N

O

3 4

a) R1 = R2 = Hb) R1 = H; R2 = OAcc) R1 = R2 = OAc

1. Einleitung 9

gebildeten Ester-Oligomere gegen Säuren und Basen, was sie für eine Verwendung als

Gerüstbausteine in katalytisch aktiven Systemen oder auch in Carrier-Systemen für

Medikamente als eher ungeeignet erscheinen läßt. Daher erschien es interessant, den in der

Arbeitsgruppe bereits aufgegriffenen Ansatz weiterzuverfolgen und an C3 α-amino-

funktionalisierte Cholansäuren 5 als Bausteine zu verwenden, deren Oligomere durch die

amidische Verknüpfung zwei entscheidende Vorteile gegenüber Estern aufweisen sollten:

zum einen sind diese Bindungen gegen Säuren und Basen weitgehend unempfindlich, zum

anderen bringt der partielle Doppelbindungscharakter der Amidbindungen zusätzliche

Rigidität gegenüber der frei rotierbaren Esterbindung. Erste Arbeiten hierzu wurden bereits

von D. Albert unternommen, der durch Cyclodimerisierung von linearen Amiden, bestehend

aus jeweils einer Aminocholansäure und ein bzw. zwei natürlichen Aminosäuren, die Cyclen

3 und 4 erhalten und untersucht hatte (vgl. Kapitel 1.1.).

In der vorliegenden Arbeit galt das Interesse der Synthese von linearen und cyclischen

Oligoamiden unter Verwendung von 3α-Aminolithocholsäure 5a, 3α-Aminodesoxycholsäure

5b und 3α-Aminocholsäure 5c. Hierzu war eine Optimierung des synthetischen Zuganges zu

diesen Aminocholansäure-Bausteinen wichtig, um sie auch in großem Maßstab leicht und

epimerenrein verfügbar zu machen. Direkte lineare Oligomere der Aminocholansäuren 5

waren noch unbekannt und es erschien interessant, zu untersuchen, ob bereits kleine Systeme

mit bis zu vier Bausteinen bereits konformative Besonderheiten aufweisen (z.B. die

Ausbildung einer Helix, welche in ihrem Inneren ähnlich wie bei der Jod-Stärke-

Komplexierung ein Gastmolekül aufnehmen könnte). Ebenso interessant erschien es, zu

überprüfen, ob die Aminocholansäuren 5 bei der Cyclisierung analog zur kinetisch

kontrollierten Macrolactonisierung ihrer natürlichen Stammverbindungen 1 (vgl. Kap. 1.1.)

ebenfalls höhere Amid-Oligocyclen liefern, oder ob hier nur eine reine Cyclodimerisierung

der Monomere beobachtet werden kann, wie sie unter den für eine Amid-Bindungsbildung

notwendigen Reaktionsbedingungen bislang an vergleichbaren Systemen gefunden worden

OH

O

NH2

R2

R1

5a R1 = R2 = H5b R1 = H; R2 = OH5c R1 = R2 = OH

1. Einleitung 10

war15, 16. Aufgrund der potentiellen Eignung als Wirtverbindungen sollten die bisher nicht

bekannten Cyclooligomere der Aminocholansäuren auch durch systematische Synthese, also

durch Cyclisierung der linearen Oligomere, zugänglich gemacht werden und hinsichtlich ihrer

Konformation und – exemplarisch – ihres Komplexierungsverhaltens untersucht werden.

Ein besonders vielversprechender Ansatz auf dem Weg zu neuen Wirtverbindungen ist die

bereits von D. Albert aufgegriffene Kombination von Aminocholansäuren mit natürlichen

Aminosäuren. Hier können die Vorteile des starren Steroid-Gerüsts mit seinen

Bindungsstellen bzw. Funktionalisierungsmöglichkeiten an C7 und C12 um die durch die

verschiedenen Seitenketten natürlicher Aminosäuren gegebene Vielfalt an Funktionalität

ergänzt werden und gleichzeitig konformative Besonderheiten in den Oligomeren induziert

werden. Im Rahmen der vorliegenden Arbeit sollten zur näheren Untersuchung dieses

Potentials lineare und cyclische Oligoamide synthetisiert werden, welche jeweils alternierend

aus einer natürlichen Aminosäure und einer Aminocholansäure bestehen. Dazu sollten vorab

synthetisierte Bausteine vom Typ Aminosäure-Aminocholansäure zunächst zu linearen

Oligomeren bis hin zum Hexaamid (auf die Bausteine bezogen also Trimere) gekoppelt

werden, welche dann anschließend systematisch zu den entsprechenden Cyclohexaamiden

cyclisiert werden sollten.

Die schematischen Darstellungen auf der folgenden Seite (Schema 1.1.) geben einen

Überblick über die Ziele der vorliegenden Arbeit.

1. Einleitung 11

Schema 1.1.


2. Synthetischer Teil

2.1. Synthese der 3αααα-Aminocholansäuren

In der Literatur sind verschiedene Wege zur Darstellung von 3α-Aminocholansäuren 5

bekannt. Als Ausgangssubstanz der Synthesewege dienen jeweils die entsprechenden

Cholansäuren 1, die im Handel erhältlich sind. Man kann zwei grundsätzliche

Synthesestrategien unterscheiden: Erstens die Substitution der OH-Gruppe an C3 durch eine

Azidgruppe unter doppelter Inversion mit anschließender Reduktion des Azids, zweitens die

Oxidation der Alkohlofunktion an C3 zum entsprechenden Keton, welches weiter zum Oxim

umgesetzt wird. Die anschließende Reduktion des Oxims unter geeigneten Bedingungen

ergibt dann die entsprechenden 3α-Aminocholansäuren, wobei prinzipiell natürlich auch das

3β-Analogon entstehen kann.

Das Syntheseziel für diese Arbeit war eine Ausbeute von 10-20g epimerenreiner

3α-Aminocholansäure pro Ansatz über möglichst wenige Stufen, um damit eine Grundlage

für die optionale Übertragung der Synthese in Technikumsmaßstäbe zu schaffen.

2.1.1. Auswahl der Synthesestrategie für die vorliegende Arbeit

2.1.1.1. Synthesen nach der Azid-Route

Zu dieser Strategie, welche zunächst die Veresterung der Cholansäuren erfordert, sind bereits

mehrere Vorschriften veröffentlicht22. Auch in der hiesigen Arbeitsgruppe bestehen

Erfahrungen mit diesem Syntheseweg16, 17. Einen Überblick über das prinzipielle Vorgehen

bei dieser Strategie zeigt Schema 2.1. Die doppelte Inversion beruht auf einer zweifachen

Mitsunobu-Reaktion. Zum Teil sind die Synthesen auch mit größeren Mengen (Ansätze bis

5g) beschrieben, jedoch bergen sie alle den Nachteil, daß einige Reaktionsschritte sehr

OH

O

NH2

R2

R1

5a R1 = R2 = H5b R1 = H; R2 = OH5c R1 = R2 = OH


empfindlich sind und Schutzgas und absolutierte Lösungsmittel erfordern und daß auf dem

Syntheseweg mindestens eine säulenchromatographische Reinigung notwendig ist. Dadurch

erschien die Anpassung der Synthese auf große Ansätze, wie es für diese Arbeit gewünscht

war, sehr schwierig.

Schema 2.1.

2.1.1.2. Synthesen nach der Oxim-Route

Synthesen nach dieser Strategie (siehe Schema 2.2.) sind schon in den späten 40er Jahren von

Jones et al. sowie von Redel et al. beschrieben worden23. Nach der Oxidation an C3 wurde

hier jeweils das Keton in das entsprechende Oxim überführt und dieses dann mit Natrium in

siedendem Amylalkohol zum Amin reduziert. Zu dieser Zeit konnten jedoch noch keine

Angaben über die Stereochemie an C3 der gebildeten Aminocholansäuren gemacht werden.

Schema 2.2.

Ein Hinweis darauf, daß dieser Weg die korrekte Stereochemie liefert, fand sich in einer

aktuelleren Arbeit von Bellini et al.24: Bellini reduzierte das Oxim von 3-Oxo-Lithocholsäure

ebenfalls mit Natrium in Amylalkohol. Zwar entstand hierbei ein Gemisch von 3α- und

3β-Aminolithocholsäure im Verhältnis 90:10, doch gelang es Bellini durch geschickte

Aufarbeitung, den größten Teil des 3α-Epimers selektiv und ohne die Notwendigkeit einer

Red.

H2NN3RO

OMe

O

HO

R1

R2

?

H2NHON

OH

O

HO

R

R2 O

Natrium/Amylalkohol

NH2OH/NaOAcOx.


chromatographischen Trennung zu isolieren. Zum Vergleich stellte er reine

3β-Aminolithocholsäure durch direkte reduktive Aminierung des Ketons her. Da beide

Verbindungen unterschiedliche Kernresonanzspektren liefern müssen (in 3α-Amino-

lithocholsäure steht das Proton an C3 axial, was eine große Kopplung mit den benachbarten

Ringprotonen und damit ein breites Signal erwarten läßt, während das äquatoriale C3-Proton

in 3β-Aminolithocholsäure nur kleine Kopplungen zeigen sollte), kann die Zuordnung als

zuverlässig angesehen werden.

Da Redel und Jones auch die Darstellung von 3-Aminodesoxycholsäure und

3-Aminocholsäure auf diesem Weg beschrieben hatten23, erschien es plausibel, daß auch hier

bevorzugt die 3α-Epimeren entstehen sollten. Weil die 3-Oxo-Verbindungen aus den

entsprechenden Cholansäuren relativ leicht in wenigen Schritten zugänglich sind und bis zum

Oxim keinerlei chromatographische Trennungen erforderlich sind, und da Redel und Jones

die Aminocholansäuren bereits in großen Ansätzen (bis ca. 20 g) synthetisiert hatten, erschien

es sinnvoll, die Synthese der 3α-Aminocholansäuren 5 für die vorliegende Arbeit nach dieser

Strategie zu versuchen, zumal auch in keinem Syntheseschritt die Verwendung von Schutzgas

oder größeren Mengen absolutierter Lösungsmittel erforderlich sein sollte.

2.1.2. Syntheseweg für die 3αααα-Aminocholansäuren 5

Ausgangspunkt der Synthese waren die im Handel erhältlichen Cholansäuren 1a-c. Zur

Synthese der 3α-Aminocholansäuren 5a-c über die Oxim-Route mußten zunächst die

entsprechenden 3-Oxo-Cholansäuren 6a-c hergestellt werden, aus denen das Oxim durch

Umsetzung mit Hydroxylamin zugänglich ist.

2.1.2.1. 3-Oxo-Cholansäuren 6

Während 3-Oxo-Lithocholsäure 6a durch einfache Jones-Oxidation aus Lithocholsäure

selektiv hergestellt werden kann, ist bei Chol- und Desoxycholsäure zu beachten, daß die

OH-Gruppen an C7 bzw. C12 nicht ebenfalls oxidiert werden. Dies kann entweder durch

selektive Oxidation an C3 erfolgen, z.B. mit Aluminium-tert-butylat23, oder durch Schützen

der OH-Gruppen an C7 und C12. In der vorliegenden Arbeit wurde letztere Alternative

gewählt.


2.1.2.1.1. 3-Oxo-Lithocholsäure 6a

Die 3-Oxo-Lithocholsäure 6a wurde nach einer Standardvorschrift25 durch Oxidation von

Lithocholsäure mit Jones-Reagenz dargestellt. In Abweichung der Vorschrift wurde ein

1:1-Gemisch von Aceton und Essigsäure als Lösungsmittel verwendet, da Lithocholsäure in

reinem Aceton unlöslich ist. Das Keton konnte nach Umkristallisation aus Methanol/Wasser

in sehr guter Ausbeute (93.4 %) rein erhalten werden. Die Herstellung auch in großen

Ansätzen (getestet bis 20g Lithocholsäure als Edukt) war problemlos möglich. Eine

alternative Oxidation mit NaOCl-Lösung wurde versucht, um die Verwendung des

krebserregenden CrVI und die Entstehung schwermetallsalzhaltiger Abwässer zu umgehen,

lieferte jedoch keine reproduzierbar guten Ergebnisse.

2.1.2.1.2. 3-Oxo-Desoxycholsäure 6b und 3-Oxo-Cholsäure 6c

Für die Darstellung der Ketone von Desoxycholsäure und Cholsäure wurde die

Synthesestrategie von Leppik et al.25 gewählt. Hierbei wurden zunächst alle OH-Gruppen mit

Ameisensäure unter Bildung der Formyloxy-Verbindungen 7b und 7c verestert26. Dieser

Schritt verläuft quantitativ und die performyloxylierten Cholansäuren können ohne

Reinigungsschritt weiterverwendet werden. Anschließend wurde der Ameisensäureester an

C3 selektiv verseift. Dies wurde durch langsames Zutropfen stöchiometrischer Mengen einer

0.2 M NaOH-Lösung zu einer Lösung von 7b bzw. 7c in Aceton erreicht. Die selektive

Verseifung auf diese Weise ist deshalb möglich, weil der OH--Angriff an die Formyloxy-

Gruppierungen an C7 und C12 durch das Steroid-Gerüst sterisch gehindert ist, so daß die

Formyloxy-Gruppe an C3 am schnellsten angegriffen wird. Im nachfolgenden Schritt wurden

die gebildeten Verbindungen 8b und 8c mit Jones-Reagenz oxidiert, woraufhin die

verbliebene(n) Formyloxy-Schutzgruppe(n) durch Auflösen in 0.5 M NaOH unter kurzem

Erwärmen entfernt werden konnten. Die einzelnen Schritte der Synthese sind im

nachfolgenden Schema 2.3. exemplarisch am Beispiel der Cholsäure 1c dargestellt:


OH

O

OH

O OH

O

OH

O

OH

O

OH

O

O

OH

O

OH

O

OH

O

OH

OH

O

NaOH

(Überschuß)

OH

O

O

OH

OH

Jones-Reagenz

2 eq. NaOHHClO4

HCOOHOH

O

OH

OH

OH

1c 7c

8c

9c 6c

Schema 2.3.

Die Darstellung der 3-Oxo-Cholansäuren 6b und 6c erfolgte – bezogen auf die eingesetzte

Desoxycholsäure 1b bzw. Cholsäure 1c – auf diesem Wege praktisch quantitativ. Hierbei

waren selbst Ansätze, die von 50 g Desoxycholsäure bzw. Cholsäure ausgingen, erfolgreich.

Bei sorgfältiger Durchführung war in keiner der Synthesestufen ein Reinigungsschritt wie

z.B. eine Umkristallisation erforderlich, da die Zwischenprodukte nach der in der Literatur

beschriebenen Aufarbeitung jeweils sowohl DC- als auch NMR-rein waren. Die Ketone 6b

und 6c kristallisierten bereits beim Einengen der Chloroformlösung aus der Aufarbeitung.

Auch hier konnte aufgrund der DC-und NMR-Reinheit auf ein Umkristallisieren verzichtet

werden. Umkristallisieren einer kleinen Menge 3-Oxo-Desoxycholsäure lieferte Kristalle, die

röntgenstrukturanalytisch untersucht werden konnten. Die ermittelte Röntgenstruktur

(Abb. 2.1.) belegt, daß die Oxidation tatsächlich selektiv an C3 erfolge und das übrige

Steroidgerüst unverändert erhalten geblieben ist.


Abbildung 2.1. Kristallstruktur von 3-Oxo-Desoxycholsäure 6b. Details siehe Anhang A.

2.1.2.2. Cholansäure-3-Oxime 10a-c

Die Oxime wurden nach einer Standardvorschrift durch Umsetzung der Ketone mit

Hydroxylammoniumchlorid in refluxierendem Methanol hergestellt, welche bereits von Redel

erfolgreich angewendet worden war23. Dabei diente Natriumacetat als Hilfsbase. Nach

Umkristallisation (Methanol/TBME oder reines Methanol) konnten alle drei Oxime in recht

guten Ausbeuten rein (DC, NMR) erhalten werden. Hierbei wurden bis zu 42 g

Desoxycholsäure-3-oxim 10b (82.7 % Ausbeute) bzw. 38 g Cholsäure-3-Oxim 10c (74.4 %

Ausbeute) bzw. 18 g Lithocholsäure-3-oxim 10a (92.4 % Ausbeute) in einem Ansatz

hergestellt.

2.1.2.3. 3αααα-Aminocholansäuren 5a-c

Die 3α-Aminocholansäuren 5a, 5b und 5c wurden durch Reduktion der entsprechenden

Oxime mit Natrium in siedendem Amylalkohol hergestellt. Die Isolierung der reinen

3α-Aminocholansäuren erfolgte in leichter Abweichung der Vorschrift von Bellini et al.

durch Waschen der mit Ether verdünnten Reaktionsmischung mit kleinen Portionen Wasser,

bis das Waschwasser annähernd neutral reagierte. Anschließend konnten die 3α-Amino-

cholansäuren durch Zugabe von verdünnter Schwefelsäure aus den vereinigten Waschwässern

ausgefällt werden: 3α-Aminolithocholsäure 5a präzipitierte ab pH 7, 3α-Aminodesoxy-

cholsäure 5b bei pH 9-11 (bei weiterer Säurezugabe erfolgt jedoch eine erneute Auflösung


des Niederschlages) und 3α-Aminocholsäure 5c etwa bei pH 5. Die tatsächliche α-Stellung

der Aminogruppe an C3 des Steroidgerüstes konnte für 5a und 5b durch Kristallstrukturen

von Folgeverbindungen belegt werden (siehe Kapitel 3), für 5c ergibt sie sich durch

Analogieschluß aus dem Vergleich der NMR-Signale der C3-Protonen der drei

Aminocholansäuren.

Die Ansatzgröße wurde hier lediglich limitiert durch die Handhabbarkeit der nötigen

Lösungsmittelmengen bei der Aufarbeitung, da der größte zur Verfügung stehende

Scheidetrichter ein Fassungsvermögen von lediglich 5 Litern hatte. Somit war die

Ansatzgröße auf maximal ca. 20-22g der Oxime 10a-c begrenzt.

Ausbeuten über alle Stufen (ausgehend von den entsprechenden Cholansäuren 1a-c):

3α-Aminolithocholsäure 5a: 59.9 %

3α-Aminodesoxycholsäure 5b: 59.9 %

3α-Aminocholsäure 5c: 44.3 %

Damit konnten auf diese Weise sogar bessere Ausbeuten erzielt werden als mit der in der

Arbeitsgruppe bisher genutzten Azid-Route (max. 43 % über alle Stufen).

2.2. Synthese linearer Oligoamide mit Aminocholansäuren

Die Darstellung der Oligoamide erfolgte nach Standard-Kopplungsmethoden aus der

Peptidchemie mit Boc-Schutzgruppenstrategie. Als Bausteine dienten entweder die

3α-Aminocholansäuren selbst (Typ 1), die für die Oligoamid-Synthese selektiv

aminoterminal (zu 3α-t-Butyloxycarbonylaminocholansäuren 11a-c) oder carboxyterminal

(zu 3α-Aminocholansäuremethylester-Hydrochloriden 12a-c) geschützt wurden, oder die

aminoterminal um eine natürliche L-Aminosäure verlängerten Aminocholansäuren (Typ 2)

(vgl. hierzu Schema 2.4.).


Schema 2.4.

In der vorliegenden Arbeit galt es zunächst, Oligomere der Typ-1- und einiger Typ-2-

Bausteine zu synthetisieren und zu untersuchen. Grundsätzlich sind hier verschiedene

Synthesestrategien möglich: ein blockweiser Aufbau (konvergente Synthese, vgl. Schema

2.5.a.) oder ein sequentieller Aufbau, wobei die Oligoamid-Ketten entweder aminoterminal

oder carboxyterminal Baustein für Baustein verlängert werden können (siehe Schema 2.5.b.).

Der blockweise Aufbau hat dabei – neben den prinzipiellen Vorteilen einer konvergenten

Synthese – allerdings den Nachteil, dass grundsätzlich nur geradzahlige Oligomere

synthetisiert werden können, weshalb er nur mit Aminolithocholsäure exemplarisch

durchgeführt wurde. Bei der sequentiellen Kettenverlängerung ist prinzipiell die

aminoterminale Verlängerung, wie sie auch standardmäßig in der Peptidchemie angewandt

wird, vorzuziehen, da die hierzu nötige Abspaltung der Boc-Schutzgruppe sehr leicht und im

Regelfall quantitativ mit Trifluoressigsäure (TFA) erreicht werden kann, wogegen die zur

carboxyterminalen Kettenverlängerung notwendige quantitative Verseifung des Methylesters

ungleich schwieriger ist27.


Schema 2.5.


Zur besseren Übersichtlichkeit bei der Beschreibung der Oligoamide in den folgenden

Abschnitten wurde, analog der Kurzschreibweise für natürliche Aminosäuren in Peptidketten

und Proteinen, in der vorliegenden Arbeit für die verwendeten Aminocholansäuren ebenfalls

ein Drei-Buchstaben-Code eingeführt, der in der nachfolgenden Tabelle (Tab. 2.1.) dargestellt

ist:

Aminocholansäure Abkürzung

3α-Aminolithocholsäure 5a LCS

3α-Aminodesoxycholsäure 5b DCS

3α-Aminocholsäure 5c CHS

Tabelle 2.1.: Dreibuchstabencode für 3α-Aminocholansäuren

Bei der Angabe der Sequenzabfolge der Oligoamide wird entsprechend der in der

Peptidchemie üblichen Konventionen mit dem aminoterminalen Baustein begonnen.

2.2.1. Lineare Oligomere aus Typ-1-Bausteinen

Hier wurden Oligomere bis hin zum Tetramer synthetisiert, jeweils auf unterschiedlichen

Wegen (vgl. Schema 2.5.). Aufgrund der schlechter werdenden Löslichkeit wurde auf die

Synthese höherer Oligomere verzichtet. Zur Knüpfung der Amid-Bindungen wurden

verschiedene Kopplungsreagenzien getestet. Mit einigen konnte keine bzw. keine

nennenswerte Kopplung erreicht werden, wie z.B. mit CDMT (2-Chlor-4,6-dimethoxy-1,3,5-

triazin) oder T3P (PPA, Propanphosphonsäureanhydrid). Die besten Ergebnisse konnten

durch Einsatz von DEPC (Diethylcyanophosphonat oder Diethylphosphorylcyanid) und EDC

(N-Ethyl-N‘-(3-dimethylaminopropyl)-carbodiimid-hydrochlorid) erzielt werden, wobei EDC

in den meisten Fällen den Vorzug erhielt, da dessen Reaktionsprodukte bei der Aufreinigung

leichter aus dem Reaktionsgemisch zu entfernen sind als die von DEPC und im allgemeinen

die Handhabung von DEPC aufgrund seiner hohen Giftigkeit mit größeren Risiken verbunden

ist. Die Boc-Abspaltung zur aminoterminalen Kettenverlängerung gelang jeweils quantitativ

durch den Einsatz von TFA, die Verseifung der Methylesterschutzgruppe war erheblich

aufwendiger, erforderte hohe Überschüsse an KOH und, zur quantitativen Abspaltung, lange


Reaktionszeiten (1-3 Tage). Zwar konnten in der vorliegenden Arbeit, von wenigen

Ausnahmen abgesehen, bei der Esterverseifung sehr gute Ausbeuten (meist ca. 90-99 %)

erzielt werden, jedoch bergen die angegebenen Reaktionsbedingungen bei bestimmten

Systemen die Gefahr von Nebenreaktionen (z.B. Eliminierung oder gar die teilweise Spaltung

der Amid-Bindungen).

2.2.1.1. Lineare Oligomere von 3αααα-Aminolithocholsäure 5a

Hier wurde zur Synthese der blockweise Aufbau gewählt und DEPC als Kopplungsreagenz

verwendet. Somit wurden hier nur die geradzahligen Oligomere Boc-LCS-LCS-OMe 13a und

Boc-LCS-LCS-LCS-LCS-OMe 14a, also das Dimer und das Tetramer, erhalten, welche durch

Umfällen bzw. Umkristallisieren rein isoliert werden konnten. Die isolierten Ausbeuten waren

zufriedenstellend (Dimer: 71.2 %; Tetramer: 65.3 %), jedoch deutlich kleiner als die

tatsächlichen Ausbeuten, da bei der gewählten Reinigungsmethode noch beträchtliche

Produktmengen in Lösung verblieben, welche jedoch auf diesem Weg nicht weiter von den

Verunreinigungen getrennt werden konnten. Eine säulenchromatographische Reinigung war

aufgrund der Empfindlichkeit der Boc-Schutzgruppe nicht möglich.

2.2.1.2. Lineare Oligomere von 3αααα-Aminodesoxycholsäure 5b

Hier wurde zur Synthese der sequentielle Aufbau gewählt und EDC als Kopplungsreagenz

verwendet. Das in guter Ausbeute (93.8 %) isolierte Dimer Boc-DCS-DCS-OMe 15a wurde

zunächst aminoterminal um einen Baustein verlängert, wobei sich jedoch ein Problem ergab:

durch den zur aminoterminalen Verlängerung zuerst notwendigen Schritt der

O

O

O

N

H

H

N

O

OCH3

13a


Boc-Schutzgruppenabspaltung mit Trifluoressigsäure (TFA) trat eine Nebenreaktion ein,

nämlich die teilweise Veresterung der freien OH-Gruppen des Dimers mit TFA, was dazu

führte, dass das Trimer 16a zu einem kleinen Teil als einfacher oder zweifacher TFA-Ester

vorlag (siehe hierzu das NMR-Spektrum, Abb. 3.3.a, im Kapitel 3). Immerhin war die

teilweise Veresterung bei der Zuordnung der NMR-Signale zu den einzelnen Bausteinen

hilfreich. Die weitere Kettenverlängerung zum Tetramer wurde dann carboxyterminal

durchgeführt, da bei der hier ohnehin notwendigen Verseifung des Methylesters auch die

TFA-Ester der OH-Gruppen entfernt werden konnten. Eine Reinigung des Trimers als

Methylester gelang nicht, da bei dem Versuch, die sehr labilen TFA-Ester mit feuchtem

Natriumcarbonat in Methanol selektiv zu verseifen, auch der Methylester zum Teil mitverseift

wurde. Das Trimer, Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a, und das Tetramer Boc-DCS-DCS-DCS-

DCS-OMe 17a, konnten jeweils in guten bis sehr guten Ausbeuten isoliert werden (Trimer:

97.8 % (leicht verunreinigt durch TFA-Ester, s.o.); Tetramer: 91.7 %). Vom Trimer wurde

zusätzlich das carboxyterminal entschützte Derivat Boc-DCS-DCS-DCS-OH 16b genauer

untersucht, da dies im Gegensatz zum Methylester 16a rein isoliert werden konnte.

2.2.1.3. Lineare Oligomere von 3αααα-Aminocholsäure 5c

Aufgrund der bei den Aminodesoxycholsäure aufgetretenen Probleme wurde hier von

vorneherein die carboxyterminale Kettenverlängerung gewählt, um die eventuelle Bildung

von TFA-Estern zu vermeiden. Es wurden in jeweils guten bis sehr guten Ausbeuten das

Dimer Boc-CHS-CHS-OMe 18a (Ausbeute: 79.0 %), das Trimer Boc-CHS-CHS-CHS-OMe

OH

OH

O

O

OH

H

N

O

O

N

H

H

N

O

OCH3

16a


19a (98.0 %), sowie das Tetramer Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a (84.1 %) synthetisiert

und charakterisiert.

2.2.2. Lineare Oligomere aus Typ-2-Bausteinen

Hier wurden Systeme bis zum linearen Trimer (bezogen auf die Typ-2-Bausteine, also

insgesamt Hexapeptide) synthetisiert. Basis war wie bei den Typ-1-Oligomeren die

sequentielle Kettenverlängerung (siehe Schema 5b), welche je nach System aminoterminal

oder carboxyterminal durchgeführt wurde. Als Kopplungsreagenz wurde durchgehend EDC

verwendet. Im Übrigen gelten die gleichen allgemeinen Angaben wie in 2.2.1.

2.2.2.1. Synthese der Typ-2-Bausteine

Die Synthese der Typ-2-Bausteine erfolgte jeweils aus einer Boc-geschützten L-Aminosäure

und einer der Methylester-geschützten 3α-Aminocholansäuren 12a-c mit EDC als

Kopplungsreagenz und lieferte jeweils gute bis sehr gute Ausbeuten. Als natürliche

Aminosäuren wurden Boc-L-Valin und ε-Benzyloxycarbonylgeschütztes Boc-L-Lysin

(Boc-Lys[Z]-OH) verwendet.

OH

OH

OH

OH

O

O

O

N

OH

H

H

OH

N

O

O

N

OH

H

O

N

OH

H

OCH3

20a


Übersicht über die synthetisierten Typ-2-Monomere:

Monomer Ausbeute

Boc-Val-LCS-OMe 21a

O O

NH

HN

OCH3

O

O

87.9 %

Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a

O O

NH

HN

OCH3

O

O

O

N

HO

84.0 %

Boc-Val-DCS-OMe 23a

OH

O O

NH

HN

OCH3

O

O

94.2 %

Boc-Val-CHS-OMe 24a

OH

O O

NH

HN

OCH3

O

OH

O

92.2 %

Das Boc-Val-LCS-OMe-Monomere 21a kristallisierte aus Methanol und konnte

röntgenstrukturanalytisch untersucht werden. Die Kristallstruktur wird im Konformativen Teil

diskutiert.


Die Abspaltung der Boc-Schutzgruppe zur weiteren Verwendung der Monomere wurde

jeweils unter besonders schonenden Bedingungen (0°C, max. 30-45 min Reaktionszeit)

durchgeführt, um Nebenreaktionen wie die teilweise TFA-Veresterung an den DCS- und

CHS-Monomeren 23a und 24a oder die unwerwünschte Abspaltung der Z-Schutzgruppe an

Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a zu unterdrücken bzw. im Idealfall völlig zu unterbinden. Dies

gelang in allen Fällen unter Erhalt der quantitativen Boc-Abspaltung.

2.2.2.2. Synthese der linearen Typ-2-Oligomere

2.2.2.2.1. Oligomere aus Val-LCS-Bausteinen

Es wurden auf dem Weg der sequentiellen aminoterminalen Kettenverlängerung das Dimer

25a und das Trimer 26a synthetisiert. Sowohl Boc-Val-LCS-Val-LCS-OMe 25a als auch

Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a konnten in sehr guten Ausbeuten isoliert werden

(97.3 % bzw. 90.6 %).

2.2.2.2.2. Oligomere aus Lys[Z]-LCS-Bausteinen

Hier konnten bei der (ebenfalls aminoterminal durchgeführten) Kettenverlängerung keine so

guten Ergebnisse erzielt werden. Während das Dimer Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe

27a noch in sehr guter Ausbeute (92.4 %) isoliert werden konnte, lieferte die weitere

O O

NH

HNO

O

OCH3

NH

HNO

O

25a


Kettenverlängerung zum Trimer Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 28a

lediglich 72.6 % Ausbeute. Zudem konnte es massenspektrometrisch nicht zweifelsfrei als

Trimer identifiziert werden, da der Massenpeak (1998.4) um 7 Einheiten zu hoch lag. Dies

könnte aber auch darauf zurückzuführen sein, dass das FAB-Massenspektrometer lediglich

einen Messbereich bis etwa 2000 m/z aufweist und es für den Standard-Servicebetrieb auf

Massen unterhalb von 1000 kalibriert ist. Diese Vermutung konnte durch das NMR

untermauert werden, welches deutliche Hinweise dafür liefert, dass es sich bei der isolierten

Verbindung tatsächlich um das gewünschte Trimer handelt. Außerdem lieferte die

Cyclisierung der Verbindung zweifelsfrei das cyclische Hexaamid Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37

(siehe 2.3.2.6. bzw. im Konformativen Teil).

2.2.2.2.3. Oligomere aus Val-DCS-Bausteinen

Aufgrund des Vorhandenseins freier OH-Gruppen wurde hier der Weg der carboxyterminalen

Kettenverlängerung gewählt. Das Dimer Boc-Val-DCS-Val-DCS-OMe 29a konnte in sehr

guter Ausbeute (92.4 %) isoliert werden, die Verlängerung um einen weiteren Baustein

lieferte das Trimer Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a in immerhin noch guten

85.5 % Ausbeute.

O

O NH

HN

OCH3

NH

HNO

O

O

O NH

HN

OO

O

N

HO

O

N

HO

O

N

HO

28a


2.2.2.2.4. Oligomere aus Val-CHS-Bausteinen

Auch hier wurde aufgrund des Vorhandenseins freier OH-Gruppen der Weg der

carboxyterminalen Kettenverlängerung für die Darstellung des Dimers und des Trimers

gewählt. Das Dimer Boc-Val-CHS-Val-CHS-OMe 31a konnte in sehr guten 95.8 % Ausbeute

isoliert werden, die Ausbeute beim Trimer Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a lag

bei recht guten 79.9 %.

OH

OH

O O

NH

HNO

O

OCH3

NH

HNO

O

29a

OH

OH

OH

O

O

OH

NH

HN

OCH3

NH

HN

OH

O

O

O

O

OH

NH

HN

OO

32a


2.2.3. Tabellarische Übersicht über alle synthetisierten linearen Oligoamide

dargestelltes Oligoamid Ausbeute*

lineare Oligoamide vom Typ 1

Boc-LCS-LCS-OMe 13a 71.2 %

Boc-DCS-DCS-OMe 15a 93.8 %

Boc-CHS-CHS-OMe 18a 79.0 %

Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a 97.8 %

Boc-CHS-CHS-CHS-OMe 19a 98.0 %

Boc-LCS-LCS-LCS-LCS-OMe 14a 65.3 %

Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe 17a 91.7 %

Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a 84.1 %

lineare Oligoamide vom Typ 2

Boc-Val-LCS-OMe 21a 87.9 %

Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a 84.0 %

Boc-Val-DCS-OMe 23a 94.2 %

Boc-Val-CHS-OMe 24a 92.2 %

Boc-Val-LCS-Val-LCS-OMe 25a 97.3 %

Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 27a 92.4 %

Boc-Val-DCS-Val-DCS-OMe 29a 92.4 %

Boc-Val-CHS-Val-CHS-OMe 31a 95.8 %

Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a 90.6 %

Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 28a 72.6 %

Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a 85.5 %

Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a 79.9 %

*) Die Ausbeuten beziehen sich jeweils auf den letzten Kopplungsschritt.


2.3. Cyclische Oligoamide mit 3αααα-Aminocholansäuren

Zur Synthese cyclischer Oligoamide mit den zur Verfügung stehenden Aminocholansäuren

erschienen zwei Zugangswege interessant. Zum einen ist dies die Cyclisierung der

entsprechenden linearen Oligomere. Zum anderen erschien es vielversprechend, die

monomeren Bausteine vom Typ 1 und 2 den Cyclisierungsbedingungen zu unterwerfen und

zu prüfen, inwieweit hier neben der Cyclodimerisierung, wie sie bereits von D. Albert16, 17

und von P. Davis15 an steroidalen Aminosäure-Systemen beobachtet worden war (vgl.

Einleitung), auch die Entstehung höherer Oligocyclen zu beobachten ist. Dies war

insbesondere interessant, da die Bildung cyclischer Ester-Oligomere mit gewöhnlichen

Gallensäuren bereits in der Literatur beschrieben ist9-12 (siehe hierzu die Ausführungen in der

Einleitung). Die kinetisch kontrollierte Variante ist als Yamaguchi-Macrolactonisierung8

bekannt und liefert bei Cholansäuren Oligocyclen bis hin zum Hexamer. Eine mögliche

Analogie für die Bildung entsprechender Macrolactame aus Aminocholansäuren unter

kinetischer Reaktionskontrolle erschien vor diesem Hintergrund plausibel. Deshalb wurden in

der vorliegenden Arbeit sowohl lineare Oligomere als auch – zumindest im Fall der

Typ-1-Bausteine – die Monomere den Cyclisierungsbedingungen unterworfen. Die beiden

Zugangswege zur Cyclooligoamid-Darstellung sind in Schema 2.6. veranschaulicht.

Schema 2.6.


Als Basisvorschrift für die Cyclisierung wurde die von Grießer, Kroner und Schmidt in

Synthesis für die Cyclisierung von Peptiden beschriebene One-Pot-Reaktionsfolge28 mit einer

leichten Modifikation im Cyclisierungsschritt gewählt. Dabei wird zunächst das

aminoterminal Boc-geschützte Oligoamid (bzw. der monomere Baustein) am

Carboxyterminus mit Pentafluorphenol verestert (mittels Dicyclohexylcarbodiimid als

Auxiliar), anschließend mit Trifluoressigsäure die Boc-Schutzgruppe abgespalten und

gleichzeitig die freiwerdende Aminogruppe als Ammoniumtrifluoracetat erneut geschützt. Die

Cyclisierung wird dann in einem intensiv gerührten Zweiphasensystem CHCl3/NaHCO3(aq)

durch endgültiges Entschützen der Aminogruppe mittels der wäßrigen Hydrogencarbonat-

Lösung initiiert. Dabei ist aufgrund der starken Pentafluorphenolester-Aktivierung der

Carboxyfunktion kein weiteres Kopplungsreagenz erforderlich – der Angriff der

Aminofunktion und damit die Cyclisierung tritt spontan ein und in der Literaturvorschrift

werden lediglich 5 Minuten als Reaktionszeit angegeben. Um ein vollständiges Abreagieren

der Edukte sicherzustellen wurde das Reaktionsgemisch bei den Cyclisierungen dieser Arbeit

jedoch über zwei Tage gerührt. Dies hat zudem den Vorteil, dass bei Systemen mit freien

OH-Gruppen während des Entfernens der Boc-Schutzgruppe möglicherweise entstandene

Trifluoressigsäureester (siehe hierzu Abschnitt 2.2.1.2) unter den basischen

Reaktionsbedingungen weitgehend wieder gespalten werden können. Die Reaktionsfolge der

Cyclisierung ist in Schema 2.7. wiedergegeben.

Schema 2.7.

2.3.1. Unsystematische Oligocyclisierung von Typ-1-Monomeren

Es wurden alle drei zur Verfügung stehenden Aminocholansäuren hinsichtlich ihres

Cyclisierungsverhaltens untersucht. Bei diesen Cyclisierungen wurde der eigentliche

Cyclisierungsschritt mit Monomer-Konzentrationen von 3.333 mmol/l (bezogen auf die

organische Lösungsmittelkomponente) durchgeführt und das Rohprodukt vor der weiteren


Reinigung jeweils massenspektrometrisch auf die enthaltenen cyclischen Oligomere

untersucht.

2.3.1.1. Oligocyclisierung von 3αααα-Aminolithocholsäure 5a

1 mmol der Boc-geschützten Aminolithocholsäure 11a wurde gemäß Schema 2.6. cyclisiert.

Die massenspektrometrische Untersuchung des Rohproduktes zeigte, dass hierbei neben dem

Cyclodimer 33a wie erwartet auch noch zwei höhere Oligomere, nämlich das Cyclotrimer

33b und das Cyclotetramer 33d, entstanden sind (vgl. Abb. 2.2.).

Abbildung 2.2. FAB-Massenspektrum des Produktgemisches aus der Oligocyclisierung von

3α-Aminolithocholsäure5a.

Desweiteren wurden bei der dünnschichtchromatographischen Untersuchung des

Rohproduktes noch diverse Nebenprodukte gefunden. Eine Reinigung bzw. Auftrennung des

Produktgemisches gestaltete sich jedoch äußerst schwierig. Die beiden Hauptprodukte, das

3α-Aminolithocholsäure-Cyclodiamid 33a und das 3α-Aminolithocholsäure-Cyclotriamid

33b, waren unter allen getesteten flash-säulenchromatographischen Bedingungen praktisch

nicht voneinander zu trennen. Das Cyclotetraamid 33c ließ sich auf diesem Wege ebenfalls

nicht isolieren. Auf weitere Trennungsversuche des Gemisches (HPLC, Reversed-Phase-


Methoden, Kapillarelektrophorese etc.) wurde nach anfänglichen Vorversuchen verzichtet, da

der hierfür zu erwartende Aufwand in keinem vertretbaren Verhältnis zum wissenschaftlichen

Nutzen stand: Diese Systeme eignen sich mangels einer weiteren Funktionalisierung, wie sie

beispielsweise in Cyclooligoamiden von Aminodesoxycholsäure und Aminocholsäure durch

die freien OH-Gruppen am Steroid-Gerüst gegeben ist, nicht für eine weitere Verwendung,

etwa in Komplexierungsversuchen, weshalb diese Oligocyclisierung ohnehin nur als

Modellversuch für die entsprechend weiter funktionalisierten Aminocholansäuren

durchgeführt wurde. Ein darüber hinausgehendes Interesse an den Aminolithocholsäure-

Cyclooligoamiden 33 bestand nicht.

2.3.1.2. Oligocyclisierung von 3αααα-Aminodesoxycholsäure 5b

Auch hier wurde 1 mmol der Boc-geschützten 3α-Aminodesoxycholsäure 11b den

Cyclisierungsbedingungen unterworfen. Die massenspektrometrische Analyse des

Roproduktes zeigte hier, analog zur Aminolithocholsäure-Cyclisierung, ebenfalls das

Vorhandensein des Cyclodimers, des Cyclotrimers sowie des Cyclotetramers. Bei der

säulenchromatographischen Auftrennung des Gemisches konnten das 3α-Aminodesoxy-

cholsäure-Cyclodiamid 34a und das 3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b isoliert

werden. Die Ausbeuten waren für eine unsystematische Cyclisierung sehr zufriedenstellend:

Vom Cyclodimer 34a wurden 120 mg erhalten, was bezogen auf das eingesetzte Monomer

einer relativen Ausbeute von 32.1 % der Theorie entspricht, vom Cyclotrimer 34b wurden

immerhin 34 mg (9.1 %) isoliert. Eine Isolierung des massenspektrometrisch nachgewiesenen

Cyclotetramers 34c gelang leider nicht, was wahrscheinlich darin begründet liegt, dass es bei

der Cyclisierung wohl nur in sehr geringer Menge entstanden ist. Vom Cyclodimer 34a

wurden Kristalle sehr guter Qualität erhalten, die eine röntgenstrukturanalytische Bestimmung

der Kristallstruktur ermöglichten (siehe Diskussion im Konformativen Teil).


2.3.1.3. Oligocyclisierung von 3αααα-Aminocholsäure 5c

Die Oligocyclisierung von 1 mmol Boc-geschützter 3α-Aminocholsäure 11c führte hier – im

Unterschied zu den beiden anderen Aminocholansäuren – fast ausschließlich zur Bildung des

3α-Aminocholsäure-Cyclodiamids 35a. Von diesem konnten 220 mg isoliert werden, was

einer sehr guten Ausbeute von 48.5 % entspricht. Hierfür könnten Löslichkeitseffekte

verantwortlich sein, die im Cyclisierungsschritt eine Zusammenlagerung zweier Monomerer

durch polare Wechselwirkungen (OH---OH) begünstigen. Diese Vermutung wird unterstützt

durch die Tatsache, dass das Cyclodimer in Chloroform unlöslich war und aus der

Cyclisierungslösung ausfiel. In diesem Präzipitat konnten massenspektrometrisch auch

Spuren des Cyclotrimers 35b und des Cyclotetramers 35c nachgewiesen werden, eine

Isolierung gelang jedoch nicht, da sie nur in geringer Menge vorhanden waren und eine

säulenchromatographische Trennung aufgrund der schlechten Löslichkeit des Präzipitats nicht

in Frage kam. Das Cyclodimer 35a konnte durch Kristallisation (es löste sich in der

Siedehitze langsam in einem THF/EtOH-Gemisch) aus dem Präzipitat isoliert und gereinigt

werden.

HO

OH

OH

N H

O

O

H

N

O

H

N

OH

OH O

H N

N H

O

34a

34b


2.3.2. Cyclisierung linearer Oligoamide

Hier wurden gegenüber der unsystematischen Oligocyclisierung die Konzentrationen so

angepasst, dass die Konzentration an linearem Oligomer in der Cyclisierungslösung etwa

einer 3.3 millimolaren Konzentration an entsprechendem Monomer entsprach. Die

carboxyterminale Methylesterschutzgruppe der linearen Oligomere wurde jeweils zunächst

verseift, bevor die Oligomere den Cyclisierungsbedingungen gemäß Schema 2.7. unterworfen

wurden.

2.3.2.1. Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a

Die Cyclisierung des linearen Triamids der Aminodesoxycholsäure lieferte neben dem

erwarteten 3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b überraschenderweise auch das

Cyclodimerisierungsprodukt, 3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclohexaamid 34d, welches auf-

grund seiner hohen Molmasse massenspektrometrisch nur durch MALDI nachgewiesen

werden konnte. Beide wurden in sehr zufriedenstellenden Ausbeuten (Cyclotrimer: 41.4 %,

Cyclohexamer: 9.4 %; jeweils bezogen auf die theoretische Gesamtausbeute)

säulenchromatographisch aus dem Reaktionsgemisch isoliert. Weitere Oligocyclen konnten in

dieser Reaktion nicht gefunden werden.

OH

OH O

H N

N H

O

OH OH

35a


2.3.2.2. Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe 17a

Das lineare Tetraamid der Aminodesoxycholsäure zeigte im Gegensatz zum Triamid keine

Cyclodimerisierung. Im Reaktionsgemisch wurde neben diversen Nebenprodukten, die nicht

näher identifiziert werden konnten, lediglich das 3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotetraamid

34c gefunden. Die säulenchromatographische Auftrennung des Reaktionsgemisches lieferte

das Cyclotetramer in recht guter Ausbeute von 31.6 %.

HO

HO

OH

OH

OH

OH

NH

O

O

HN

O

H

N

O

HN

O

HN

O

H

N

34d


2.3.2.3. Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-OMe 19a

Erstaunlicherweise entstand hier das Cyclotrimer 35b lediglich in sehr geringer Menge. Es

war Bestandteil des Präzipitats von ca. 16 mg, welches sich während der Reaktion gebildet

hatte, konnte aus diesem jedoch aufgrund der schlechten Löslichkeit des Präzipiztats nicht

isoliert werden. Hauptprodukt dieses Cyclisierungsversuches war das Cyclodimerisierungs-

produkt, 3α-Aminocholsäure-Cyclohexaamid 35d (vgl. das DCS-Analogon 34d), welches aus

dem in wenig Chloroform gelösten Reaktionsgemisch in kleinen Würfeln auskristallisierte

und so rein isoliert werden konnte (Ausbeute: 32.6 %). Eine röntgenstrukturanalytische

Untersuchung gelang jedoch nicht, da diese Kristalle keinerlei Beugungsreflexe zeigten.

2.3.2.4. Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a

Bei dieser Cyclisierung trat im Cyclisierungsschritt, ähnlich wie bei der unsystematischen

Oligocyclisierung des Aminocholsäure-Monomers, bereits während der Reaktion eine größere

Menge Präzipitat auf, die als fast reines 3α-Aminocholsäure-Cyclotetraamid 35c (Ausbeute:

50.7 %) identifiziert werden konnte. Aufgrund der sehr schlechten Löslichkeit der

Verbindung (sie löste sich lediglich in DMSO) gelang eine weitere Reinigung jedoch bislang

nicht.

OH

OH

OH

HO

O

H

N

NH

O

N

H

ONH

O

34c


2.3.2.5. Cyclisierung von Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a

Bei der Cyclisierung dieses Typ-2-Oligomers konnte lediglich das erwartete Cyclohexapeptid

3α-Valinylaminolithocholsäure-cyclotriamid 36 gefunden werden. Es wurde säulenchromato-

graphisch in guter Ausbeute (48.3 %) aus dem Reaktionsgemisch isoliert. Die Verbindung

kristallisierte zwar als sehr feiner Kristallstaub aus Methylenchlorid/Methanol, eine

Bestimmung der Kristallstruktur mittels Röntgenstrukturanalyse gelang jedoch aufgrund der

viel zu geringen Größe der Kristalle nicht.

OH

OH

OH

HO

O

H

N

NH

O

N

H

ONH

O

OH

HO

OH

OH

35c


2.3.2.6. Cyclisierung von Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 28a

Die Cyclisierung dieses Lys[Z]-LCS-Trimers gelang nur sehr schlecht. Die

dünnschichtchromatographische Analyse des Reaktionsgemisches zeigte eine Reihe von

Nebenprodukten, die nach der Intensität der Spots beurteilt in größeren Mengen bei der

Reaktion angefallen waren. Neben dem einfachen Cyclisierungsprodukt konnten darunter

jedoch massenspektrometrisch keine höheren Cyclooligomerisierungsaddukte gefunden

werden. Eine säulenchromatographische Trennung des Gemisches lieferte das reine

Cyclohexapeptid 3α-[ε-Benzyloxycarbonylamino-lysinyl]-aminolithocholsäure-cyclotriamid

37 in 18.6 %iger Ausbeute.

HN

O

HN

O

O

N

H

O

NH

O

NH

ON

H

36


2.3.2.7. Cyclisierung von Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a

Diese Cyclisierung lieferte, wie auch schon die Cyclisierung des reinen Amino-

desoxycholsäure-Trimers 16a, neben dem einfachen Cyclisierungsprodukt, 3α-Valinylamino-

desoxycholsäure-cyclotriamid 38a, auch wieder das Produkt der Cyclodimerisierung,

3α-Valinylaminodesoxycholsäure-cyclohexaamid 38b, wobei bei letzterem die genaue

Struktur bislang nicht völlig sicher geklärt ist (vgl. hierzu die Diskussion im Konformativen

Teil). Die Ausbeuten an diesen beiden Produkten waren sehr gut: das Cyclohexapeptid 38a

konnte säulenchromatographisch in 32.8 %iger Ausbeute isoliert werden, das Cyclododeca-

peptid 38b wurde in einer Ausbeute von 21.8 % erhalten.

O

NH

O

ON

H

O

H

NO

H N

O

HN

O

H

N

O

O

NH

O

NH

OH

N

O

37


2.3.2.8. Cyclisierung von Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a

Diese Cyclisierung lieferte ein Produkt, das bislang nicht eindeutig identifiziert werden

konnte. Ähnlich wie bei einigen der schon beschriebenen Cyclisierungsversuche trat auch hier

bereits während der Cyclisierungsreaktion eine recht große Menge Niederschlag auf, welcher

sich lediglich in DMSO löste. Das Kernresonanzspektrum deutet darauf hin, dass es sich

dabei um das Cyclisierungsaddukt, 3α-Valinylaminocholsäure-cyclotriamid 39, handeln

könnte, jedoch konnte diese Vermutung massenspektrometrisch (FAB, MALDI) nicht

abgesichert werden: der vermutliche Massenpeak der Verbindung bei m/z = 1506.1 (FAB)

entspricht nicht der Molmasse des Cyclus (Mr=1466.13), sondern liegt um ca. 40 Einheiten zu

hoch, und im Bereich der Molmasse konnte weder im FAB noch in der MALDI ein Peak

OH

OHOH

HO

OH

H

N

O

HN

O

HO

HN

O

H

N

O

O

NH

O

NH

O

NH

ON

H

O

NH

O

NH

O

N

H

O

NH

38b


gefunden werden. In beiden fand sich jedoch oberhalb des genannten Massenpeaks jeweils

noch der M++Na-Peak, was die Vermutung untermauert, dass es sich bei dem Signal bei

1506.1 tatsächlich um den Massenpeak der unbekannten Verbindung handelt. Bei der

Differenz von ca. 40 Einheiten zur Molmasse des erwarteten Cyclus 39 liegt zunächst der

Schluß nahe, dass es sich möglicherweise um das erwartete Val-CHS-Cyclotrimer handelt,

welches ein Calciumion (Mr=40.08) oder ein Kaliumion (Mr=39.10) komplexiert hat, doch da

bei der Cyclisierungseaktion weder mit Calcium- noch mit Kaliumhaltigen Verbindungen

gearbeitet wurde, ist dies als eher unwahrscheinlich anzusehen. Zumal in einem solchen Fall

auch ein Massenpeak der reinen, unkomplexierten Verbindung auftauchen sollte, welcher

jedoch weder im FAB-Spektrum noch im MALDI-Spektrum gefunden wurde. Eine zur

sicheren Identifikation notwendige weitere Reinigung und Untersuchung der Verbindung

gestaltet sich aufgrund ihrer schlechten Löslichkeit äußerst schwierig und konnte bislang

leider nicht erfolgreich durchgeführt werden.

HO

OH

OH

HN

O

HN

O

O

N

H

O

NH

O

NH

ON

H

OH

OH

HO

39


2.3.3. Übersicht über die synthetisierten Cyclooligoamide

Ausbeute dargestelltes Cyclooligoamid aus Monomer aus lin. Oligomer

cyclische Oligoamide vom Typ 1

Cyclo-(LCS)2 33a m.n.a) / n.i.b) -

Cyclo-(LCS)3 33b m.n. / n.i. -

Cyclo-(LCS)4 33c m.n. / n.i. -

Cyclo-(DCS)2 34a 32.1 % -

Cyclo-(DCS)3 34b 9.1 % 41.4 %

Cyclo-(DCS)4 34c m.n. / n.i. 31.6 %

Cyclo-(DCS)6 34d - 9.4 %c)

Cyclo-(CHS)2 35a 48.5 % -

Cyclo-(CHS)3 35b m.n. / n.i. m.n. / n.i.

Cyclo-(CHS)4 35c m.n. / n.i. 50.7 %

Cyclo-(CHS)6 35d - 32.6 %c)

cyclische Oligoamide vom Typ 2

Cyclo-(Val-LCS)3 36 - 48.3 %

Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37 - 18.6 %

Cyclo-(Val-DCS)3 38a - 32.8 %

Cyclo-(Val-DCS)6 38b - 21.8 %c)

Cyclo-(Val-CHS)3 39 (???) - 54.0 %d) a) m.n. = massenspektrometrisch nachgewiesen; b) n.i. = nicht isolierbar bzw. nicht isoliert; c) als Cyclodimerisierungsprodukt aus Cyclisierung des linearen Trimers; d) unter der Annahme, dass es sich bei dem iolierten Produkt tatsächlich um diese Verbindung handelt.


3. Konformationsanalyse und Komplexierungsverhalten

3.1. Allgemeine Methoden

3.1.1. Experimentelle Methoden zur Strukturaufklärung

Als sicherste Methode zur experimentellen Strukturaufklärung wird oft die Röntgenstruktur-

analyse angesehen. Sie liefert als direkte Methode neben den genauen Strukturdaten

(Bindungslängen, Bindungswinkel, Torsionswinkel etc.) auch noch Informationen über die

Wechselwirkung mit benachbarten Molekülen, insbesondere von Lösungsmittelmolekülen,

sofern diese im Kristallverband eingeschlossen sind. Der grundsätzliche Nachteil dieser

Methode ist jedoch, dass sie prinzipiell nur Informationen über die Konformation der

untersuchten Verbindung im festen Zustand liefert, welche von den konformativen

Gegebenheiten in Lösung deutlich abweichen kann (die im gelösten Molekül vorhandenen

intramolekularen Bewegungen werden im Kristallgitter teilweise eingefroren), und dass sie

nur für Verbindungen anwendbar ist, die kristallisierbar sind und Einkristalle von

hinreichender Größe und Qualität liefern. Darüberhinaus liefert die Röntgenstrukturanalyse

aufgrund der langen Meßzeiten pro Winkeleinstellung nur gemittelte Atompositionen, wenn

im Kristall schnelle dynamische Prozesse stattfinden.

Als wichtigste experimentelle Methode zur Konformationsanalyse in Lösung dient in der

heutigen Zeit die Kernresonanzspektroskopie29. Neben den eindimensionalen NMR-Experi-

menten (1H, 13C, 15N, 31P) liefern insbesondere auch 2D-Experimente wichtige Informationen

zur Strukturaufklärung. Unter den homonuklearen 2D-Experimenten sind hier besonders H,H-

COSY30, TOCSY31, sowie NOESY32 und ROESY33 zu nennen, weitere strukturelle

Informationen können C,H-korrelierten Spektren wie C,H-COSY30, HMQC34 und HMBC35

entnommen werden. Auch N,H-korrelierte Experimente sind möglich, wurden für die

vorliegende Arbeit jedoch nicht zur Konformationsanalyse herangezogen. Die NMR-

Spektroskopie ist vor allem deshalb besonders interessant, da sich mit ihrer Hilfe nicht nur

Aussagen über Abstände, Winkel oder die Nachbarschaft von Kernen ableiten lassen, sondern

sie auch den Nachweis von Wasserstoffbrücken, dynamischen Konformationsgleichgewichten

und Komplexierungen ermöglicht. Durch Kombination verschiedener NMR-Experimente läßt


sich beispielsweise zuverlässig die Sequenz von Peptiden sowie die Anwesenheit und Lage

sekundärer Strukturmerkmale innerhalb der Peptidkette bestimmen.

Neben der NMR-Spektroskopie und der Röntgenstrukturanalyse können noch weitere

experimentelle Methoden zur Ermittlung struktur- bzw. vor allem konformationsrelevanter

Daten herangezogen werden, die jedoch im Rahmen der vorliegenden Arbeit nicht genutzt

wurden. Erwähnenswert sind hier besonders IR- und CD-Spektren. Die IR-Daten von

NH-Streckschwingungen beispielsweise geben Informationen über die Beteiligung von

Amidprotonen an einer Wasserstoffbrückenbindung36, CD-Spektren können Hinweise auf das

Vorhandensein helicaler Strukturen liefern37.

3.1.2. Theoretische Konformationsanalyse

Theoretische Berechnungen von Molekülgeometrien und –eigenschaften können in drei große

Kategorien eingeteilt werden, welche sich im wesentlichen durch den verwendeten Ansatz

und somit den Anteil empirisch bezogener Daten unterscheiden. Man unterscheidet zwischen

Ab-initio-Methoden, semiempirischen Methoden und empirischen Methoden. Bei geeigneter

Auswahl der Methode sind solche Berechnungen ein wichtiges Hilfsmittel, um die

experimentellen Befunde synthetisierter Verbindungen, beispielsweise aus der

NMR-Spektroskopie, zu ergänzen und zu untermauern, bzw. um im Vorfeld geplanter

Oligomer-Synthesen Informationen über mögliche Konformationen, insbesondere über

sekundäre Strukturmerkmale oder die Präorganisation eventueller Hohlräume von

Wirtverbindungen, der Kandidaten zu erhalten und somit die Auswahl der zu

synthetisierenden Moleküle zu erleichtern. Auch Komplexierungsvorgänge können durch

theoretische Berechnungen simuliert werden und die Energie der gebildeten Komplexe kann

abgeschätzt werden. Die folgenden Ausführungen geben einen kurzen Überblick über die

einzelnen Methoden und ihre Anwendbarkeit auf die in der vorliegenden Arbeit

synthetisierten Systeme.


3.1.2.1. Ab-initio-Methoden38

Quantenmechanische Ab-initio-Rechnungen kommen ohne empirische Parameter aus und

sind bei ausreichendem Basissatz und dunter Berücksichtigung der Elektronenkorrelation die

genauesten theoretischen Methoden zur Struktur- und Konformationsbestimmung. Nachteil

dieser sehr exakten Rechenmethoden: sie erfordern einen ausgesprochen hohen Rechen- und

damit auch Zeitaufwand (die Rechenzeit steigt mit der 5. Potenz der Orbitalzahl!). Daher sind

sie nur für sehr kleine Moleküle sinnvoll einsetzbar. Für die großen Systeme in der

vorliegenden Arbeit sind Ab-initio-Rechnungen, auch in der Variante der DFT-Methoden,

nicht geeignet.

3.1.2.2. Semiempirische Methoden

Die verbreitetsten Programme für semiempirische Molekülberechnungen sind MNDO39

(Modified Neglect of Diatomic Differential Overlap), AM140 (Austin Model 1) und PM341

(Parametrisation Model 3). AM1 ist grundsätzlich für Berechnungen peptidischer und

peptidähnlicher Systeme eine geeignete Methode, MNDO dagegen liefert keine sinnvolle

Beschreibung von Wasserstoffbrücken und ist daher prinzipiell für die Konformationsanalyse

der in dieser Arbeit zu untersuchenden Systeme völlig unbrauchbar. Auch semiempirische

Methoden erfordern jedoch zur Beschreibung der hier synthetisierten Verbindungen viel zu

lange Rechenzeiten, weshalb eine Anwendung hier nicht in Frage kam. Sie finden

hauptsächlich Verwendung für Moleküle mit bis zu 100 Atomen.

3.1.2.3. Empirische Methoden

Zu den empirischen Methoden zählen in erster Linie Kraftfeldrechnungen. Diese Methoden

behandeln Moleküle als starre Kugel-Feder-Modelle. Der besondere Vorteil ist, dass ihre

Rechenzeit nur mit der 2. Potenz der Atomzahl ansteigt und somit auch große Moleküle wie

die hier synthetisierten Steroid-Oligoamide und -Macrolactame mit vertretbarem Rechenzeit-

aufwand analysiert werden können. Die Ergebnisse solcher Berechnungen hängen jedoch

stark von der Wahl der empirischen Parameter ab, weshalb im Hinblick auf die Authentizität

und damit die Qualität der Berechnungen der Wahl des zugrundeliegenden Parametersatzes


eine entscheidende Bedeutung zukommt. Einige Kraftfeld-Parametersätze wurden speziell für

die Berechnung von Peptiden optimiert. Hierzu gehören beispielsweise MM242, MM343,

CHARMM44 und AMBER45. Sie alle berechnen die sterische Energie, welche sich jeweils

summarisch aus mehreren Energiebeiträgen (z.B. Beiträge aus Bindungs- oder Winkeldefor-

mationen, aus van-der-Waals-Wechselwirkungen oder elektrostatischen Wechselwirkungen)

zusammensetzt46. Wichtig für die möglichst korrekte Analyse der in dieser Arbeit zu

untersuchenden Verbindungen ist, dass das verwendete Kraftfeld sowohl den peptidischen als

auch den steroidalen Teil der Moleküle richtig beschreibt. Diese Voraussetzung wird am

besten durch den Parametersatz des AMBER-Kraftfeldes (AMBER = Assisted Model

Building and Energy Refinement) erfüllt, aber auch MM3-Rechnungen sind prinzipiell für

solche Verbindungen geeignet. Da die empirischen Parameter des AMBER-Kraftfeldpro-

gramms auf Lösungs-Daten beruhen, während MM3 Gasphasenparameter verwendet, wurde

für die synthetisierten Systeme bevorzugt AMBER zur Berechnung genutzt.

3.1.2.4. Molekül-Dynamik-Rechnungen

Auch Molekül-Dynamik-Rechnungen (MD) können mit Hilfe eines empirischen Kraftfeldes

durchgeführt werden. Die Technik beruht auf der Berechnung der Kraftkonstanten für innere

molekulare Bewegungskoordinaten durch das Kraftfeld. Durch Lösen der klassischen

Newtonschen Bewegungsgleichung kann dann die Lage jedes Atoms in einem Molekül als

Funktion der Zeit beschrieben werden, wodurch die Simulation von inneren Bewegungen des

Moleküls, auch bei verschiedenen Temperaturen, möglich wird. Mit MD-Rechnungen können

Informationen über verschiedene Regionen einer komplexen Potentialhyperfläche erhalten

werden.

3.2. Untersuchung der synthetisierten Verbindungen

3.2.1. Lineare Oligomere

Um bei Oligomeren aus linear verketteten Bausteinen eine profunde experimentelle

Konformationsanalyse mittels NMR durchführen zu können ist zunächst die Ermittlung der

Sequenz notwendig, damit z.B. Aussagen darüber getroffen werden können, welche Protonen


von in der Sequenz nicht benachbarten Bausteinen in räumlicher Nachbarschaft zueinander

stehen (und somit in Sättigungsexperimenten einen NOE zeigen). Es muß also die Frage

beantwortet werden, welche NMR-Signale zum ersten, zweiten, ..., n-ten Baustein gehören.

Bei klassischen Peptiden, welche aus amidisch verknüpften natürlichen Aminosäuren

bestehen, ist eine solche Sequenzanalyse und -zuordnung in der Regel relativ leicht möglich.

Hierzu kann eine Kombination von Ergebnissen aus TOCSY- und ROESY-Experimenten

genutzt werden: Das TOCSY-Spektrum gibt Informationen darüber, welche Signale zu

jeweils einer Aminosäure gehören und um welche Aminosäure es sich handelt (jede

Aminosäure zeigt im TOCSY ein charakteristisches Signalpattern); über den NOE zwischen

αH eines Aminosäure-Bausteins und Amid-NH des nächsten Bausteins (Signale aus dem

ROESY-Spektrum) können benachbarte Aminosäuren ermittelt werden. Da der

aminoterminale Baustein in der Regel leicht identifizierbar ist, kann so die Sequenz unter

bestimmten Voraussetzungen (z.B. hinreichend gut unterscheidbare Signale der einzelnen

Bausteine in den 2D-Spektren) lückenlos bestimmt und zugeordnet werden.

Im Falle der hier synthetisierten Aminocholansäure-Oligomere vom Typ 1 (direkte amidische

Steroid-Steroid-Verknüpfung, vgl. Kap. 2.2.1.) ist die vollständige Zuordnung der Signale zu

den einzelnen Bausteinen und somit eine exakte Sequenzaufklärung mittels 1H-NMR aus zwei

Gründen nicht möglich:

• Strukturell bedingt sind, auch bei hohen Meßfrequenzen, (von wenigen Ausnahmen wie

Methylprotonen, C3-H und C23-H2 abgesehen) die chemischen Verschiebungen der

CH-Protonen des Steroid-Gerüstes sehr ähnlich und daher bereits bei einem einzelnen

Baustein stark überlagert (im Bereich von ca. 0.8-2.0 ppm), was schon eine exakte

Zuordnung dieser Signale innerhalb eines Bausteins praktisch unmöglich macht. Bei

Oligomeren überlagern sich zusätzlich die Signale der verschiedenen Bausteine in diesem

Bereich, wodurch die Spektren insgesamt sehr unübersichtlich werden. NOEs zwischen

Protonen unterschiedlicher Steroid-Bausteine, welche Aufschlüsse über die vorliegende

Konformation geben, können deshalb nicht identifiziert werden.

• Meßtechnisch bedingt nimmt im TOCSY-Spektrum die Signalintensität der Crosspeaks

mit der Zahl der im Kopplungspfad involvierten Protonen ab. Obwohl zwischen C3 (an

dem die Aminofunktion bzw. der Amid-Stickstoff lokalisiert ist) und C23 (an dem die

Carboxygruppe hängt) eine lückenlose Kopplungskette über die Protonen des Steroid-


Gerüstes besteht, kann daher im TOCSY-Spektrum keine direkte Korrelation zwischen

den Protonen an C3 und C23 eines Bausteins beobachtet werden. Durch die

Unübersichtlichkeit der 1D- und 2D-Spektren im oben beschriebenen Bereich ist auch ein

schrittweises Vorgehen oder die Nutzung anderer NMR-Experimente hier nicht

erfolgreich möglich, weshalb die Sequenzaufklärung mittels NMR praktisch unmöglich

ist.

Entsprechendes gilt für lineare Oligomere vom Typ 2 (alternierende amidische Aminosäure-

Steroid-Verknüpfung, vgl. Kap. 2.2.2.), wobei hier durch das Vorhandensein der natürlichen

Aminosäuren in Einzelfällen zumindest teilweise eine Sequenzzuordnung gelang (siehe

jeweilige NMR-Daten im experimentellen Teil und in Abschnitt 3.2.1.2.).

Aufgrund der genannten Schwierigkeiten konnten bei den synthetisierten linearen

Oligoamiden mittels NMR nur einige wenige konformative Aspekte analysiert werden. Da die

linearen Oligoamide (mit Ausnahme des Typ-2-Monomers Boc-Val-LCS-OMe 21) auch

keine analysierbaren Kristalle lieferten, konnten weitere Informationen zur Konformation nur

aus Kraftfeld-Rechnungen abgeleitet werden. In den folgenden beiden Abschnitten sind einige

Konformationsdaten zu den linearen Oligomeren anhand ausgewählter Beispiele

exemplarisch aufgeführt. Die hier nicht näher aufgeführten Verbindungen zeigten ähnliche

Ergebnisse.

3.2.1.1. Lineare Oligomere vom Typ 1

Überraschenderweise zeigte die NMR-Analyse der linearen Oligomere von 3α-Amino-

lithocholsäure 5a, 3α-Aminodesoxycholsäure 5b und 3α-Aminocholsäure 5c, dass die NMR-

Spektren des Dimers, des Trimers und des Tetramers sich jeweils stark ähneln, und zwar nicht

nur im Bereich von 0.6 - 2.0 ppm, sondern auch bei den charakteristischen Protonen mit

Verschiebungen > 2.0 ppm. Besonders die Amid-NH-Protonen und die zugehörigen CHβ-3

Protonen sowie bei den Oligomeren von Aminodesoxycholsäure und Aminocholsäure auch

die Protonen C12-H bzw. C7-H und C12-H zeigten im Trimer und im Tetramer jeweils

identische Verschiebungen. Für die zwei bzw. drei Amid-NHs im Trimer bzw. im Tetramer

konnte im Spektrum jeweils nur ein scharfes Dublett beobachtet werden. Diese Verhältnisse

werden durch die Abbildungen 3.1., 3.2. und 3.3. verdeutlicht.


Abbildung 3.1. 400MHz-1H-NMR-Spektren von Boc-(LCS)2-OMe 13a und Boc-(LCS)4-OMe

14a (jeweils in CDCl3). Der direkte Vergleich zeigt die Ähnlichkeit der beiden Spektren.

Soweit möglich, ist die Signalzuordnung angegeben. Die Bausteine in 14a wurden wie folgt

differenziert: Boc-LCS-LCS‘-LCS“-LCS“‘-OMe.

Abbildung 3.2. Boc-NH- und Amid-NH-

Signale der Oligomere 15a, 16b und 17a von

Aminodesoxycholsäure im Vergleich (400MHz-1H-NMR, DMSO-d6). Auffällig bei den Amid-

NH-Signalen ist die Ähnlichkeit der jeweils aus

der Signalaufspaltung abgeleiteten Kopplungs-

konstanten JNH-CH. Aufgrund der Flexibilität

der Ketten (siehe weiter unten) kann daraus

jedoch keine strukturelle Information abge-

leitet werden, vielmehr sind diese Kopplungs-

konstanten als zeitliche Mittelwerte über

verschiedene Konformationen sowie beim

Trimer 16b und beim Tetramer 17a auch als

Mittelwerte über alle vorhandenen Amid-NHs

aufzufassen.


Abbildung 3.3.a) 400MHz-1H-NMR-Spektrum des teilweise TFA-veresterten Aminodesoxy-

cholsäure-Trimers Boc-(DCS)3-OMe 16a sowie der OH-Protonen des Tetramers 17a (jeweils

in DMSO-d6). Die durch die teilweise Veresterung bedingte Intensitätsverminderung von zwei

OH-Peaks ermöglichte die Zuordnung der OH-Signale zu den einzelnen Bausteinen. Die

weiteren Informationen zur sicheren Zuordnung lieferte der Vergleich mit dem Spektrum des

Tetramers 17a (die Verschiebung dieser drei OH-Signale ist nahezu identisch mit der der

jeweiligen Signale von 16a). Unterscheidung der Bausteine: Boc-DCS-DCS‘-DCS“-OMe

bzw. Boc-DCS-DCS‘-DCS“-DCS“‘-OMe

Die jeweils abgebildeten Spektren lassen kaum Rückschlüsse auf die Sequenzzuordnung und

damit auch nicht auf die konformativen Verhältnisse zu. Lediglich die OH-Protonen der

Aminodesoxycholsäure-Oligomere konnten direkt bzw. durch den Vergleich von Spektren

sicher den einzelnen Bausteinen zugeordnet werden. Hierbei war auch das NMR-Spektrum

des teilweise TFA-veresterten Aminodesoxycholsäure-Trimers 16a (Abb. 3.3.a) hilfreich, da

hier zwei OH-Signale, und zwar die des mittleren und des carboxyterminalen Bausteins,

durch die teilweise Veresterung des Trimers intensitätsreduziert waren.


Abbildung 3.3.b) 400MHz-TOCSY-Spektrum von Boc-(DCS)3-OH 16b (in DMSO-d6).

Anhand des Aminodesoxycholsäure-Tetramers 17a wurde exemplarisch die energetisch

günstigste Konformation durch eine Kraftfeldrechnung ermittelt. Das globale Minimum der

Rechnung ist in Abbildung 3.4.a) gezeigt. Die Ausbildung einer typischen Sekundärstruktur,

etwa einer Helix, konnte dabei nicht beobachtet werden, was bei Betrachtung der übrigen

lokalen Minima im Bereich bis 30 kJ/mol über dem globalen Minimum plausibel wird. Die

Überlagerung der 35 energetisch günstigsten Konformationen innerhalb dieses Bereichs

liefert nur noch ein undifferenziertes Knäuel und verdeutlicht die relativ hohe Flexibilität

dieses Oligomers (Abb. 3.4.b). Durch diese Flexibilität wird die chemische Umgebung

beispielsweise der drei Amid-NH-Protonen im zeitlichen Mittel so ähnlich, dass daraus ein

einziges scharfes Dublett im NMR resultiert.


Abbildung 3.4.a) Gefundenes Globales Minimum (240.09 kJ/mol) des Tetramers

Boc-(DCS)4-OMe 17a einer Monte-Carlo-Suche im AMBER-Kraftfeld mit 7500 analysierten

Konformationen. Systematische sekundäre Strukturmerkmale zeigt die Verbindung nicht.

Wasserstoffbrückenbindungen sind erkennbar zwischen NH DCS - CO DCS“‘ / OH DCS‘ -

CO DCS‘ / OH DCS“ - OH DCS“‘ (beteiligte Atome jeweils fett hervorgehoben). Die

Bausteine wurden wie folgt unterschieden: Boc-DCS-DCS‘-DCS“-DCS“‘-OMe

Abbildung 3.4.b)

Überlagerung der 35 energie-

günstigsten gefundenen Minima

(im Intervall bis 30 kJ/mol über

dem globalen Minimum) von 17a

aus der Monte-Carlo-Suche.

Dieser Vergleich zeigt die Unter-

schiedlichkeit der verschiedenen

Konformationen und damit die

hohe Flexibilität der Kette.


Abbildung 3.5. 400MHz-TOCSY-Spektrum von Boc-(CHS)4-OMe 20a (in DMSO-d6).

3.2.1.2. Lineare Oligomere vom Typ 2

Wahrscheinlich bedingt durch die in diesen Oligomeren vorhandenen natürlichen

Aminosäuren zeigen die 1H-NMR-Spektren der jeweiligen Verbindungen eine höhere

Signaldifferenzierung als die der Typ-1-Oligomere, insbesondere im NH-Bereich. Dadurch

konnten die charakteristischen Signale (im Bereich > 2.5 ppm) bis zum Dimer, welches

insgesamt ein Tetraamid darstellt, jeweils sicher zugeordnet werden. Bei den Trimeren

konnten zumindest die charakteristischen Signale des aminoterminalen Bausteins sicher

zugeordnet werden. Die Signale des Aminosäureanteils und des Steroidanteils der beiden


anderen Bausteine konnten hier zwar jeweils zusammen je einem Baustein zugeordnet

werden, jedoch gelang es aufgrund der in 3.2.1. genannten Schwierigkeiten nicht, zuzuordnen,

welche Signale zum mittleren und weoche zum carboxyterminalen Baustein gehören.

Auch bei den linearen Typ-2-Oligomeren war eine experimentelle Konformationsanalyse

mittels NMR deshalb nur sehr eingeschränkt möglich. Lediglich beim Typ-2-Monomer, dem

Diamid Boc-Val-LCS-OMe 21a, gelang eine vollständige Konformationsaufklärung, da sie

sich als gut kristallisierbar herausstellte und die Kristalle erfolgreich röntgenstrukturanalytisch

untersucht werden konnten. Die ermittelte Konformation im Kristall ist in Abbildung 3.6.

wiedergegeben. Die Kristallstruktur liefert auch gleichzeitig den Konfigurationsbeweis an C3

des Steroidgerüstes: die Aminogruppe ist tatsächlich α-ständig.

Abbildung 3.6. Kristallstruktur von Boc-Val-LCS-OMe 21a. Die Verbindung kristallisiert in

einem monoklinen Gitter in der Raumgruppe P2(1). Der Kristall enthält kein Lösungsmittel.

Detaillierte Informationen zur Kristallstruktur sind in Anhang B aufgeführt.


Tabelle 3.1. gibt einen Überblick über Winkelbeziehungen charakteristischer Atomgruppen,

wie sie in der Kristallstruktur vorgefunden wurden. Im einzelnen sind dies die Torsionswinkel

NHLCS-CHβ3LCS und NHVal-CHαVal sowie die zur Charakterisierung von Peptidsträngen

üblicherweise angegebenen Torsionswinkel Ψ (hier: NVal-CααααVal-C(O)Val-NLCS) und Φ (hier:

C(O)Val-CααααVal-NVal-C(O)Boc). Ein Vergleich der beiden NH-CH-Torsionswinkel mit NMR-

Daten (und damit mit den konformativen Verhältnissen in Lösung) gelang leider nicht, da die

jeweiligen NH-Signale im NMR-Spektrum breit waren und keine saubere Dublettaufspaltung

zeigten. Dies ist ein Indiz für ein dynamisches Gleichgewicht verschiedener Konformationen

in der CDCl3-Lösung. Genausogut könnte die NH-Signalverbreiterung aber auch durch einen

schnellen Wasserstoffaustausch bedingt sein.

Torsionswinkel bzw. Atomgruppe Winkelmaß

NHLCS-CHβ3LCS -168.2°

NHVal-CHαVal -173.3°

ΨΨΨΨ NVal-CααααVal-C(O)Val-NLCS 23.3°

ΦΦΦΦ C(O)Val-CααααVal-NVal-C(O)Boc

-132.1°

Tabelle 3.1. Charakteristische Winkelbeziehungen in der Kristallstruktur von Boc-Val-LCS-OMe 21a. Rechtsgängige Winkel sind jeweils positiv dargestellt, bei Ψ und Φ entspricht die ekliptische Anordnung der jeweils endständigen Atome einer Gruppe einem Winkel von 0°.


Nachstehend sind exemplarisch einige NMR-Spektren von Typ-2-Oligomeren aufgeführt,

wobei der Schwerpunkt auf der Signalzuordnung liegt (Abbildungen 3.7. bis 3.10.).

Abbildung 3.7. 400MHz-1H-NMR von Boc-Val-CHS-OMe 24a (in CDCl3).


Abbildung 3.8. 400MHz-TOCSY-Spektrum von Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a (in CDCl3).


Abbildung 3.9. 400MHz-TOCSY-Spektrum von Boc-(Val-DCS)2-OMe 29a (in CDCl3).

Die einzelnen Bausteine wurden wie folgt unterschieden: Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-OMe


Abbildung 3.10.a) 400MHz-TOCSY-Spektrum von Boc-(Val-LCS)3-OMe 26a (in CDCl3).

Die Bausteine wurden wie folgt unterschieden: Boc-Val-LCS-Val‘-LCS‘-Val“-LCS“-OMe.


Abbildung 3.10.b)

400 MHz ROESY-Spektrum

von Boc-(Val-LCS)3-OMe

26a (in CDCl3). Die Aus-

schnittvergrößerung zeigt die

NOEs zwischen den Amidpro-

tonen der einzelnen Amino-

lithocholsäure-Bausteine und

den αHs der jeweils zuge-

hörigen Valin-Bausteine.

Zudem wurde das Hexaamid Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a exemplarisch einer theoretischen

Konformationsanalyse unterzogen, um eventuelle konformative Besonderheiten aufzufinden,

da dies mittels NMR nicht gelang. Das gefundene globale Minimum (90.32 kcal/mol) der

Kraftfeldrechnung ist in Abbildung 3.11. aufgeführt. Charakteristische Winkelbeziehungen

aus dieser Konformation sind in Tabelle 3.2. a) und b) wiedergegeben. Soweit möglich

erfolgte für die NH-CH-Torsionswinkel (Tabelle 3.2.b) jeweils ein Vergleich mit

experimentell ermittelten Daten. Dazu wurde aus den NH-Kopplungskonstanten des NMR-

Spektrums (vgl. Abbildung 3.12.) anhand der Karplus-Kurve ein mögliches Winkelintervall

ermittelt. Die relativ gute Entsprechung der NH-CH-Torsionswinkel mit den experimentellen

Daten (siehe Tabelle 3.2.b) gibt Anlaß zu der Vermutung, dass das globale Minimum der

Kraftfeldrechnung eine gute Näherung der tatsächlichen konformativen Verhältnisse in der

CDCl3-Lösung ist. Die unscharfe Signalaufspaltung einiger NH-Protonen im NMR deutet

jedoch auch hier auf ein durch die vergleichsweise hohe Flexibilität des Oligoamids bedingtes

Konformationsgleichgewicht in Lösung bzw. einen schnellen Wasserstoffaustausch hin.

Hinweise auf die Ausbildung einer systematischen repetitiven Sekundärstruktur oder von

besonderen lokalen sekundären Strukturelementen (z.B. loop-Geometrien) konnten nicht

gefunden werden.


Abbildung 3.11. Globales Minimum (90.32 kcal/mol) von Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a einer

MonteCarlo-Suche im AMBER-Kraftfeld. Die Verbindung zeigt keine systematischen sekun-

dären Strukturmerkmale. Wasserstoffbrücken sind erkennbar zwischen NHDCS-COVal“,

CODCS‘-OHDCS‘ und NHVal‘-OHDCS“. Die einzelnen Bausteine wurden wie folgt unterschieden:

Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-Val“-DCS“-OMe.

Baustein Torsionswinkel und entspr. Atomgruppe Winkelmaß

ΦΦΦΦ C(O)Val-CααααVal-NVal-C(O)Boc

- 150.9° Val

ΨΨΨΨ NVal-CααααVal-C(O)Val-NDCS

137.1°

ΦΦΦΦ‘ C(O)Val‘-CααααVal‘-NVal‘-C(O)DCS

- 160.1° Val‘

ΨΨΨΨ‘ NVal‘-CααααVal‘-C(O)Val‘-NDCS‘

115.7°

ΦΦΦΦ“ C(O)Val“-CααααVal“-NVal“-C(O)DCS‘

-143.2° Val“

ΨΨΨΨ“ NVal“-CααααVal“-C(O)Val“-NDCS“

131.4°

Tabelle 3.2.a) Torsionswinkel Φ und Ψ aus dem globalen Minimum der Kraftfeldrechnung von Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a. Rechtsgängige Winkel sind jeweils positiv dargestellt, die ekliptische Anordnung der jeweils endständigen Atome einer Gruppe entspricht einem Winkel von 0°. Die Bausteine wurden wie folgt unterschieden: Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-Val“-DCS“-OMe.


Abbildung 3.12. NH-Signale und JNH-CH-Kopplungskonstanten von Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a

(400MHz-Spektrum, CDCl3). Unsichere Angaben aufgrund der unscharfen Signalaufspaltung

sind in Klammern angegeben. Die Bausteine wurden wie folgt unterschieden:

Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-Val“-DCS“-OMe.

aus Modelling aus NMR Baustein ϕ(NH-CαH) bzw.

ϕ(NH-C3H) JNH-CH entspr. Winkelintervall

aus Karplus-Kurve

Val 148.5° (8.03) (128.3°-157.1°)

DCS 136.0° 7.53 126.9°-153.9°

Val‘ 129.3° 8.53 a) 130.4°-160.9° a)

DCS‘ 120.4° (6.53) b) (123.1°-148.6°) b)

Val“ 152.8° 8.04 a) 128.7°-157.2° a)

DCS“ 171.9° (7.03) b) (125.1°-151.2°) b)

Tabelle 3.2.b) NH-CH-Torsionswinkel aus dem globalen Minimum der Kraftfeldrechnung von Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a und entsprechende mögliche Winkelintervalle aus NMR-Daten, berechnet aus den Kopplungskonstanten JNH-CH mit Hilfe der Karplus-Kurve. Unsichere Werte aufgrund von ungenauen experimentellen Daten sind in Klammern gesetzt. Rechtsgängige Winkel aus dem globalen Minimum sind jeweils positiv dargestellt, bei den aus NMR-Daten berechneten Winkelintervallen handelt es sich um Beträge, daher sind die Winkel stets positiv. Es wurde nur jeweils das Winkelintervall angegeben, das mit dem Winkel des globalen Minimums korrespondiert. Die Bausteine werden wie folgt unterschieden: Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-Val“-DCS“-OMe. a) und b): Zuordnung im NMR unsicher, möglicherweise sind DCS‘ und DCS“ bzw. Val‘ und Val“ jeweils paarweise vertauscht.


3.2.2. Cyclische Oligomere

Für die in dieser Arbeit synthetisierten Aminocholansäure-Macrocyclen (Davis schlägt für

solche Cholansäurehaltigen Macrolactame den allgemeinen Sammelbegriff „Cyclocholamide“

vor47) wurden aufgrund ihrer Symmetrie durchweg stark vereinfachte NMR-Spektren mit

einem einfachen Signalsatz beobachtet (eine Ausnahme). Neben der Konformationsanalyse

war bei den cyclischen Aminocholansäure-Oligoamiden auch ihre Eignung für

Komplexierungsversuche von Bedeutung. Hierzu wurden exemplarisch einige

Untersuchungen durchgeführt. Die Ergebnisse sind in den folgenden beiden Abschnitten

dargestellt.

3.2.2.1. Macrolactame aus Typ-1-Bausteinen

Die Cyclooligomere der 3α-Aminodesoxycholsäure 5b und der 3α-Aminocholsäure 5c bieten

aufgrund ihrer OH-Gruppen am Steroid-Gerüst, welche als (nichtkovalente) Bindungsstellen

für kleine organische Gastmoleküle dienen können, prinzipiell gute strukturelle

Voraussetzungen für den Einsatz als Wirtverbindungen für Komplexierungen. Weitere

wichtige Voraussetzungen für die Eignung als Komplexbildner sind eine gute Löslichkeit und

vor allem das Vorhandensein eines Hohlraumes, der hinreichend groß ist für die Aufnahme

von Gastmolekülen. Daher war zunächst eine Untersuchung der konformativen Verhältnisse

in geeignet erscheinenden Kandidaten interessant.

Das 3α-Aminodesoxycholsäure-cyclodiamid 34a war gut kristallisationsfähig und konnte

röntgenstrukturanalytisch untersucht werden. Die Kristallstruktur (Abbildung 3.13.a)

erbrachte den Beweis dafür, dass auch in der Aminodesoxycholsäure die Aminogruppe

α-ständig ist. Zudem lieferte die Kristallstruktur sehr genaue Aufschlüsse über die Größe des

im Inneren des Cyclodimers vorhandenen Hohlraumes. Die Projektion der van-der-Waals-

Oberfläche zeigt, dass der Hohlraum zu klein ist, um ein Gastmolekül aufzunehmen

(Abbildung 3.13.b).


Abbildung 3.13.a) Schwingungsellipsoid-Darstellung der Kristallstruktur von cyclo-(DCS)2

34a. Der NH-C3H-Torsionswinkel beträgt in der im Kristallverband fixierten Konformation

136.1°. Detaillierte Informationen zur Kristallstruktur sind in Anhang C aufgeführt.

Abbildung 3.13.b) Darstellung der van-der-Waals-Oberfläche der im Kristall fixierten

Konformation von 34a. Die Abbildung zeigt, dass die Verbindung keinen hinreichend großen

Hohlraum zur Aufnahme von Gastmolekülen bietet. Der Kern-Kern-Abstand zwischen den

Sauerstoffen der beiden OH-Gruppen beträgt zwar 4.93203 Å, unter Berücksichtigung der

van-der-Waals-Radien verbleiben für den Hohlraum jedoch lediglich ca. 1.5 Å.


Allerdings ergab die Untersuchung der Kristallstruktur auch, dass pro Cyclodiamid jeweils

zwei Moleküle Methanol und zwei Moleküle Wasser in das Kristallgitter eingebaut sind.

Diese sind über einen Ring aus Wasserstoffbrücken seitlich an den Cyclus gebunden

(Abbildung 3.13.c), wobei die Verbindung zum jeweils nächsten Cyclus im Kristallverband

über eine Wasserstoffbrücke vom Wassermolekül zum Carbonylsauerstoff des benachbarten

Cyclodiamids hergestellt wird (Abbildung 3.13.d). Bei der Anordnung der Lösungs-

mittelmoleküle im Kristallgitter handelt es sich gewissermaßen um eine side-on-

Komplexierung.

Abbildung 3.13.c) Je zwei Wassermoleküle und zwei Methanol-Moleküle sind im Kristall

über ein Band von Wasserstoffbrückenbindungen mit einem Molekül des Cyclodiamids 34a

assoziiert. Die Abbildung zeigt zur besseren Veranschaulichung der Verhältnisse zwei

Perspektiven. Die Anordnung der im Kristallverband integrierten Lösungsmittelmoleküle

kann als side-on-Komplexierung interpretiert werden.

Abbildung 3.13.d) Relative Anordnung der Cyclodiamide 34a zueinander im Kristallgitter.

Die Abbildung zeigt, dass zwei benachbarte Cyclen jeweils indirekt über ein Wassermolekül

durch Wasserstoffbrückenbindungen miteinander verbunden sind.


Das Cyclodiamid 34a wurde zum Vergleich mit der Kristallstruktur auch einer theoretischen

Konformationsanalyse mittels einer Kraftfeldrechnung unterzogen. Abbildung 3.14.a zeigt

das gefundene globale Minimum der Verbindung. Die abgebildete Konformation zeigt, dass

das Cyclodimer gegenüber der Konformation in der Kristallstruktur unsymmetrisch und zur

anderen Seite aufgeklappt ist. Die Amidprotonen der Peptidbindung sind in Richtung der

offenen Seite gedreht und weisen damit gegenüber der Kristallstruktur in die

gegenüberliegende Richtung. Ein lokales Minimum, das nur um 8.2 kJ/mol über dem globalen

Minimum liegt, zeigt eine der Kristallstruktur sehr ähnliche Konformation (Abbildung

3.14.b).

Abbildung 3.14.a) Gefundenes globales Minimum der Verbindung 34a aus einer Monte-

Carlo-Suche im Amber-Kraftfeld (172.7 kJ/mol). Das Minimum zeigt eine unsymmetrische

Konformation. NH-C3H-Torsionswinkel: - 150.9° und - 142.4°.

Abbildung 3.14.b) Lokales Minimum von 34a aus der Monte-Carlo-Suche (179.9 kcal/mol).

Diese annähernd C2-symmetrische Konformation wurde 91 mal gefunden und liegt nur um

8.2 kJ/mol über dem gefundenen globalen Minimum. Sie entspricht in etwa der Konformation

im Kristall. Es wurden nur 5 Konformationen mit niedrigerer Energie gefunden (incl.

globales Minimum). NH-C3H-Torsionswinkel: jeweils 142.8°.


Die side-on-Komplexierung der Lösungsmittelmoleküle im Kristallverband machte prinzipiell

eine weitere Untersuchung des Komplexierungsverhaltens in Lösung interessant. Bedauer-

licherweise erwies sich die durch Kristallisation gereinigte Verbindung als unlöslich in

Chloroform (im Gegensatz zur noch verunreinigten Verbindung) und in anderen

nichtkompetitiven NMR-Lösungsmitteln, so dass weitere Komplexierungsexperimente nicht

durchgeführt werden konnten. Selbst in DMSO war das Cyclodiamid 34a nach der

Kristallisation nur noch sehr schlecht löslich. Immerhin war die Löslichkeit ausreichend, um

ein NMR-Spektrum von der Verbindung zu erhalten (Abbildung 3.15.).

Abbildung 3.15. 400MHz-1H-NMR von cyclo-(DCS)2 34a (in DMSO-d6).

Für den Hohlraum im 3α-Aminocholsäure-cyclodiamid 35a sind im Grunde ähnliche

Verhältnisse zu erwarten wie in 34a, jedoch mit dem wesentlichen Unterschied, dass ein

schüsselartiges Aufklappen des Cyclus zu einer Seite, wie es in der Kristallstruktur von 34a

zu beobachten ist, hier aufgrund des sterischen Anspruches der zusätzlichen OH-Gruppen an

C7 der beiden Steroid-Gerüste nicht möglich sein sollte. Zudem war auch hier eine

Untersuchung des Komplexierungsverhaltens in Lösung durch die Unlöslichkeit der

Verbindung in Chloroform oder anderen nichtkompetitiven NMR-Lösungsmitteln erschwert.

Die Kristalle, die aus Ethanol/Tetrahydrofuran erhalten wurden, hatten leider keine


hinreichend gute Qualität, um röntgenstrukturanalytisch untersucht zu werden. Auch durch

wiederholtes Umkristallisieren und die Wahl anderer Lösungsmittelsysteme konnten hierfür

keine geeigneten Kristalle erhalten werden. Selbst nach intensiver Trocknung der Kristalle,

die aus EtOH/THF erhalten wurden, enthielten sie noch erhebliche Mengen Lösungsmittel,

vor allem Ethanol, wie das NMR-Spektrum (Abbildung 3.16.) zeigt Dies ist möglicherweise

darauf zurückzuführen, dass die Lösungsmittelmoleküle ähnlich wie in cyclo-(DCS)2 im

Kristallgitter integriert sind, dem Intensitätsverhältnis zufolge 1-2 Moleküle EtOH pro

Cyclus. Besonders auffällig in diesem NMR-Spektrum ist das im Vergleich zu anderen

Aminocholsäure- und Aminodesoxycholsäure-Verbindungen ungewöhnlich weit hochfeld-

verschobene Proton der C12-OH-Gruppe. Eine abschließende Erklärung für diesen Hochfeld-

Shift konnte bislang nicht gefunden werden.

Abbildung 3.16. 400MHz-1H-NMR von cyclo-(CHS)2 35a (in DMSO-d6). Der Bereich von 3.0

bis 4.4 ppm ist vergrößert dargestellt. Das Spektrum zeigt, dass die erhaltenen Kristalle noch

große Mengen Ethanol enthielten. Die Integration der Signale ergibt ein Verhältnis von etwa

1-2 Molekülen Ethanol pro Molekül 35a. Die C12-OH-Gruppe des Cyclodiamids ist auffällig

weit hochfeld-verschoben. Signalzuordnungen erfolgten zum Teil mit Hilfe des TOCSY-

Spektrums der Verbindung.


Im Gegensatz zu den Cyclodiamiden 34a und 35a, die keine hinreichend großen Hohlräume

aufweisen, um darin Gastmoleküle aufzunehmen, zeigt eine Modellingstudie des

3a-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamids 34b, dass das Innere dieser Verbindung groß genug

ist, um ein Glucosemolekül aufzunehmen (Abbildung 3.17.).

Abbildung 3.17. Modellingstudie zur Ermittlung der Hohlraumgröße in Cyclo-(DCS)3 34b.

Das Bild zeigt, dass der Tricyclus in seinem Inneren ein Glucosemolekül aufnehmen kann.

Dies korrespondiert mit den Erkenntnissen von Davis, der über Kraftfeldrechnungen bei

einem geringfügig kleineren Cyclotriamid aus drei bis-nor-Aminocholsäurebausteinen

ebenfalls einen hinreichend großen Hohlraum für die Komplexierung von Kohlenhydraten

festgestellt hatte47. Aufgrund der guten Löslichkeit des Cyclotriamids 34b in Chloroform ist

es zudem gut geeignet für Komplexierungsexperimente. Die Glucose hingegen ist in

Chloroform nicht löslich, weshalb eine Komplexierung stattdessen mit dem in Chloroform

besser löslichen n-Dodecyl-β-Glucosid 40 versucht wurde.

Hierzu wurde ein 1:1 Gemisch von 34b und 40 (Konzentration jeweils 10 mM in CDCl3)

NMR-spektroskopisch untersucht und mit den Spektren der reinen Verbindungen verglichen.

Der Vergleich der 1H-NMR-Spektren zeigt, dass im Gemisch einige Signale der beiden

Verbindungen deutlich gegenüber der jeweis reinen Verbindung verschoben sind (Abbildung

3.18.), was deutlich auf die Ausbildung eines Wirt-Gast-Komplexes hindeutet. Besonders das

Signal des NH-Protons erfährt einen erheblichen Tieffeld-Shift um fast 0.4 ppm, außerdem


wird das Signal breit und unscharf, was insgesamt auf eine Beteiligung an einer

Wasserstoffbrückenbindung hinweisen könnte. Die Komplexbildungskonstante wurde auf ca.

200-9000 l·mol-1 geschätzt.

Abbildung 3.18. 600MHz-1H-NMR-Spektren von cyclo-(DCS)3 34b, n-Dodecyl-β-Glucosid 40

und dem 1:1-Gemisch beider Verbindungen (Konzentration jeweils 10 mM in CDCl3).

Abbildung 3.19. zeigt eine durch Kraftfeldrechnung ermittelte mögliche Konformation eines

Komplexes aus 34b und dem zu 40 analogen Octylglucosid. In der Abbildung sind einige

H-H-Entfernungen zwischen C23-H2-Protonen des Cyclotriamids und Ringprotonen des

Glucosids gekennzeichnet, die hinreichend klein sind, um in Sättigungsexperimenten einen

NOE zu zeigen. Im ROESY-Spektrum können auch tatsächlich NOE-Crosspeaks zwischen

dem AB-System an C23 und den Ringprotonen des Glucosids beobachtet werden (Abbildung

3.20.).


Abbildung 3.19. Gefundenes Globales Minimum aus einer Docking-Prozedur im AMBER-

Kraftfeld für den Komplex aus 34b und n-Octyl-β-Glucosid. In der Kalottendarstellung sind

einige mögliche NOEs zwischen den Protonen an C23 des Cyclotriamids und den

Ringprotonen des Glucosids markiert.

Abbildung 3.20. Ausschnitt aus dem 600MHz-ROESY-Spektrum des Komplexes aus 34b und

40. Das Spektrum zeigt tatsächlich NOEs zwischen den C23-Protonen von 34b und Glucosid-

Ringprotonen. Zur Signalzuordnung vgl. Abb. 3.18.


Das zu 34b analoge Cyclotriamid cyclo-(CHS)3 35b der Aminocholsäure konnte leider nicht

rein erhalten werden, weshalb Komplexierungsversuche hiermit nicht in Frage kamen. Bei

dem Versuch der Synthese dieser Verbindung war als Hauptprodukt der Hexacyclus

cyclo-(CHS)6 35d entstanden. Die übrigen in dieser Arbeit synthetisierten Typ-1-Oligomere

der Aminocholansäuren wurden nicht mehr auf ihr Komplexierungsverhalten untersucht, da

einerseits mit jedem zusätzlichen Baustein der Hohlraum größer wird und damit nur noch für

wenige Gastmoleküle geeignet ist, und da andererseits mit jedem Baustein die Flexibilität des

Moleküls größer wird und damit die Präorganisation des Hohlraumes abnimmt, was die

Bindungsstärke auch zu gut passenden Gästen prinzipiell verringern sollte.

Ein deutlicher Hinweis auf die zunehmende Flexibilität der Cyclen findet sich durch

Vergleich der NMR-Signale der Protonen an C23 von Cyclo-(DCS)3 34b, Cyclo-(DCS)4 34c

und Cyclo-(DCS)6 34d. Der Vergleich zeigt, dass die beiden Signale des AB-Systems mit

steigender Ringgröße unschärfer werden und zusammenrücken, wobei im Cyclohexamer nur

noch ein Signal für beide Protonen zu beobachten ist (Abbildung 3.21.). Dieses Phänomen ist

mit großer Wahrscheinlichkeit darauf zurückzuführen, dass aufgrund der mit der Ringgröße

steigenden Flexibilität der Cyclen das NMR-Spektrum lediglich einen Mittelwert aus

zahlreichen (meist unsymmetrischen) sich dynamisch ineinander umwandelnden

Konformationen abbildet, in denen die Protonen an C23 der einzelnen Bausteine jeweils

unterschiedliche Umgebungen haben. Abschließend ist aus der Reihe der Typ-1-Oligocyclen

noch das NMR-Spektrum von Cyclo-(CHS)6 35d abgebildet (Abbildung 3.22.).


Abbildung 3.21. Vergleich der 1H-NMR-Spektren von Cyclo-(DCS)3 34b, Cyclo-(DCS)4 34c

und Cyclo-(DCS)6 34d (400 MHz, CDCl3). Mit steigender Ringgröße ist eine zunehmende

Unschärfe und ein Zusammenrücken der Signale der beiden Protonen an C23 zu erkennen.

Abbildung 3.22. 400MHz-1H-NMR-Spektrum von Cyclo-(CHS)6 35d.


3.2.2.2. Macrolactame aus Typ-2-Bausteinen

Bei der kernresonanzspektroskopischen Untersuchung der drei Typ-2-Cyclotrimere

Cyclo-(Val-LCS)3 36, Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37 und Cyclo-(Val-DCS)3 38a zeigte sich in

Chloroform eine ungewöhnlich starke Tieffeld-Verschiebung des jeweiligen Steroid-NH-

Protons (Abbildungen 3.23. a und b). Zudem war dieses Signal jeweils unscharf und deutlich

verbreitert (siehe zum Vergleich auch die NH-Signale in den Spektren der linearen Analoga,

Abb. 3.10.a und 3.12.).

Abbildung 3.23.a) 400MHz-TOCSY-Spektrum von Cyclo-(Val-LCS)3 36 (in CDCl3). Das

Spektrum weist einen einfachen Signalsatz auf, der (im zeitlichen Mittel) auf eine Symmetrie

des Cyclus hindeutet. Die Crosspeaks belegen, dass es sich bei dem tieffeldverschobenen

NH-Signal um das Amid-Proton der LCS-Bausteine handelt.


Abbildung 3.23.b) Charakteristische Signcle aus den 400MHz-1H-NMR-Spektren (jeweils in

CDCl3) der Verbindungen Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37 (unten) und Cyclo-(Val-DCS)3 38a (oben).

Die beiden Spektren zeigen analoge Verhältnisse wie das Spektrum von 36.

Diese Beobachtungen deuten auf eine Beteiligung dieses Protons an einer Wasserstoffbrücke

hin. Eine plausible Möglichkeit hierfür liegt in der Ausbildung einer intramolekularen

Wasserstoffbrückenbindung zum Carbonylsauerstoff des nächsten Steroid-Bausteins unter

Ausbildung eines γ-loops. Diese lokale Konformation ist in Abbildung 3.24. am Beispiel der

Verbindung 36 aufgezeigt.


Abbildung 3.24. γ-loop-Konformation (grau unterlegt) in Cyclo-(Val-LCS)3 36. Rechts sind

zwei verschiedene mögliche Geometrien, eine mit äquatorial (A) und eine mit axial (B)

ständiger Seitenkette, aufgeführt.

Zur Überprüfung dieser Vermutung wurde die Verbindung 36 einer theoretischen

Konformationsanalyse unterzogen (Amber-Kraftfeld, Monte-Carlo-Suche mit 9845

Schritten). Das globale Minimum und zwei weitere lokale Minima sind in Abbildung 3.25.

abgebildet. Während im globalen Minimum (206.89 kJ/mol, 4x gefunden) zwar eine

Wasserstoffbrücke, aber keine γ-loop-Konformation zu beobachten ist, zeigt bereits das über

zwei Wasserstoffbrücken stabilisierte lokale Minimum mit der zweitniedrigsten Energie (nur

um 0.18 kJ/mol höher als das globale Minimum) zumindest an einer Stelle diese Geometrie.

In fast allen folgenden lokalen Minima war ebenfalls mindestens ein γ-loop enthalten. Auch

lokale Minima mit drei γ-Loops wurden gefunden, eines davon (239.63 kJ/mol) mit zwei

äquatorialen und einem axialen γ-turn ist exemplarisch abgebildet. Allen gefundenen Minima

gemeinsam ist, dass ausschließlich NH-Protonen des Steroids an Wasserstoffbrücken beteiligt

sind, was sich mit den experimentellen Befunden deckt. Die Vielzahl unterschiedlicher

Konformationen mit ähnlicher Energie erklärt auch die Unschärfe der Signale im NMR, die

sich wahrscheinlich aus einem dynamischen Gleichgewicht dieser Konformationen in Lösung

ergibt (ein Wasserstoffaustausch als Ursache für die NH-Signalverbreiterung wird hier

aufgrund der Tatsache, dass auch alle anderen Signale keine scharfe Aufspaltung zeigen, als

insgesamt eher unwahrscheinlich angesehen, kann aber nicht sicher ausgeschlossen werden).


Abbildung 3.25. Gefundenes Globales Minimum (A, 206.89 kJ/mol) und zwei weitere lokale

Minima (B, 207.07 kJ/mol und C, 239.63 kJ/mol) von Cyclo-(Val-LCS)3 36 aus einer Monte-

Carlo-Suche im AMBER-Kraftfeld. Die abgebildeten Konformationen zeigen, dass

ausschließlich NH-Protonen von LCS-Bausteinen an Wasserstoffbrückenbindungen beteiligt

sind. Erst in der Geometrie mit der zweitniedrigsten Energie zeigt sich die vermutete γ-loop-

Konformation.

γγγγ

γγγγ γγγγ

γγγγ


Winkelmaß Baustein Torsionswinkel A B C

ϕ(NH-CαH) 154.5° 9.9° - 145.2°

ΦΦΦΦ C(O)Val-CααααVal-NVal-C(O)LCS

- 142.1° 69.9° - 78.9° Val 1

ΨΨΨΨ NVal-CααααVal-C(O)Val-NLCS 159.8° - 61.3° 67.4°

LCS 1 ϕ(NH-C3H) 172.5° - 156.9° 139.6°

ϕ(NH-CαH) 152.2° 154.2° - 141.2°

ΦΦΦΦ‘ C(O)Val-CααααVal-NVal-C(O)LCS

- 138.0° - 147.8° - 78.5° Val 2

ΨΨΨΨ‘ NVal-CααααVal-C(O)Val-NLCS

83.5° 136.2° 73.7°

LCS 2 ϕ(NH-C3H) 137.4° - 160.8° - 178.8°

ϕ(NH-CαH) 153.6° 154.7° 4.3°

ΦΦΦΦ“ C(O)Val-CααααVal-NVal-C(O)LCS - 146.0° - 141.7° 70.7° Val 3

ΨΨΨΨ“ NVal-CααααVal-C(O)Val-NLCS 134.9° 160.8° - 60.1°

LCS 3 ϕ(NH-C3H) -162.7° 178.3° 146.6°

Tabelle 3.3. Charakteristische Winkelbeziehungen aus den in Abb. 3.25. gezeigten Minima der Kraftfeldrechnung zu Cyclo-(Val-LCS)3 36. Rechtsgängige Winkel sind jeweils positiv dargestellt, die ekliptische Anordnung der jeweils endständigen Atome einer Gruppe entspricht einem Winkel von 0°. Die Bausteine wurden entsprechend der Abbildung in CO!NH-Richtung von 1 bis 3 durchnumeriert.

Bei der Synthese von cyclo-(Val-DCS)3 38a war eine weitere Verbindung (38b) in größerer

Menge angefallen, die säulenchromatographisch rein isoliert werden konnte. Die massen-

spektrometrische Analyse mittels MALDI zeigt, dass diese Verbindung die doppelte Masse

besitzt und somit ein Cyclodimerisierungsaddukt darstellt. Besonders ungewöhnlich an dieser

Verbindung ist das 1H-NMR-Spektrum, welches gegenüber allen anderen in dieser Arbeit

synthetisierten Macrolactamen als einziges keinen einfachen Signalsatz zeigt, sondern einen


doppelten, der ein Intensitätsverhältnis von 1:1 aufweist (Abbildung 3.26.a). Es gibt also im

Molekül jeweils zwei unterscheidbare Valin- und DCS-Einheiten, woraus insgesamt eine

C3-Symmetrie abgelektet werden kann. Bei der Signalzuordnung innerhalb eines Signalsatzes

waren vor allem das TOCSY/Spektrum (Abbildung 3.26.b) und das ROESY-Spektrum

hilfreich, aber auch Informationen aus dem HMQC (Abbildung 3.26.c) waren zur

Signalzuordnung notwendig. Die Frage, ob und ggf. wo die beiden Signalsätze ineinander

übergehen, wird später geklärt.

Abbildung 3.26.a) 600MHz-1H-NMR-Spektrum der Verbindung 38b (in CDCl3). Die beiden

Signalsätze sind in A und B unterschieden, die Zuordnung war durch zweidimensionale

NMR-Experimente (TOCSY, ROESY und DQF-COSY sowie HMQC) möglich (vgl.

Abb. 3.27.).


Abbildung 3.26.b) 600MHz-TOCSY-Spektrum der Verbindung 38b.


Abbildung 3.26.c) HMQC-Spektrum von 38b. Einige besonders charakteristische

Zuordnungen sind angegeben. Auffällig ist die große Verschiebungsdifferenz der beiden

Protonen von C22 (evtl. C23, Zuordnung nicht völlig sicher) im Signalsatz A.


Abbildung 3.27. Korrelationsbeziehungen, auf denen im NMR von 38b die Signalzuordnung

innerhalb eines Signalsatzes (in NH!CO-Richtung von C3-H eines Steroid-Bausteins zu

C19-H3 des nächsten Steroid-Bausteins) beruht. Gestrichelte Linien: direkte/indirekte

H,H-Korrelation aus TOCSY und DQF-COSY; Durchgezogene Linien: NOEs aus ROESY.

Die NMR-Befunde deuten neben der für eine so komplexe Verbindung – immerhin handelt es

sich um ein Cyclododecaamid – ungewöhnlich guten Kristallisationsfähigkeit auf eine

besondere Struktur mit höherer Ordnung hin. Grundsätzlich kommen hier drei verschiedene

Verbindungstypen in Frage (siehe Abbildung 3.28.): ein einfaches Cyclododecaamid (A), ein

Catenan aus zwei kettenförmig verknüpften cyclo-(DCS)3-Ringen (B), oder ein verknotetes

Cyclododecaamid, ein sogenanntes Knotan (C). Catenane48 und Knotane49 aus Amid-

Macrocyclen wurden in jüngerer Zeit von Vögtle dargestellt und untersucht. Die Ergebnisse

dieser Arbeiten wurden zur Bewertung der verschiedenen Varianten mit herangezogen, wobei

allerdings berücksichtigt werden mußte, dass bei der hier untersuchten Verbindung 38b durch

die Amid-Bindungen eine Bindungsrichtung vorgegeben war, die als zusätzliche Komponente

die Symmetrie und die Zahl und Art der möglichen Stereoisomere beeinflußt. Bei den von

Vögtle vorgestellten Catenanen und Knotanen lag eine solche Gesamt-Bindungsrichtung nicht

vor, da die Amid-Bindungsrichtungen alternierend waren und sich so insgesamt

gegeneinander aufhoben.


Abbildung 3.28. Allgemeine Topologie der verschiedenen Varianten von 38b. A: einfacher

Cyclus, B: Catenan, C: Knotan.

Für die Catenan-Variante (B) und das Knotan (C) sind unter Berücksichtigung der gegebenen

Stereochemie der Bausteine jeweils zwei diastereomere Formen denkbar (Abbildung 3.29.

a und b).

Abbildung 3.29.a) Mögliche Diastereomere von Catenanen mit sich wiederholenden

Bausteinen definierter Stereochemie (L-Aminosäuren, Steroid-Gerüst) und vorgegebener

Bindungsrichtung (durch Pfeile gekennzeichnet). Zur Herleitung vgl. Anhang D.


Abbildung 3.29.b) Mögliche Diastereomere von Knotanen mit sich wiederholenden

Bausteinen definierter Stereochemie (L-Aminosäuren, Steroid-Gerüst) und vorgegebener

Bindungsrichtung (durch Pfeile gekennzeichnet). Zur Herleitung vgl. Anhang D.

Dies ergibt sich aus dem Umstand, dass den einzelnen Cyclen durch die Amid-Bindungen

jeweils eine Richtung zugeordnet werden kann. Da eine Lösung der Kristallstruktur aufgrund

der Empfindlichkeit der Kristalle und ihres relativ geringen Streuvermögens bisher nicht

gelang, war es zur Strukturaufklärung nun zunächst nötig, zu klären, welche der angegebenen

Varianten am besten mit den Ergebnissen der NMR-Experimente korrespondiert. Dass der

doppelte Signalsatz aus einem Gemisch von Diastereomeren resultiert, konnte mit einiger

Sicherheit ausgeschlossen werden, da auch nach mehreren Kristallisationen das

Intensitätsverhältnis zwischen beiden Signalsätzen absolut identisch blieb. Es handelt sich

also mit großer Wahrscheinlichkeit um eine einzige Verbindung, entweder um den einfachen

Cyclus (Variante A aus Abb. 3.28.), oder um eines der beiden Diastereomere des Catenans

oder des Knotans.

Nach aller Erfahrung sollte ein einfacher Macrocyclus (Variante A), auch ein größerer,

lediglich einen einfachen Signalsatz im NMR zeigen, ähnlich wie die anderen in dieser Arbeit

synthetisierten höheren Cyclen (z.B. cyclo-(DCS)6 34d und cyclo-(CHS)6 35d). Eine starke

Fixierung einer einzelnen Konformation durch Wasserstoffbrückenbindungen, die eine Unter-

scheidbarkeit von jeweils zwei Valin- und DCS-Bausteinen mit verschiedenen Umgebungen

(und damit unterschiedlichen Signalsätzen) zur Folge hätte, kann hier weitgehend

ausgeschlossen werden, da aufgrund der insgesamt hohen Flexibilität des großen Ringes in

Lösung von einem schnellen dynamischen Gleichgewicht mehrerer Konformationen


ausgegangen werden muß – dies würde auf der NMR-Zeitskala wiederum einen einfachen

Signalsatz aus einer gemittelten Konformation zur Folge haben. Variante A kann also

aufgrund der NMR-Befunde als insgesamt recht unwahrscheinlich angesehen werden.

Bei Catenanen sind die Überlegungen etwas komplexer. Hier muß berücksichtigt werden, ob

die beiden Ringe schnell gegeneinander rotieren oder ob sie nicht bzw. langsam rotieren

(jeweils bezogen auf die NMR-Zeitskala). Im Fall einer schnellen Rotation sollte sich für ein

Diastereomer lediglich ein einfacher Signalsatz ergeben, da die beiden Diastereomere jeweils

eine zweizählige Drehachse besitzen. Aus dem gleichen Grund sollten bei langsamer bzw.

nicht vorhandener Rotation, (diese hatte Vögtle bei den von ihm synthetisierten Catenanen

beobachtet48), unterscheidbare Signalsätze auftreten, da an der Kontaktstelle der beiden Ringe

die Ausbildung von Wasserstoffbrücken erwartet wird. Somit sollte ein Signalsatz aus den an

der Kontaktstelle lokalisierten Bausteinen (pro Ring je eine Valin und eine DCS-Einheit) und

(mindestens) ein Signalsatz aus den nicht an der Kontaktstelle lokalisierten Bausteinen

resultieren. Drei Signalsätze wären hier ebenfalls möglich, da aufgrund der Richtungs-

komponente der Amidkette die nicht an der Kontaktstelle lokalisierten Bausteine (pro Ring je

zwei Valin- und zwei DCS-Einheiten) jeweils unterschiedliche Umgebungen aufweisen.

Wenn sich nur zwei Signalsätze ergeben, sollten sie jedoch im Intensitätsverhältnis 1:2

auftreten, was im Widerspruch zu den NMR-Befunden steht. Da das Vorliegen eines

Diastereomerengemisches bereits ausgeschlossen wurde (dies könnte – schnelle Rotation

vorausgesetzt – zwei verschiedene Signalsätze, jeder von einem der Diastereomere, erklären)

scheidet ein Catenan (B) als mögliche Strukturvariante ebenfalls aus und es bleibt lediglich

eines der Knoten-Diastereomere (Variante C) als Möglichkeit übrig.

Die Knotan-Variante wird im Folgenden anhand von Modellingstudien und der detaillierten

Betrachtung von zweidimensionalen NMR-Experimenten, insbesondere dem ROESY, näher

untersucht. Dabei ist zunächst die Frage zu klären, ob in einem Knoten tatsächlich zwei

unterscheidbare Baustein-Sätze auftreten und ob diese hinreichend fixiert sind und nicht ihre

Position tauschen, denn sonst würde auch die Knotan-Variante als mögliche Struktur den

doppelten NMR-Signalsatz im Verhältnis 1:1 nicht erklären können.

Ein mögliches Knoten-Diastereomer wurde einer theoretischen Konformationsanalyse

unterzogen. Da bei Knoten eine Ringöffnung während der Rechnung vermieden werden

mußte, konnten die sonst üblichen Verfahren zur Konformationssuche mit Hilfe von Monte-


Carlo-Rechnungen nicht angewendet werden. Stattdessen wurde eine unsymmetrische

Startgeometrie des Knotens mittels stochastischer Dynamik (SD) untersucht. Über einen

Zeitraum von 6000 ps bei 1200 K wurden insgesamt die Koordinaten von 2000 Geometrien

gespeichert. Diese Geometrien wurden anschließend im Kraftfeld optimiert. Das globale

Minimum dieser Suche ist in Abbildung 3.30.a) gezeigt.

Abbildung 3.30.a) Globales Minimum (218.75 kJ/mol) einer SD-Simulation (AMBER-

Kraftfeld) zur Energieoptimierung einer der beiden diastereomeren Knotengeometrien von

38b (SD = stochastische Dynamik). Die abgebildete Konformation ist über 9 Wasserstoff-

brückenbindungen stabilisiert und weist C3-Symmetrie auf. (Das andere Diastereomer wurde

auf die gleiche Weise untersucht. Es liegt energetisch um 13,82 kJ/mol höher und zeigt keine

C3-Symmetrie; vgl. Abbildung in Anhang D)

Man erkennt eine C3-symmetrische Konformation des Knotens, die an den drei Kontaktstellen

des zusammenhängenden Stranges jeweils durch drei Wasserstoffbrücken fixiert ist. Dadurch

entstehen jeweils zwei unterscheidbare Valin- und DCS-Bausteine. Die lokale Geometrie


einer Kontaktstelle ist in Abbildung 3.30.b) wiedergegeben. Dort sind einige

H,H-Entfernungen markiert, die einen NOE ergeben sollten, und außerdem die

Wasserstoffbrückenbindungen hervorgehoben. Interessant ist in diesem Zusammenhang, dass

in einem Strang ein Valin-Amidproton an einer Wasserstoffbrücke beteiligt ist, im anderen

ein DCS-Amidproton. Dies korrespondiert mit dem NMR-Spektrum, in dem das Valin-

Amidproton des Signalsatzes A und das DCS-Amidproton des Signalsatzes B jeweils stark

tieffeldverschoben sind. Ein solcher Tieffeld-Shift wird üblicherweise dann beobachtet, wenn

die Amidprotonen in Wasserstoffbrücken fixiert sind. Bei der weiteren Diskussion der

kraftfeldoptimierten Knoten-Konformation aus Abbildung 3.30.a) wurden deshalb die Valin-

und DCS-Bausteine jeweils analog der NMR-Zuordnung in A und B unterschieden (siehe

Bezeichnung der beiden Stränge in Abbildung 3.30.b).

Abbildung 3.30.b) Lokale Geometrie einer der drei identischen Kontaktstellen im Globalen

Minimum des Knotans. Wasserstoffbrückenbindungen (gestrichelte Linien) sowie einige

charakteristische H,H-Entfernungen, die einen NOE ergeben sollten (Doppelpfeile), sind

hervorgehoben. Die beiden Stränge sind entsprechend der Signalzuordnung im NMR in A und

B unterschieden.

Tabelle 3.4. listet einige charakteristische im Knoten-Modelling (Abb. 3.30.a) gefundene

H,H-Entfernungen auf, die einen NOE ergeben sollten (< 3 Å) und gibt an, ob diese

theoretisch zu erwartenden NOEs experimentell bestätigt werden konnten. Besonders NOEs,

die zwischen jeweils einem Proton von Strang A und Strang B auftreten sollten, werden als


charakteristisch angesehen, aber auch NOEs, die aufgrund der besonderen Konformation nur

innerhalb eines Stranges auftreten sollten, im anderen aber nicht. Es zeigt sich, dass jeder

dieser erwarteten besonders charakteristischen NOEs tatsächlich eine experimentelle

Entsprechung im ROESY hat. Exemplarisch sind die NOE-Crosspeaks zwischen den

Methylprotonen an C21 beider Signalsätze mit je einem der beiden Protonen von C23-H2 des

B-Signalsatzes in einem Ausschnitt des ROESY-Spektrums markiert (Abbildung 3.31.). Im

Knoten-Modelling zeigte tatsächlich nur eines der C23B-Protonen (das pro-S-ständige) zu den

C21A-Methylprotonen einen für einen NOE hinreichend kleinen Abstand, und zwar das

gleiche Proton, das auch zu einem der beiden C23A-Protonen einen Abstand hat, der einen

NOE erwarten läßt – und diesen auch im NMR zeigt. Zur C21B-Methylgruppe hingegen zeigt

nur das pro-R-ständige Proton einen starken NOE (vgl. Markierungen in Abbildung 3.30.b).

betrachtete Wasserstoffatomea) Kernabstände aus Modellingb)

NOE-Crosspeak im ROESY

αH(ValB) - βH(ValA) 3.00 Å ja

C23-HR(DCSB) - C23-HR(DCSA) C23-HR(DCSB) - C23-HS(DCSA) C23-HS(DCSB) - C23-HR(DCSA) C23-HS(DCSB) - C23-HS(DCSA)

5.16 Å 3.74 Å 3.79 Å 2.64 Å

nein nein nein ja

C23-HR(DCSB) - C21-H3(DCSA) C23-HS(DCSB) - C21-H3(DCSA)

3.98 Å 2.28 Å

(nein)c)

ja

C23-HR(DCSB) - C21-H3(DCSB) C23-HS(DCSB) - C21-H3(DCSB)

2.28 Å

3.27 Å ja

(ja)d)

NH(ValB) - C22-H2(DCSB)e) 2.19 Å 2.82 Å

ja ja

a) Bei prochiralen (prostereogenen) Gruppen sind die diastereotopen Protonen jeweils durch die Indices R (für pro-R-chiral) und S (für pro-S-chiral) differenziert.

b) Bei mehreren möglichen Abständen ist der, der einen NOE zeigen sollte, fett gedruckt. c) es ist ein sehr schwacher NOE-Crosspeak erkennbar, der jedoch gegenüber dem anderen

vernachlässigbar klein ist. (vgl Abb. 3.31.) d) dieser NOE-Crosspeak ist deutlich kleiner als der andere. (vgl. Abb. 3.31.) e) im A-Strang hat die Steroid-Seitenkette eine andere Konformation (vgl. Abb. 3.30.b), in der

aufgrund des großen H,H-Abstandes (jeweils > 4 Å) entsprechende NOEs nicht zu erwarten sind und auch nicht beobachtet werden. Auf eine Differenzierung der diastereotopen Protonen von C22 wurde verzichtet, da beide einen NOE zeigen.

Tabelle 3.4. Einige charakteristische H,H-Kernabstände aus dem Modelling der Knotenvariante von 38b, die aufgrund ihrer Distanz (bis 3 Å) einen NOE zeigen sollten.


Abbildung 3.31. Ausschnitt aus dem ROESY-Spektrum von 38b. Die NOE-Crosspeaks der

Protonen von C23-H2 des Signalsatzes B zu den Protonen von C21-H3 beider Signalsätze sind

markiert. Es zeigt sich – auch hinsichtlich der Intensität – eine deutliche Übereinstimmung

mit den aufgrund der Kernabstände aus dem Modelling erwarteten NOEs (siehe auch

Tabelle 3.5.b).

Eine gute Entsprechung (bei DCSA zumindest tendenziell) zeigt sich auch beim Vergleich der

aus der optimierten Knotenkonformation abgelesenen NH-CH-Torsionswinkel mit den

Winkelintervallen, die sich jeweils aus den Kopplungskonstanten JNH-CH im NMR-Spektrum

ergeben (Tabelle 3.5.a).

pro-R

pro-S


aus Modelling aus NMR Baustein ϕ(NH-CαH) bzw.

ϕ(NH-C3H) JNH-CH entspr. Winkelintervall

aus Karplus-Kurve

ValA 141.6° 7.38 126.4°-153.2°

DCSA 174.9° 9.06 132.2°-166.1°

ValB 170.9° 10.20 135.9°-180.0°

DCSB 129.7° 5.10 117.1°-141.8°

Tabelle 3.5.a) NH-CH-Torsionswinkel aus dem globalen Minimum der Knotanvariante (Abb. 3.30.a) von 38b und entsprechende mögliche Winkelintervalle aus NMR-Daten, berechnet aus den Kopplungskonstanten JNH-CH mit Hilfe der Karplus-Kurve. Rechtsgängige Winkel aus dem globalen Minimum sind jeweils positiv dargestellt, bei den aus NMR-Daten berechneten Winkelintervallen handelt es sich um Beträge, daher sind die Winkel stets positiv. Es wurde nur jeweils das Winkelintervall angegeben, das mit dem Winkel des globalen Minimums korrespondiert. Die Bausteine werden entsprechend Abb. 3.30.b) (Signalzuordnung im NMR) in A und B unterschieden.

Baustein Torsionswinkel und entspr. Atomgruppe Winkelmaß

ΦΦΦΦ C(O)Val-CααααVal-NVal-C(O)DCS - 92.6°

ValA ΨΨΨΨ

NVal-CααααVal-C(O)Val-NDCS 135.7°

ΦΦΦΦ‘ C(O)Val-CααααVal-NVal-C(O)DCS

- 129.3° ValB

ΨΨΨΨ‘ NVal-CααααVal-C(O)Val-NDCS

127.8°

Tabelle 3.5.b) Torsionswinkel Φ und Ψ aus dem globalen Minimum der Knotanvariante von 38b. Rechtsgängige Winkel sind jeweils positiv dargestellt, die ekliptische Anordnung der jeweils endständigen Atome einer Gruppe entspricht einem Winkel von 0°. Die Bausteine wurden analog Tab. 3.5.a) in A und B unter-schieden.

Die angegebenen Vergleichsdaten zeigen, dass die aus dem Modelling der Knotenvariante

von 38b erhaltenen Daten recht gut mit den experimentellen Befunden übereinstimmen. Auch

die hohe Rigidität der Knotengeometrie (siehe Abbildung 3.30.c) spricht für diese Variante.


Abbildung 3.30.c) Überlagerung von 20 lokalen Minima aus der SD-Rechnung des Knotens

innerhalb eines Intervalls von 30 kJ/mol. In diesem Intervall wurden 280 Geometrien

gefunden. Dargestellt sind die erste, die 280ste und dazwischen 18 weitere in regelmäßigen

Energieabständen. Die Überlagerung zeigt die hohe Rigidität des Knotens: Alle überlagerten

Minima haben sehr ähnliche Konformationen.

Abschließend war nun noch zu überprüfen, ob im NMR ein Übergang zwischen beiden

Signalsätzen identifiziert werden kann, d.h. ob die jeweils zugehörigen Bausteine in einem

Molekül aneinanderhängen, und wo dieser Übergang im Molekül jeweils lokalisiert ist. Dieser

Übergang konnte im ROESY-Spektrum anhand von sehr schwachen NOE-Crosspeaks

zwischen C3-H des einen und den Methylprotonen an C19 des jeweils anderen Signalsatzes

gefunden werden (siehe Abbildung 3.32.). Diese Crosspeaks waren zwar ausgesprochen

schwach (was in Anbetracht des großen Abstandes der entsprechenden Protonen von über 4 Å


zu erwarten war), hoben sich aber deutlich und eindeutig vom Rauschen ab, so dass hier von

echten NOE-Crosspeaks ausgegangen werden kann.

Abbildung 3.32. Ausschnitt aus dem ROESY-Spektrum von 38b. Die sehr schwachen NOE-

Crosspeaks der C19-Methylgruppen eines Signalsatzes zu den C3-Protonen des jeweils

anderen Signalsatzes belegen den Übergang zwischen den Signalsätzen.

Die guten Übereinstimmungen aus dem Vergleich der mittels Kraftfeldrechnung ermittelten

Konformation des diskutierten Knoten-Diastereomers mit den Befunden aus verschiedenen

NMR-Experimenten sind deutliche Indizien dafür, dass es sich bei der Verbindung 38b

tatsächlich um den postulierten molekularen Knoten handelt (Das andere Diastereomer zeigt

durch die fehlende C3-Symmetrie eine deutlich schlechtere Übereinstimmung; vgl. auch

Abbildung in Anhang D). Einen endgültigen Beweis hierfür kann jedoch nur die Lösung der

Kristallswruktur erbringen. Diese gelang bisher leider nicht, da die erhaltenen Kristalle trotz

sehr guter Qualität ein zu geringes Streuvermögen aufwiesen und während der Messung

zerfielen. Weitere Versuche zur Lösung der Kristallstruktur sind im Gange, konnten aber im

Rahmen dieser Arbeit nicht mehr erfolgreich abgeschlossen werden.


4. Zusammenfassung und Ausblick

4.1. Zusammenfassung

Die vorliegende Arbeit ist Teil eines Forschungsprojektes mit dem Ziel, lineare und cyclische

Oligopeptide zu untersuchen, die 3α-Aminocholansäuren 5 als nichtnatürliche Aminosäure-

bausteine enthalten. Von konkretem Interesse sind hierbei vor allem die Aspekte

Selbstorganisation und Molekulare Erkennung. Im Rahmen dieser Arbeit sollten dazu in

einem ersten Ansatz zunächst homologe lineare und cyclische Amid-Oligomere aus zwei

verschiedenen Typen von Aminocholansäure-Bausteinen synthetisiert und hinsichtlich ihrer

Konformation und exemplarisch auch auf ihr Komplexierungsverhalten hin untersucht

werden.

Zuerst wurde hierzu eine Synthese für die Aminocholansäuren so optimiert, dass ausgehend

von den im Handel erhältlichen Cholansäuren 1 das jeweilige 3α-Epimer 5a-c in wenigen

Synthesestufen selektiv, in großer Menge und ohne die Notwendigkeit chromatographischer

Reinigungsschritte zugänglich wurde. Als Baustein-Typen für die Oligoamide dienten die

reinen Aminocholansäuren (Typ 1) und die aminoterminal um eine natürliche Aminosäure

verlängerten Aminocholansäuren (Typ 2).


Die Synthese der linearen Oligoamide gelang durch Standard-Peptidkopplung mit Boc- und

Methylester-Schutzgruppenchemie. Als geeignete Kopplungsreagenzien erwiesen sich DEPC

und EDC, wobei u.a. aufgrund der hohen Giftigkeit von DEPC bevorzugt EDC eingesetzt

wurde. Bei der Kettenverlängerung war die Wahl einer geeigneten Strategie von Bedeutung.

Da der blockweise Aufbau (vgl. Kapitel 2, Schema 2.5.a) nur geradzahlige Oligomere liefert,

wurde dieser Weg nur exemplarisch für die Synthese der Aminolithocholsäure-Oligoamide

Boc-LCS2-OMe 13a und Boc-LCS4-OMe 14a eingeschlagen. Alle anderen linearen

Oligoamide wurden durch sequentielle Kettenverlängerung (Kapitel 2, Schema 2.5.b)

hergestellt. In der Peptidchemie werden Oligopeptide dabei üblicherweise aminoterminal

verlängert, weil die hierzu notwendige Abspaltung der Boc-Schutzgruppe in der Regel

schonend und quantitativ durch den Einsatz von Trifluoressigsäure möglich ist, während die

zur carboxyterminalen Verlängerung notwendige quantitative Methylester-Spaltung ungleich

schwieriger ist und nur unter erheblich drastischeren Bedingungen erreicht werden kann.

Zumindest für die Aminodesoxycholsäure(DCS)- und Aminocholsäure(CHS)-haltigen

Oligomere wurde in dieser Arbeit trotzdem fast ausschließlich die carboxyterminale

Kettenverlängerung gewählt, da sich herausstellte, dass bei der Abspaltung der

Boc-Schutzgruppe in diesen Systemen eine unerwünschte Nebenreaktion eintritt: die freien

OH-Gruppen der DCS- bzw. CHS-Bausteine reagieren teilweise mit Trifluoressigsäure zu den

entsprechenden Estern, wie bei der Synthese von Boc-DCS3-OMe 16a durch aminoterminale

Verlängerung des entsprechenden Dimers 15a deutlich wurde. Die carboxyterminale

Kettenverlängerung sollte daher auch in zukünftigen Versuchen die Methode der Wahl sein,

wenn Aminocholansäuren mit freien OH-Gruppen zu Oligoamiden gekoppelt werden.

Insgesamt konnten bei den einzelnen Kopplungsschritten der Oligoamid-Synthese gute bis

sehr gute Ausbeuten erzielt werden. Die folgende Aufstellung zeigt, welche linearen

Oligomere im einzelnen synthetisiert wurden:


Typ-1-Oligomere

Typ-2-Oligomere

Boc-LCSn-OMe mit n = 2, 4 Boc-(Val-LCS)n-OMe mit n = 1, 2, 3

Boc-DCSn-OMe mit n = 2, 3, 4 Boc-(Lys[Z]-LCS)n-OMe mit n = 1, 2, 3

Boc-CHSn-OMe mit n = 2, 3, 4 Boc-(Val-DCS)n-OMe mit n = 1, 2, 3

Boc-(Val-CHS)n-OMe mit n = 1, 2, 3

Vom gut kristallisationsfähigen Typ-2-Monomer Boc-Val-LCS-OMe 21a konnte die

Kristallstruktur gelöst werden (Abbildung 4.1.).

Abbildung 4.1. Kristallstruktur des Typ-2-Monomers Boc-Val-LCS-OMe 21a.

Eine systematische repetitive Sekundärstruktur bzw. besondere sekundäre Strukturelemente

waren weder in den linearen Typ-1-Oligomeren noch in den Typ-2-Oligomeren

identifizierbar. Der Grund hierfür liegt wahrscheinlich in der hohen Flexibilität der linearen

Oligomere – sie weisen in der theoretischen Konformationsanalyse recht unterschiedliche

energieähnliche Konformationen auf, wie das Beispiel des Aminodesoxycholsäure-Tetramers

Boc-DCS4-OMe 17a belegt: Die Überlagerung der in einer Monte-Carlo-Rechnung

gefundenen 35 Geometrien niedriger Energie zeigt aufgrund der Verschiedenartigkeit der

Konformationen nur ein undifferenziertes Knäuel (Abbildung 4.2.).


Abbildung 4.2. Überlagerung der 35 energiegünstigsten Konformationen (bis 30 kJ/mol über

dem globalen Minimum) aus der theoretischen Konformationsanalyse (AMBER-Kraftfeld)

von Boc-DCS4-OMe 17a. Das resultierende undifferenzierte Knäuel verdeutlicht die

Unterschiedlichkeit der Konformationen und damit die hohe Flexibilität der Kette. Links ist

das globale Minimum abgebildet.

Bei der Synthese der cyclischen Oligoamide wurden zwei Synthesewege gewählt – zum einen

die Oligocyclisierung von Monomeren (nur Typ 1), zum anderen die Cyclisierung linearer

Oligomere (Typ 1 und Typ 2) (siehe Kapitel 2, Schema 2.6.).

Die Oligocyclisierung der Typ-1-Monomere lieferte wie erwartet bei allen drei

Aminocholansäuren neben dem Cyclodimerisierungsprodukt auch noch höhere Oligomere.

Massenspektrometrisch konnte jeweils das Cyclotrimer und das Cyclotetramer nachgewiesen

werden (siehe z.B. das FAB-Massenspektrum des Produktgemisches aus der Oligocycli-

sierung von 3α-Aminolithocholsäure 5a in Abbildung 4.3.).


Abbildung 4.3. FAB-Massenspektrum des Produktgemisches aus der Oligocyclisierung von

3α-Aminolithocholsäure 5a.

Isoliert werden konnten bei diesen Oligocyclisierungen jedoch lediglich die Cyclocholamide

Cyclo-DCS2 34a, Cyclo-DCS3 34b und Cyclo-CHS2 35a. Bei der Oligocyclisierung von

3α-Aminolithocholsäure wurden keine geeigneten Chromatographiebedingungen für eine

Trennung des Gemisches gefunden und die Macrocyclen Cyclo-DCS4 34c, Cyclo-CHS3 35b

und Cyclo-CHS4 35c waren bei den jeweiligen Oligocyclisierungs-Reaktionen in zu geringer

Menge entstanden, weshalb eine Isolierung aus dem Oligomeren-Gemisch nicht möglich war.

Die Cyclooligomere 34c und 35c konnten allerdings durch Cyclisierung der entsprechenden

linearen Oligomere in größerer Menge hergestellt und isoliert werden. Cyclo-CHS3 35b war

jedoch auch durch Cyclisierung des entsprechenden linearen Oligoamids nicht zugänglich, da

es bei dieser Reaktion nur in sehr geriger Menge entstand – Hauptprodukt dieser

Cyclisierungsreaktion war das Cyclodimerisierungs-Addukt Cyclo-CHS6 35d. Auch bei der

Cyclisierung des linearen DCS-Trimers konnte ein solches Cyclohexamer isoliert werden

(Cyclo-DCS6, 34d), hier allerdings nur als Nebenprodukt.

Zur Herstellung von Typ-2-Oligomeren wurden lediglich die linearen Trimere

Boc-(Val-LCS)3-OMe 26a, Boc-(Lys[Z]-LCS)3-OMe 28a, Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a und

Boc-(Val-CHS)3-OMe 32a cyclisiert. Als direkte Cyclisierungsprodukte konnten


Cyclo-(Val-LCS)3 36, Cyclo-(Lsy[Z]-LCS)3 37 und Cyclo-(Val-DCS)3 38a sowie bei der

Cyclisierung von 30a auch das Cyclodimerisierungsprodukt Cyclo-(Val-DCS)6 38b isoliert

und sicher identifiziert werden. Das Produkt der Cyclisierung des Valinylaminocholsäure-

Trimers 32a konnte nicht eindeutig als Cyclo-(Val-CHS)3 39 identifiziert werden, da bei der

massenspektrometrischen Analyse kein entsprechender Massenpeak gefunden wurde. Eine

weitere Untersuchung und Identifizierung der isolierten Verbindung war aufgrund ihrer

schlechten Löslichkeit bislang nicht möglich. Die folgende Aufstellung gibt einen Überblick

über die synthetisierten Cyclocholamide:

Typ-1-Macrolactame

Typ-2-Macrolactame

Cyclo-LCSn mit n = 2a), 3a), 4a) Cyclo-(Val-LCS)3

Cyclo-DCSn mit n = 2, 3, 4, 6 Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3

Cyclo-CHSn mit n = 2, 3a), 4, 6 Cyclo-(Val-DCS)n mit n = 3, 6

Cyclo-(Val-CHS)3b)

a) nicht isoliert, aber massenspektrometrisch nachgewiesen. b) fraglich, ob es sich bei dem isolierten Produkt um diese Verbindung handelt.

Von dem gut kristallisationsfähigen Aminodesoxycholsäure-cyclodiamid (Cyclo-DCS2) 34a

konnte die Kristallstruktur gelöst werden. Es zeigte sich, dass im Kristallgitter mit jedem

Molekül 34a jeweils zwei Moleküle Methanol und zwei Wassermoleküle seitlich über ein

zusammenhängendes Band von Wasserstoffbrücken assoziiert sind (Abbildung 4.4.). Dabei

handelt es sich gewissermaßen um eine side-on-Komplexierung. Die Konformation des

Aminodesoxycholsäure-cyclodiamids 34a im Kristall entspricht dabei in etwa der eines

lokalen Minimums aus einer Monte-Carlo-Suche im AMBER-Kraftfeld, das um 8.2 kJ/mol

über dem gefundenen globalen Minimum liegt (Abbildung 4.4.).


Abbildung 4.4. Kristallstruktur von Cyclo-DCS2 34a mit seitlich über Wasserstoffbrücken-

bindungen assoziierten Lösungsmittelmolekülen (links) und lokales Minimum (8.2 kJ/mol über

dem globalen Minimum) mit vergleichbarer Konformation aus einer Monte-Carlo-Suche im

AMBER-Kraftfeld (rechts).

Während der Hohlraum des Cyclodiamids 34a noch zu klein war, um ein Gastmolekül

aufzunehmen, zeigte eine Modellingstudie, dass der Hohlraum des Aminodesoxycholsäure-

cyclotriamids 34b hinreichend groß ist, um ein Glucosemolekül zu komplexieren. Tatsächlich

konnte durch NMR-Experimente gezeigt werden, dass Cyclo-DCS3 34b das Dodecyl-

Glucosid 40 komplexiert (Abbildung 4.5.).


Abbildung 4.5. 1H-NMR-Spektrum (600 MHz) eines 1:1-Gemisches aus Cyclo-DCS3 34b und

n-Dodecyl-β-Glucosid 40 (jeweils 10 mM in CDCl3). Zum Vergleich sind auch die Spektren

der reinen Verbindungen aufgeführt.

Eine Besonderheit konnte in den NMR-Spektren der Typ-2-Cyclotrimere Cyclo-(Val-LCS)3

36, Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37 und Cyclo-(Val-DCS)3 38a gefunden werden: Das NH-Proton

des Steroid-Bausteins ist jeweils breit und deutlich tieffeldverschoben (Abbildung 4.6.), was

auf eine Beteiligung dieses Protons an Wasserstoffbrückenbindungen hindeutet. Bevorzugt

sollten diese in γ-loops lokalisiert sein, wie eine Modellingstudie zeigt. Die Breite des Signals

deutet in Verbindung mit der unscharfen Aufspaltung der anderen Signale darauf hin, dass das

NMR ein gemitteltes Spektrum verschiedener sich dynamisch ineinander umwandelnder

Konformationen abbildet. Eine NH-Signalverbreiterung könnte prinzipiell aber auch aus

einem schnellen Wasserstoffaustausch resultieren. Für eine genaue Klärung wären hier

weitere Experimente notwendig.


Abbildung 4.6. 1H-NMR-Spektrum (400 MHz, CDCl3) von Cyclo-(Val-DCS)3 38a. Das

NH-Signal des Aminodesoxycholsäure-Bausteins ist tieffeldverschoben und breit. Die beiden

Cyclen Cyclo-(Val-LCS)3 36 und Cyclo-(Lys[Z]-LCS)3 37 zeigen analoge Spektren.

Bei der Cyclisierung des linearen Typ-2-Trimers Boc-(Val-DCS)3-OMe 30a wurde neben

dem direkten Cyclisierungsprodukt 38a noch eine Verbindung 38b mit doppelter Masse

isoliert, welche durch NMR-Experimente in Kombination mit Molecular-Modelling-

Methoden relativ sicher als eines von zwei möglichen Knotan-Diastereomeren identifiziert

werden konnte (Abbildung 4.7.a und b). Alternative Varianten mit anderer Topologie wie ein

einfacher Cyclus und ein Catenan konnten dabei weitgehend ausgeschlossen werden. Auch

das andere mögliche Knotan-Diastereomer zeigte keine so gute Übereinstimmung mit den

experimentellen Ergebnissen. Ein endgültiger Beweis dafür, dass Verbindung 38b tatsächlich

ein Knotan ist, konnte allerdings bislang nicht erbracht werden. Hierfür wäre die Lösung der

Kristallstruktur erforderlich, welche jedoch bisher noch nicht gelang. Die Verbindung bleibt

daher bis zur endgültigen Aufklärung der Topologie Gegenstand weiterer Untersuchungen.

Abbildung 4.7.a) Mögliche Diastereomere von Knotanen der Verbindung 38b mit sich

wiederholenden Bausteinen definierter Stereochemie (L-Aminosäuren, Steroid-Gerüst) und

vorgegebener Bindungsrichtung (durch Pfeile gekennzeichnet) (siehe hierzu auch Anhang D).


Abbildung 4.7.b) Globales Minimum des wahrscheinlich bei Verbindung 38b vorliegenden

Knoten-Diastereomers aus einer Modelling-Studie. Das andere Diastereomer zeigt keine

C3-Symmetrie und liegt einergetisch um 13,82 kJ/mol höher (siehe Anhang D).

4.2. Ausblick

In der vorliegenden Arbeit wurde eine Auswahl homologer linearer und cyclischer

Oligoamide mit Aminocholansäure-Bausteinen vorgestellt. Vor allem die hier synthetisierten

cyclischen Systeme zeigen vielversprechende Ansätze hinsichtlich der im Forschungsprojekt

interessierenden Aspekte Selbstorganisation und Molekulare Erkennung. Deshalb sollten

weitere Arbeiten auf dem Gebiet der Aminocholansäurehaltigen Oligoamide folgen.

Zunächst wäre es hier interessant, nichthomologe Oligoamide, also solche mit nichtrepetitiven

Sequenzen, zu synthetisieren und zu untersuchen. Dabei ist auch die Einführung von

zusätzlicher Funktionalität, sowohl über Seitenketten natürlicher L-Aminosäuren als auch


über an C7 und/oder C12 modifizierte Aminocholansäure-Bausteine von Bedeutung.

Beispielhaft war eine solche Weiterfunktionalisierung mit der Synthese homologer

Lysinhaltiger Oligoamide in der vorliegenden Arbeit bereits realisiert worden. Solche gezielt

funktionalisierten Systeme sollten gerade im Bereich der molekularen Erkennung,

möglicherweise auch als künstliche Enzyme, ein hohes Potential haben, besonders

hinsichtlich ihrer Selektivität bezüglich ausgewählter Substrate. Insbesondere im Hinblick auf

die effiziente und systematische Permutation von Sequenzen mit kombinatorischen Methoden

und auf ein systematisches Screening auf Sequenzen mit besonders guten Komplexierungs-

eigenschaften für bestimmte Gastmoleküle sollte dann in einem nächsten Schritt eine

Festphasensynthese von (linearen und cyclischen) Oligoamiden mit Aminocholansäuren

etabliert werden. Insgesamt bietet der Einsatz von Aminocholansäure-Bausteinen eine Vielfalt

an Perspektiven. Die folgende Übersicht zeigt beispielhaft die genannten Möglichkeiten auf:


5. Experimenteller Teil

5.1. Allgemeines

5.1.1. Bemerkungen

Die für die Synthesen verwendeten α-Aminosäuren wurden in der natürlichen L-Form

eingesetzt. Alle verwendeten Lösungsmittel wurden nach Standardmethoden getrocknet und

gereinigt bzw. als p.a.-Ware direkt eingesetzt. Soweit nicht ausdrücklich erwähnt, wurden alle

Reaktionen ohne Schutzgasatmosphäre durchgeführt. Bei den dargestellten Substanzen

handelt es sich, falls nichts anderes angegeben wurde, um farblose bis schwach gelbe

Feststoffe.

Die EI- und FAB-Massenspektren wurden auf einem Match 5 Auto-Spec Massenspektrometer

der Firma Varian aufgenommen. M.A.L.D.I.-Spektren wurden mit dem Gerät VOYAGER DE

der Firma RP Biospectrometry gemessen.

Kernresonanzspektren wurden (soweit nicht anders erwähnt bei Raumtemperatur) mit den

Geräten DPX200 (200 MHz), DRX400 (400 MHz) bzw. DRX600 (600 MHz) der Firoa

Bruker aufgenommen. Die chemischen Verschiebungen beziehen sich dabei auf DMSO-d6

(2.49 ppm) bzw. CDCl3 (7.24 ppm) als interner Standard. und sind als δ-Werte in ppm relativ

zu TMS (0.0 ppm) angegeben. Zur Charakterisierung der Aufspaltungsmuster wird der

übliche Abkürzungscode verwendet: s = Singulett, d = Dublett, t = Triplett, q = Quartett; m =

Multiplett, dd = Dublett von Dubletts, dt = Dublett von Tripletts, (br) = breit, (Fk) =

Feinkopplung, etc. Bei 1H-NMR-Spektren von Substanzen mit Cholansäuregerüst wurden nur

charakteristische Signale zugeordnet (i. d. R. Peaks > 2 ppm sowie die Methylgruppen des

Steroidgerüstes).

Analytische Dünnschichtchromatographie (DC) wurde auf kieselgelbeschichteten

Aluminiumfolien der Firma Merck (Kieselgel 60 F254, d = 0.25 mm) durchgeführt. Zur

Detektion wurde Molybdatophosphorsäure/Cer(IV)-Sulfat-Lösung [lit] verwendet.


Präparative säulenchromatographische Trennungen wurden, soweit nicht anders erwähnt,

unter folgenden Standardbedingungen durchgeführt:

Als Trennsäule diente eine 50 cm lange Glassäule (Ø 1 cm), für die jeweils ca. 40-41 g Flash-

Kieselgel (Silica 32-63 mesh) der Firma ICN verwendet wurden; die Trennung erfolgte unter

geringem Druck, der durch eine herkömmliche Aquariumpumpe der Firma Schego

(Typ M2K 3) erzeugt wurde, mit den jeweils angegebenen Laufmittelgemischen.

Die Röntgenstrukturanalysen erfolgten an einem automatischen Vierkreisdiffraktometer vom

Typ P4 der Firma Siemens (Verbindungen 6b und 21a) bzw. an einem mit Flächendetektor

ausgerüsteten Dreikreisdiffraktometer vom Typ axs CCD 1000 der Firma Bruker (Verbindung

34a) jeweils mit monochromatisierter Mo-Kα-Strahlung.


5.1.2. Abkürzungen

AAV allgemeine Arbeitsvorschrift abs. absolut Ac Acetyl aCN α-Cyano-Zimtsäure (Matrix für MALDI-Experimente) Ac2O Essigsäureanhydrid AcOH Essigsäure AS Aminosäure ber. berechnet Boc tert-Butyloxycarbonyl- Boc2O Di-tert-Butyldicarbonat Bz Benzyl CDMT 2-Chlor-4,6-dimethoxy-1,3,5-triazin CH2Cl2 Dichlormethan conc. konzentriert DCC N,N‘-Dicyclohexylcarbodiimid DCHA Dicyclohexylamin DCM Dichlormethan DEPC Diethylcyanophosphonat DHB Dihydroxybenzoesäure (Matrix für MALDI-Experimente) DIEA Diiopropylethylamin DMF N,N‘-Dimethylformamid DMSO Dimethylsulfoxid EDC N-(3-Dimethylaminopropyl)-N‘-ethyl-carbodiimid-hydrochlorid EE Essigsäureethylester Et2O Diethylether EtOH Ethanol eq. Äquivalent(e) Fmoc 9-Fluorenylmethoxycarbonyl ges. gesättigt h Stunde(n) HOBt 1-Hydroxybenzotriazol min Minute(n) NMM N-Methylmorpholin MeOH Methanol PE Petrolether RT Raumtemperatur T3P Propanphosphonsäureanhydrid TBME tert-Butylmethylether TEA Triethylamin TFA Trifluoressigsäure THF Tetrahydrofuran TMS Tetramethylsilan verd. verdünnt Z Benzyloxycarbonyl-


5.2. Präparative Vorschriften

5.2.1. Darstellung der 3αααα-Aminocholansäuren

5.2.1.1. 3-Oxo-Cholansäuren 6a-c

5.2.1.1.1. 3-Oxo-Lithocholsäure 6a25

20.5 g (54.4 mmol) Lithocholsäure werden in einem Gemisch aus 400 ml Essigsäure und

400 ml Aceton gelöst und die Lösung mit einem Eisbad gekühlt. Unter Rühren wird

anschließend Jones-Reagenz (hergestellt aus 7.00 g (70.0 mmol) CrO3, 7 ml conc. H2SO4 und

20 ml H2O) so zugetropft, daß die Temperatur des Reaktionsgemisches bei 0-5 °C bleibt.

Danach wird noch weitere 30 min bei 0 °C weitergerührt. Überschüssiges Cr(VI) wird durch

Zugabe von 30 ml MeOH und anschließendes 15 min Rühren im Eisbad reduziert. Die

Reaktionsmischung wird dann in einen Scheidetrichter überführt, mit 700 ml Wasser verdünnt

und mit Chloroform (3x 250 ml) extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen werden mit

ges. NaCl-Lösung (250 ml) und Wasser (250 ml) gewaschen und anschließend am

Rotationsverdampfer eingeengt. Das ölige, noch stark nach Essigsäure riechende Rohprodukt

wird aus MeOH/Wasser auskristallisiert.

Ausbeute: 19.04 g (50.8 mmol; 93.4 % d. Theorie)

HR-MS (FAB): für C24H38O3Na+ 397.270500

ber. 397.271865

1H-NMR (CDCl3, 200 MHz): 2.67 (dd, 1H, C4-Hax); 2.46-2.11 (2m, 2H, CH2-23); 2.02, 1.96 (2m, 4H, CH2-2 u. CH2-4); 0.99 (s, 3H, CH3-19); 0.91 (d, 3H, CH3-21); 0.66 (s, 3H, CH3-18)


5.2.1.1.2. 3-Oxo-Cholsäure 6b und 3-Oxo-Desoxycholsäure 6c

5.2.1.1.2.1. Performyloxylierung26

50 g der Cholansäure (Desoxycholsäure: 127.4 mmol; Cholsäure: 122.4 mmol) werden in

200 ml Ameisensäure gelöst und mit 40 Tropfen HClO4 (70-72 %ig) versetzt. Die Lösung

wird anschließend für 1.5 h bei 55-60 °C gerührt. Danach läßt man auf ca. 40 °C abkühlen

und tropft langsam Ac2O zu, bis eine starke Blasenbildung erkennbar wird; während des

Zutropfens sollte die Temperatur 55-60 °C nicht übersteigen. Das Reaktionsgemisch wird

anschließend auf RT abgekühlt und unter Rühren in 1.5 l Wasser gegossen. Das Präzipitat

wird abgesaugt, in Chloroform aufgenommen (500 ml) und die Chloroformphase einige Male

mit Wasser gewaschen. Anschließend wird die organische Phase am Rotationsverdampfer

eingeengt, wobei das Produkt jeweils in quantitativer Ausbeute (3,12-Diformyloxy-

Desoxycholsäure 7b: 57.2 g; 3,7,12-Triformyloxy-Cholsäure 7c: 60.3 g) auskristallisiert. Die

performyloxylierten Cholansäuren werden ohne weitere Aufreinigung eingesetzt.

3,12-Diformyloxy-Desoxycholsäure 7b:


ber. 471.272259

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.11 (s, 1H, CH-Formyloxy); 8.01 (d(Fk), 1H, CH-Formyloxy); 5.23 (m, 1H, CH-12); 4.82 (m(br), 1H, CH-3); 2.40-2.33 u. 2.26-2.18 (2m, 2H, CH2-23); 0.91 (s, 3H, CH3-19); 0.82 (d, 3H, CH3-21); 0.73 (s, 3H, CH3-18)

3,7,12-Triformyloxy-Cholsäure 7c:


ber. 515.262088

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.14 (s, 1H, CH-Formyloxy); 8.08 (s, 1H, CH-Formyloxy); 8.00 (d(Fk), 1H, CH-Formyloxy); 5.24 (m, 1H, CH-12); 5.05 (m, 1H, CH-7); 4.69 (m(br), 1H, CH-3); 2.40-2.32 u. 2.26-2.18 (2m, 2H, CH2-23); 0.92 (s, 3H, CH3-19); 0.83 (d, 3H, CH3-21); 0.74 (s, 3H, CH3-18)


5.2.1.1.2.2. Selektives Entschützen der Hydroxylgruppe an C325

Die komplette Ausbeute an performyloxylierter Cholansäure aus Versuch 5.2.1.1.2.1. (3,12-

Diformyloxy-Desoxycholsäure 7b: 57.2 g, 127.4 mmol; 3,7,12-Triformyloxy-Cholsäure 7c:

60.3 g, 122.4 mmol) wird in Aceton (625 ml) gelöst. Unter Rühren wird nun bei RT innerhalb

von 2-2.5 h 0.2M NaOH zugetropft (Herstellung für 3,12-Diformyloxy-Desoxycholsäure:

10.25 g NaOH in 1.30 l Wasser; für 3,7,12-Triformyloxy-Cholsäure: 9,95 g NaOH in 1.25 l

Wasser). Nach weiteren 0.5 h bei RT wird das Reaktionsgemisch in einen Scheidetrichter

überführt, mit 0.5M HCl angesäuert (ca. 500-520 ml) und anschließend mit Chloroform

extrahiert (500 ml, dann 2x 250 ml). Die vereinigten Chloroformextrakte werden 3x mit

Wasser gewaschen (je 250 ml) und anschließend am Rotationsverdampfer eingeengt.

Da die Auswaage für 12-Formyloxy-Desoxycholsäure 8b und 7,12-Diformyloxycholsäure 8c

auch nach sehr intensiver Trocknung noch über 100 % liegt (wahrscheinlich aufgrund

eingeschlossener Chloroformreste), wird hier jeweils von einer quantitativen Ausbeute

ausgegangen. Die Produkte wurden ohne weitere Aufreinigung weiterverwendet.

12-Formyloxy-Desoxycholsäure 8b:


ber. 443.277344

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.09 (s, 1H, CH-Formyloxy); 5.22 (m, 1H, CH-12); 3.60 (m(br), 1H, CH-3); 2.40-2.32 u. 2.25-2.17 (2m, 2H, CH2-23); 0.88 (s, 3H, CH3-19); 0.81 (d, 3H, CH3-21); 0.72 (s, 3H, CH3-18)

7,12-Diformyloxy-Cholsäure 8c:


ber. 487.267174

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.12 (s, 1H, CH-Formyloxy); 8.07 (s, 1H, CH-Formyloxy); 5.24 (m, 1H, CH-12); 5.04 (m, 1H, CH-7); 3.48 (m(br), 1H, CH-3); 2.39-2.32 u. 2.25-2.17 (2m, 2H, CH2-23); 0.90 (s, 3H, CH3-19); 0.83 (d, 3H, CH3-21); 0.73 (s, 3H, CH3-18)


5.2.1.1.2.3. Oxidation an C325

Die komplette Ausbeute des Produktes aus Versuch 5.2.1.1.2.2. (12-Formyloxy-

Desoxycholsäure 8b: 127.4 mmol; 7,12-Diformyloxy-Cholsäure 8c: 122.4 mmol) wird in

500 ml Aceton gelöst und mit einem Eisbad gekühlt. Unter Rühren wird nun Jones-Reagenz

(Herstellung für 12-Formyloxy-Desoxycholsäure: 16.25g CrO3 + 45 ml Wasser + 15.0 ml

conc. H2SO4 ; für 7,12-Diformyloxy-Cholsäure: 15.75g CrO3 + 45 ml Wasser + 14.6 ml conc.

H2SO4) so zugetropft, daß die Temperatur des Reaktionsgemisches nicht über 10 °C ansteigt.

Danach wird noch weitere 30 min unter Eiskühlung weitergerührt, anschließend 150 ml

MeOH zugegeben und nochmals für 15 min gerührt. Das Reaktionsgemisch wird dann in

einen Scheidetrichter überführt, mit 1 l Wasser verdünnt und mit Chloroform extrahiert (4x

250 ml). Die vereinigten Chloroformphasen werden mit verd. NaCl-Lösung (2x 250 ml) und

Wasser (1x 250 ml) gewaschen und anschließend am Rotationsverdampfer eingeengt.

Da die Auswaage für 12-Formyloxy-3-oxo-Desoxycholsäure 9b und 7,12-Diformyloxy-3-

oxo-cholsäure 9c auch nach sehr intensiver Trocknung noch über 100 % liegt (wahrscheinlich

aufgrund eingeschlossener Chloroformreste), wird hier jeweils von einer quantitativen

Ausbeute ausgegangen. Die Produkte werden ohne weitere Aufreinigung weiterverwendet.

12-Formyloxy-3-oxo-Desoxycholsäure 9b:


ber. 441.261694

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.10 (s, 1H, CH-Formyloxy); 5.27 (m, 1H, CH-12); 2.65 (dd, 1H, C4-Hax); 2.40-2.32 u. 2.26-2.18 (2m, 2H, CH2-23); 0.99 (s, 3H, CH3-19); 0.83 (d, 3H, CH3-21); 0.76 (s, 3H, CH3-18)

7,12-Diformyloxy-3-oxo-Cholsäure 9c:


ber. 485.251524

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.13 (s, 1H, CH-Formyloxy); 8.07 (s, 1H, CH-Formyloxy); 5.28 (m, 1H, CH-12); 5.13 (m, 1H, CH-7); 2.98 (dd, 1H, C4-Hax); 2.40-2.32 (m, 1H, 1CH2-23); 1.02 (s, 3H, CH3-19); 0.84 (d, 3H, CH3-21); 0.78 (s, 3H, CH3-18)


5.2.1.1.2.3. Entschützen der übrigen Hydroxylgruppen25

Die Formyloxygeschützte 3-Oxo-Cholansäure (komplette Ausbeute aus Versuch 5.2.1.1.2.2.;

12-Formyloxy-3-oxo-Desoxycholsäure 9b: 127.4 mmol; 7,12-Diformyloxy-3-oxo-cholsäure

9c: 122.4 mmol) wird in 1.25 l 0.5M NaOH gelöst und für 15-20 min unter Rühren im heißen

Wasserbad erhitzt. Danach rührt man noch 30-45 min bei RT. Nach Überführen des

Reaktionsgemisches in einen Scheidetrichter wird mit 1M HCl angesäuert (ca. 625 ml) und

mit Chloroform extrahiert (500 ml, 2x 250 ml). Die vereinigten organischen Phasen werden

mit NaHCO3 verd. (300 ml) und Wasser (250 ml) gewaschen. Anschließend wird das

Lösungsmittel am Rotationsverdampfer entfernt, wobei die jeweilige 3-Oxo-Cholansäure

vollständig auskristallisiert.

Da die Auswaage für 3-Oxo-Desoxycholsäure 6b (51.02 g, 102.5 %) und 3-Oxo-Cholsäure 6c

(49.96 g, 100.4 %) auch nach sehr intensiver Trocknung noch über 100 % liegt

(wahrscheinlich aufgrund eingeschlossener Chloroformreste), wird hier jeweils von einer

quantitativen Ausbeute ausgegangen. Die Produkte werden ohne weitere Aufreinigung

weiterverwendet.

3-Oxo-Desoxycholsäure 6b:

Die Kristallstrukturdaten sind in Anhang A aufgeführt.

HR-MS (EI): für C24H38O4 390.276400

ber. 390.277010

1H-NMR (CDCl3, 600 MHz): 4.03 (m, 1H, CH-12); 2.70 (dd, 1H, C4-Hax); 2.39 u. 2.27 (2m, 2H, CH2-23); 0.99 (s, 3H, CH3-19); 0.98 (d, 3H, CH3-21); 0.71 (s, 3H, CH3-18)

3-Oxo-Cholsäure 6c:


ber. 429.261694

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 4.02 (m, 1H, CH-12); 3.90 (m, 1H, CH-7); 3.36 (dd, 1H, C4-Hax); 0.97 (s, 3H, CH3-19); 0.97 (d, 3H, CH3-21); 0.71 (s, 3H, CH3-18)


5.2.1.2. Cholansäure-3-oxime 10a-c (Allgemeine Vorschrift)23

50.0 mmol der 3-Oxo-Cholansäure werden in 175 ml MeOH gelöst. Nach Zugabe von 8.46 g

NH2OH·HCl (120 mmol) und 16.53 g NaOAc wasserfrei (200 mmol) wird das

Reaktionsgemisch unter Rühren für 2.5 h refluxiert, danach mit 200 ml MeOH verdünnt und

in einen Scheidetrichter überführt. Man versetzt nun mit 400 ml Wasser und extrahiert mit

Chloroform (500 ml, dann 2x 250 ml). Die vereinigten organischen Phasen werden mit

Wasser (2x 200 ml) gewaschen und anschließend am Rotationsverdampfer eingeengt. Das

Rohprodukt kann durch Umkristallisation gereinigt werden.

Lithocholsäure-3-oxim 10a:

Ansatzgröße: 19.04 g (50.8 mmol) 3-Oxo-Lithocholsäure 6a

Das Rohprodukt wird aus MeOH/TBME umkristallisiert.

Ausbeute: 18.29 g (46.9 mmol, 92.4 % der Theorie)

HR-MS (EI): für C24H40NO3+ 390.300500

ber. 390.300820

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 11.89 (s(br), 1H, COOH); 10.02 (s, 1H, N=OH); 2.76 (dd, 1H, CHeq-4); 2.26-2.18 u. 2.13-2.07 (2m, 2H, CH2-23); 0.91 (s, 3H, CH3-19); 0.87 (d, 3H, CH3-21); 0.62 (s, 3H, CH3-18)

Desoxycholsäure-3-oxim 10b:

Ansatzgröße: 127.4 mmol 3-Oxo-Desoxycholsäure 6b (Ausbeute aus 5.2.1.1.2.3.)



HR-MS (FAB): für C24H39NO4+ 405.288600

ber. 405.287909

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 11.88 (s(br), 1H, COOH); 10.01 (s, 1H, N=OH); 4.14 (d, 1H, C12-OH); 3.79 (m, 1H, CH-12); 2.76 (dd, 1H, CHeq-4); 2.25-2.18 u. 2.13-2.04 (2m, 2H, CH2-23); 0.91 (d, 3H, CH3-21); 0.89 (s, 3H, CH3-19); 0.61 (s, 3H, CH3-18)


Cholsäure-3-oxim 10c:

Ansatzgröße: 122.4 mmol 3-Oxo-Cholsäure 6c



HR-MS (FAB): für C25H40NO5+ 422.291900

ber. 422.290649

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 11.88 (s(br), 1H, COOH); 9.85 (s, 1H, N=OH); 4.18 (d, 1H, C7-OH); 4.10 (d, 1H, C12-OH); 3.79 (m, 1H, CH-12); 3.65 (m, 1H, CH-7); 2.84 (dd, 1H, CHeq-4); 2.73 (dd, 1H, CHax-4); 0.92 (d, 3H, CH3-21); 0.86 (s, 3H, CH3-19); 0.60 (s, 3H, CH3-18)

5.2.1.3. 3αααα-Aminocholansäuren (Allgemeine Vorschrift)23, 24

50.0 mmol Cholansäure-3-oxim 10a-c werden unter Erhitzen in 1.2 l Isoamylalkohol gelöst.

Zu dem refluxierenden Reaktionsgemisch werden unter starkem Rühren nach und nach 61 g

Natrium in kleinen Stücken gegeben. Es werden noch 250 ml Amylalkohol zugegeben und

man läßt dann auf RT abkühlen. Das Reaktionsgemisch wird in einen Scheidetrichter

überführt und mit 3.0 l Et2O verdünnt. Man extrahiert die Organische Phase mit kleinen

Portionen Wasser (jeweils 50-150 ml), bis das Waschwasser neutral reagiert (Die

Gesamtmenge an Wasser sollte so gering wie möglich gehalten werden und 1-2 l nicht

überschreiten). Die vereinigten wäßrigen Phasen werden dann mit 2M H2SO4 neutralisiert,

wobei die Aminocholansäure präzipitiert (Zur Beachtung: 3α-Aminodesoxycholsäure 5b

präzipitiert bereits bei einem pH-Wert von etwa 9-11 und geht bei weiterer Säurezugabe

wieder in Lösung). Das Präzipitat wird abgesaugt und mehrmals mit Wasser, dann mit Aceton

gewaschen. Zur Reinigung wird das Präzipitat mit einer großen Menge Methanol nach und

nach aus der Fritte gelöst. Beim Einengen auf ca. 200 ml fällt die jeweilige Aminocholansäure

als sehr feiner weißer Niederschlag aus, der abgesaugt, mit wenig Aceton gewaschen und

getrocknet wird.


3α-Aminolithocholsäure 5a:

Ansatzgröße: 18.20 g (46.7 mmol) Lithocholsäure-3-oxim 10a


HR-MS (FAB): für C24H41NO2+ 375.313600

ber. 375.313730

1H-NMR (als TFA-Salz, DMSO-d6, 400 MHz): 7.76 (m(br), 3H, NH3

+); 2.99 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.25-2.18 (m, 1H, 1CH2-23); 2.13-2.05 (m, 1H, 1CH2-23); 0.89 (s, 3H, CH3-19); 0.86 (d, 3H, CH3-21); 0.61 (s, 3H, CH3-18)

3α-Aminodesoxycholsäure 5b:

Ansatzgröße: 21.00 g (51.8 mmol) Desoxycholsäure-3-oxim 10b


HR-MS (FAB): für C24H42NO3+ 392.314600

ber. 392.316470


+); 3.81 (m, 1H, CH-12); 2.97 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.25-2.17 (m, 1H, 1CH2-23); 2.13-2.05 (m, 1H, 1CH2-23); 0.91 (d, 3H, CH3-21); 0.87 (s, 3H, CH3-19); 0.60 (s, 3H, CH3-18)

3α-Aminocholsäure 5c:

Ansatzgröße: 19.00 g (45.1 mmol) 3-Oxo-Cholsäure 10c


HR-MS (FAB): für C24H42NO4+ 408.310000

ber. 408.311384


+); 3.80 (m, 1H, CH-12); 3.63 (m, 1H, CH-7); 2.78 (m(br), 1H, CHβ-3); 0.92 (d, 3H, CH3-21); 0.85 (s, 3H, CH3-19); 0.59 (s, 3H, CH3-18)


5.2.2. Peptidsynthesen mit Aminocholansäure-Bausteinen

5.2.2.1. Allgemeine Arbeitsvorschriften (AAV)

5.2.2.1.1. AAV I: Darstellung von Methylesterhydrochloriden50

20 mmol der Säurekomponente werden in 200 ml MeOH suspendiert und auf 0 °C abgekühlt.

Unter Rühren werden nun 4 ml Thionylchlorid zugetropft und das Reaktionsgemisch

anschließend für 2-3 h unter Reflux zum Sieden erhitzt. Das Reaktionsgemisch wird dann

über Nacht bei RT weitergerührt und anschließend im Vakuum eingeengt. Überschüssiges

Thionylchlorid wird entfernt, indem der Rückstand einige Male in Methanol aufgenommen

und wieder einrotiert wird.

5.2.2.1.2. AAV II: Verseifung von Methylestern

1 mmol des Methylesters wird in 60 ml MeOH gelöst und unter Rühren mit 5 ml 1M KOH

versetzt (Falls der Methylester sich nicht vollständig löst oder nach Zugabe der 1M KOH

ausfällt, kann er durch Zugabe geringer Mengen THF in Lösung gebracht werden). Es wird

2 Tage bei RT gerührt und das Lösungsmittel anschließend im Vakuum entfernt. Der

Rückstand wird in Wasser aufgenommen und bis zur vollständigen Auflösung mit THF

versetzt. Anschließend säuert man mit 1M HCl an und extrahiert (je nach Löslichkeit der

freien Säure) mit EE (150 ml, dann 50 ml) oder CHCl3 (150 ml, dann 50 ml). Die vereinigten

organischen Phasen werden mit Wasser und ges. NaCl gewaschen, über Natriumsulfat

getrocknet und einrotiert.

Anmerkung: Diese Vorschrift ist optimiert für Pseudopeptide, deren Carboxyterminus eine

Methylestergeschützte Aminocholansäure ist. Eine Zugabe geringerer Mengen KOH führt bei

diesen Systemen trotz langer Reaktionszeiten oft nicht zu einer vollständigen Verseifung. Für

andere Systeme sollte bei dieser Vorschrift zunächst mit 1.1 Moläquivalenten KOH und

kürzeren Reaktionszeiten (ca. 5 h) gearbeitet werden.


5.2.2.1.3. AAV III: Einführung der N-terminalen Boc-Schutzgruppe51

10 mmol der Aminokomponente und 0.84 g (10 mmol) NaHCO3 werden in 10 ml Wasser

suspendiert. Unter Rühren gibt man eine Lösung von 2.40 g (11 mmol) Boc2O in 20 ml

Dioxan zu. Das Reaktionsgemisch wird über Nacht bei RT gerührt, anschließend unter

Eiskühlung mit 1M HCl angesäuert und mit EE (3x 100 ml) extrahiert. Die vereinigten

organischen Phasen werden je einmal mit verd. NaHCO3 und Wasser gewaschen, über

Natriumsulfat getrocknet und anschließend eingeengt.

5.2.2.1.4. AAV IV: Abspaltung der Boc-Schutzgruppe mit TFA52

Das Boc-geschützte (Pseudo-)Peptid (0.25 mmol) wird in 15 ml CH2Cl2 gelöst und unter

Rühren mit 7.5 ml TFA versetzt. Es wird für 1-24 h bei RT gerührt (Bei Vorhandensein

anderer säurelabiler Schutzgruppen wie z.B. der Z-Schutzgruppe wird für 30 min bei 0°C

gerührt) und das Lösungsmittel anschließend im Vakuum entfernt. TFA-Reste werden durch

mehrmaliges Aufnehmen des Rückstandes in CH2Cl2 und anschließendes Einrotieren entfernt.

Das Produkt kann dann ohne weitere Aufarbeitung direkt weiterverwendet werden.

5.2.2.1.5. AAV V: DEPC-Peptidkopplung53

Zu einer Lösung von 1 mmol Aminokomponente und 1 mmol Carbonsäure-Komponente in

12 ml DMF werden unter Rühren bei -15 °C 1 ml TEA gegeben und anschließend 0.5 ml

DEPC, gelöst in weiteren 0.5 ml TEA, zugetropft. Das Reaktionsgemisch wird 2 Tage bei RT

gerührt. Die Lösung wird mit Wasser versetzt bis zur vollständigen Präzipitation des

Kopplungsproduktes, welches anschließend abfiltriert und mit einigen Portionen Wasser

gewaschen wird. Das Produkt wird in EE (30-50 ml) aufgenommen und die organische

Lösung nacheinander mit 5%iger KHSO4-Lösung, ges. NaHCO3-Lösung und ges. NaCl-

Lösung gewaschen. Nach Trocknung der organischen Phase mit Na2SO4 wird das

Lösungsmittel im Vakuum verdampft.


5.2.2.1.6. AAV VI: EDC-Peptidkopplung54

Zu einer Lösung von 1 mmol Aminokomponente und 1 mmol Carbonsäure-Komponente in

30 ml CH2Cl2 werden unter Rühren zunächst 1 ml TEA und anschließend 287 mg EDC und

203 mg HOBt (je 1.5 mmol) zugegeben. Das Reaktionsgemisch wird 2 Tage bei RT gerührt

und dann in EE (100 ml) aufgenommen. Die organische Lösung wird nacheinander mit

5%iger KHSO4-Lösung, ges. NaHCO3-Lösung und ges. NaCl-Lösung gewaschen. Nach

Trocknung der organischen Phase mit Na2SO4 wird das Lösungsmittel im Vakuum verdampft.

5.2.2.1.7. AAV VII: (Oligo-)Cyclisierungsreaktion28

1 mmol der zu cyclisierenden, Boc-geschützten Peptidkomponente wird in 10 ml CH2Cl2

gelöst und mit 1.5 mmol Pentafluorphenol versetzt. Nach Abkühlen auf -20 °C wird unter

Rühren eine Lösung von 1.25 mmol DCC in 5 ml CH2Cl2 zugetropft. Das Reaktionsgemisch

wird über Nacht bei RT gerührt, wonach der ausgefallene Dicyclohexylharnstoff abfiltriert

wird. Das Filtrat wird bei 0 °C mit 10 ml TFA versetzt und 1h gerührt, wonach die Lösung

einrotiert wird. Zur Entfernung von TFA-Resten wird der Rückstand einige Male in CH2Cl2

aufgenommen und jeweils wieder einrotiert. Anschließend löst man den Rückstand in 10 ml

CH2Cl2 und gibt die Lösung in 240 ml CHCl3. Unter heftigem Rühren wird die organische

Lösung nun mit 50 ml 1M NaHCO3-Lösung versetzt und für 3-5 Tage bei RT weitergerührt.

Anschließend werden die Phasen getrennt und die organische Phase nacheinander mit 0.1M

NaOH, 5%iger KHSO4-Lösung, ges. NaHCO3-Lösung und ges. NaCl-Lösung gewaschen.

Nach Trocknung (Na2SO4) wird die organische Phase einrotiert. Der Rückstand wird

anschließend säulenchromatographisch gereinigt.


5.2.2.2. Darstellung der Boc-geschützten 3αααα-Aminocholansäuren nach AAV III

5.2.2.2.1. 3αααα-(t-Butyloxycarbonylamino)-Lithocholsäure 11a

Ansatzgröße: 2.00 g (5.32 mmol) 3α-Aminolithocholsäure 5a


HR-MS (FAB): für C29H49NO4Na+ 498.356000

ber. 498.355929

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 4.42 ((br), 1H, Boc-NH); 3.39 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.41-2.34 u. 2.28-2.20 (2m, 2H, CH2-23); 1.42 (s, 9H, Boc-(CH3)3); 0.91 (d, 3H, CH3-21); 0.90 (s, 3H, CH3-19); 0.63 (s, 3H, CH3-18) 1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 12.09 ((br), 1H, COOH); 6.56 (d, 1H, Boc-NH); 3.19 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.24-2.17 u. 2.11-2.03 (2m, 2H, CH2-23); 1.35 (s, 9H, Boc-(CH3)3); 0.88 (s, 3H, CH3-19); 0.86 (d, 3H, CH3-21); 0.60 (s, 3H, CH3-18)

5.2.2.2.2. 3αααα-(t-Butyloxycarbonylamino)-Desoxycholsäure 11b

Ansatzgröße: 2.50 g (6.38 mmol) 3α-Aminodesoxycholsäure 5b



ber. 514.350844

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 4.46 ((br), 1H, Boc-NH); 3.97 (m, 1H, CH-12); 3.39 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.43-2.35 u. 2.29-2.21 (2m, 2H, CH2-23); 1.42 (s, 9H, Boc-(CH3)3); 0.96 (d, 3H, CH3-21); 0.89 (s, 3H, CH3-19); 0.66 (s, 3H, CH3-18) 1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 11.86 ((br), 1H, COOH); 6.65 (d, 1H, Boc-NH); 4.11 (d, 1H, OH-12); 3.78 (m, 1H, CH-12); 3.17 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.25-2.17 u. 2.11-2.05 (2m, 2H, CH2-23); 1.35 (s, 9H, Boc-(CH3)3); 0.90 (s, 3H, CH3-19); 0.85 (d, 3H, CH3-21); 0.59 (s, 3H, CH3-18)


5.2.2.2.3. 3αααα-(t-Butyloxycarbonylamino)-cholsäure 11c

Ansatzgröße: 3.00 g (7.36 mmol) 3α-Aminocholsäure 5c



ber. 530.345759

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 4.50 ((br), 1H, Boc-NH); 3.97 (m, 1H, CH-12); 3.83 (m, 1H, CH-7); 3.26 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.43-2.35 u. 2.29-2.22 (2m, 2H, CH2-23); 1.41 (s, 9H, Boc-(CH3)3); 0.98 (d, 3H, CH3-21); 0.88 (s, 3H, CH3-19); 0.68 (s, 3H, CH3-18) 1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 11.86 ((br), 1H, COOH); 6.62 (d, 1H, Boc-NH); 4.04 (d, 1H, OH-12); 3.97 (d, 1H, OH-7); 3.77 (m, 1H, CH-12); 3.60 (m, 1H, CH-7); 3.00 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.25-2.05 (2m, 2H, CH2-23); 1.35 (s, 9H, Boc-(CH3)3); 0.91 (s, 3H, CH3-19); 0.82 (d, 3H, CH3-21); 0.58 (s, 3H, CH3-18)

5.2.2.3. Darstellung der 3αααα-Aminocholansäuremethylester-Hydrochloride nach AAV I

5.2.2.3.1. 3αααα-Aminolithocholsäuremethylester-hydrochlorid 12a

Ansatzgröße: 5.00 g (13.31 mmol) 3α-Aminolithocholsäure 5a


HR-MS (FAB): für C25H44NO2+ 390.334700

ber. 390.337205

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.21 (m(br), 3H, NH3

+); 3.64 (s, 3H, COOCH3); 3.17 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.37-2.29 u. 2.23-2.15 (2m, 2H, CH2-23); 0.92 (s, 3H, CH3-19); 0.89 (d, 3H, CH3-21); 0.62 (s, 3H, CH3-18)


5.2.2.3.2. 3αααα-Aminodesoxycholsäuremethylester-hydrochlorid 12b

Ansatzgröße: 12.00 g (30.65 mmol) 3α-Aminodesoxycholsäure 5b


MS (EI, m/e): 405 (M+, 16 %); 390 (21 %); 370 (15 %); 355 (8 %); 331 (16 %); 316 (10 %); 255 (26 %); 82 (51 %); 69 (34 %); 56 (100 %); 36 (51 %)


+); 3.92 (m, 1H, CH-12); 3.63 (s, 3H, COOCH3); 3.24 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.39-2.31 u. 2.27-2.16 (2m, 2H, CH2-23); 0.94 (d, 3H, CH3-21); 0.90 (s, 3H, CH3-19); 0.64 (s, 3H, CH3-18)

5.2.2.3.3. 3αααα-Aminocholsäuremethylester-hydrochlorid 12c

Ansatzgröße: 9.00 g (22.08 mmol) 3α-Aminocholsäure 5c


MS (EI, m/e): 421 (M+, 28 %); 406 (64 %); 353 (9 %); 314 (7 %); 253 (25 %); 140 (18 %); 98 (52 %); 82 (51 %); 70 (24 %); 56 (61 %); 36 (100 %)


+); 3.97 (m, 1H, CH-12); 3.84 (m, 1H, CH-7); 3.63 (s, 3H, COOCH3); 3.13 (m(br), 1H, CHβ-3); 0.95 (d, 3H, CH3-21); 0.89 (s, 3H, CH3-19); 0.64 (s, 3H, CH3-18)

5.2.2.4. Lineare Pseudopeptide (bzw. Oligoamide) aus Aminocholansäurebausteinen

Bei Pseudopeptiden mit mehr als zwei Kettengliedern wird aus Übersichtlichkeitsgründen auf

die Nennung eines systematischen Namens nach der IUPAC-Nomenklatur verzichtet und

stattdessen wie bei echten Peptiden üblich die Sequenz im Dreibuchstabencode mit

aminoterminaler und carboxyterminaler Schutzgruppe (sofern vorhanden, sonst -NH2 bzw.

-OH) dargestellt. Die Abkürzungen, soweit es sich um Aminocholansäuren handelt, bedeuten

im Einzelnen: LCS = 3α-Aminolithocholsäure-Baustein, DCS = 3α-Aminodesoxycholsäure-

Baustein, CHS = 3α-Aminocholsäure-Baustein. Für natürliche Aminosäuren wurde der

übliche Dreibuchstabencode verwendet.


5.2.2.4.1. Oligopeptide mit 3αααα-Aminolithocholsäure

5.2.2.4.1.1. N‘-(N-[t-Butyloxycarbonyl-3αααα-amino]-Lithocholyl-3αααα‘-amino)-Lithochol-

säuremethylester (Boc-LCS-LCS-OMe) 13a; DEPC-Kopplung nach AAV V

Ansatzgröße: 476 mg (1 mmol) Boc-LCS-OH 11a;

426 mg (1 mmol) HCl·H2N-LCS-OMe 12a

Das bräunliche Rohprodukt (ca. 850 mg) wurde aus TBME/Hexan umkristallisiert, woraufhin

das reine Produkt als farbloser Feststoff abgesaugt werden konnte. Die Mutterlauge enthielt

noch größere Mengen Produkt, jedoch konnte dieses durch die gewählte Aufarbeitung nicht

weiter isoliert werden. Auf eine säulenchromatographische Trennung wurde aufgrund der

Empfindlichkeit der Boc-Schutzgruppe verzichtet.

Ausbeute nach Umkristallisation: 605 mg (0.712 mmol, 71.2 % der Theorie)

HR-MS (FAB): für C54H90N2O5Na+ 869.675500

ber. 869.674745

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.51 (m(br), 1H, Amid-NH); 4.37 (m(br), 1H, Boc-NH); 3.76 (m(br), 1H, CHβ-3 Amid); 3.64 (s, 3H, OCH3); 3.39 (m(br), 1H, CHβ-3 Boc); 2.36-2.07 (3m, 4H, CH2-23 u. CH2-23‘); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.90 (2d, 6H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.90 (2s, 6H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.63 u. 0.62 (2s, 6H, CH3-18 u. CH3-18‘) 1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.54 (d, 1H, Amid-NH); 6.56 (d, 1H, Boc-NH); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.51 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 3.20 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.36-1.89 (4m, 4H, CH2-23 u. CH2-23‘); 1.36 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.88 (2d, 6H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.88 (2s, 6H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.61 u. 0.60 (2s, 6H, CH3-18 u. CH3-18‘)


5.2.2.4.1.2. N‘-(N-[t-Butyloxycarbonyl-3αααα-amino]-Lithocholyl-3αααα‘-amino)-Lithochol-

säure (Boc-LCS-LCS-OH) 13b; Esterverseifung nach AAV II

Ansatzgröße: 300 mg (0,354 mmol) Boc-LCS-LCS-OMe 13a

Ausbeute: 293 mg (0.351 mmol, 99.2 % der Theorie)

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 12.04 (s(br), 1H, COOH); 7.55 (d, 1H, Amid-NH); 6.56 (d, 1H, Boc-NH); 3.51 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 3.21 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.24-1.89 (3m, 4H, CH2-23 u. CH2-23‘); 1.36 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.88 (2d, 6H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.88 (2s, 6H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.61 u. 0.60 (2s, 6H, CH3-18 u. CH3-18‘) Da das NMR-Spektrum eindeutig war und kein Methylester-Signal mehr zeigte, wurde in diesem Fall auf eine massenspektrometrische Analyse verzichtet.

5.2.2.4.1.3. N‘-(3αααα-amino-Lithocholyl-3αααα‘-amino)-Lithocholsäure-Methylester, TFA-Salz

(TFA·H2N-LCS-LCS-OMe) 13c; Boc-Abspaltung nach AAV IV

Ansatzgröße: 300 mg (0,354 mmol) Boc-LCS-LCS-OMe 13a

Ausbeute: nicht exakt bestimmt (als quantitativ angenommen); das NMR-reine Produkt wurde

nach der Darstellung direkt weiterverwendet.

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.67 (m, 3H, NH3

+); 7.54 (d, 1H, Amid-NH); 3.57 (s, 3H, OCH3); 3.49 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 2.99 (m(br), 1H, CHβ-3); 2.24-1.85 (4m, 4H, CH2-23 u. CH2-23‘); 1.36 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.90 u. 0.89 (2s, 6H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.86 (2d, 6H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.61 (2s, 6H, CH3-18 u. CH3-18‘) Da das NMR-Spektrum eindeutig war und keine Boc-typischen-Signale mehr zeigte, wurde in diesem Fall auf eine massenspektrometrische Analyse verzichtet.


5.2.2.4.1.4. (Boc-LCS-LCS-LCS-LCS-OMe) 14a; DEPC-Kopplung nach AAV V

Ansatzgröße: 290 mg (0.348 mmol) Boc-LCS-LCS-OH 13b; ca. 0.35 mmol (komplette

Ausbeute aus 5.2.2.4.1.4.) TFA·H2N-LCS-LCS-OMe 13c

Das noch stark verunreinigte rote Rohprodukt wurde in DCM aufgenommen, bis zum Beginn

einer leichten Ausfällung mit Hexan versetzt und anschließend einrotiert. Der Rückstand

wurde dann in MeOH aufgenommen, wobei sich die Verunreinigungen vollständig lösten, das

Produkt jedoch nur zu einem geringen Anteil. Der farblose Feststoff wurde abgesaugt und mit

wenig kaltem MeOH gewaschen.

Ausbeute (isoliert): 355 mg (0.227 mmol, 65.3 % der Theorie)

Die tatsächliche Ausbeute liegt höher, jedoch konnte durch die gewählte Aufarbeitung nicht

mehr Produkt isoliert werden - die in der Mutterlauge verbliebenen Produktreste waren noch

stark mit DEPC-Resten bzw. deren Abbauprodukten verunreinigt. Aufgrund der Empfindlich-

keit der Boc-Schutzgruppe wurde auf eine säulenchromatographische Trennung des Mutter-

laugenrückstandes verzichtet.

MS (FAB, m/e): 1585.8 (M+ + Na, 8 %); 1562.8 (M+, 3 %); 1462.2 (M+ - Boc 67 %); 1102.8 (5 %); 745.4 (5 %); 358.2 (10 %); 215.1 (12 %); 154.0 (55 %); 107.0 (77 %); 36.0 (100 %)

Das MALDI-Spektrum (aufgenommen in DHB-Matrix) zeigt analog zum FAB-Spektrum einen Peak bei M+ + Na, M+ (sehr klein) und bei M+ - Boc. Weitere signifikante Peaks konnten hier nicht gefunden werden. 1H-NMR (silberstab. CDCl3, 400 MHz): 5.23 (d, 3H, 3 x Amid-NH); 4.38 (m(br), 1H, Boc-NH); 3.75 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3 Amid); 3.64 (s, 3H, OCH3); 3.39 (m(br), 1H, CHβ-3 Boc); 2.37-2.29 u. 2.23-2.15 (2m, 2H, CH2-23 an COOMe); 2.22-2.14 u. 2.03-1.95 (2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23 an CONH); 1.41 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.89 (4d, 4 x 3H, 4 x CH3-21); 0.89 (4s, 4 x 3H, 4 x CH3-19); 0.62 u. 0.61 (3s + 1s, 4 x 3H, 4 x CH3-18) 1H-NMR (DMSO-d6/CDCl3 ca. 2:1, schlecht gelöst, 400 MHz): 7.43 (d, 3 x 1H, Amid-NH); 6.34 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.53 (m(br), 3 x 1H, 3 x CHβ-3 (Amid)); 3.19 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.90-0.85 (8 x 3H, 4 x CH3-21 u. 4 x CH3-19); 0.60 u. 0.59 (4s, 4 x 3H, CH3-18)


5.2.2.4.2. Oligopeptide mit 3αααα-Aminodesoxycholsäure

5.2.2.4.2.1. N‘-(N-[t-Butyloxycarbonyl-3αααα-amino]-Desoxycholyl-3αααα‘-amino)-Desoxychol-

säure-methylester (Boc-DCS-DCS-OMe) 15a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 985 mg (2.0 mmol) Boc-DCS-OH 11b;

885 mg (2.0 mmol) HCl·H2N-DCS-OMe 12b

Das Rohprodukt wurde aus TBME/Hexan umkristallisiert.

Ausbeute: 1.649 g (1.875 mmol, 93.8 % der Theorie), farbloses Pulver

MS (FAB, m/e): 901.6 (M+ + Na, 19 %); 878.6 (M+, 3 %); 823.5 (5 %); 779.5 (M+ - Boc, 8 %); 761.5 (11 %); 743.5 (25 %); 255.2 (11 %); 175.5 (14 %); 119.1 (28 %); 55.0 (100 %)

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.62 (d, 1H, Amid-NH); 6.64 (d, 1H, Boc-NH); 4.17 (d, 1H, C12-OH (Aminoterminaler Baustein)); 4.09 (d, 1H, C12‘-OH (Carboxyterminaler Baustein)); 3.78 (2m, 2 x 1H, CH-12); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.48 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 3.17 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.35-2.27 u. 2.23-2.15 (2m, 2H, CH2-23‘ an COOMe); 2.07-1.99 u. 1.93-1.87 (2m, 2H, CH2-23 an CONH); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.90 (2d, 2 x 3H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.86 u. 0.85 (2s, 2 x 3H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.59 u. 0.58 (2s, 2 x 3H, CH3-18 u. CH3-18‘)

5.2.2.4.2.2. N‘-(3αααα-amino-Desoxycholyl-3αααα‘-amino)-Desoxycholsäure-Methylester,

TFA-Salz (TFA·H2N-DCS-DCS-OMe) 15c; Boc-Abspaltung nach AAV IV

Ansatzgröße: 1.60 g (1.82 mmol) Boc-DCS-DCS-OMe 15a

Ausbeute: nicht exakt bestimmt (als quantitativ angenommen); das Produkt wurde nach der

Darstellung ohne weitere Analysen direkt weiterverwendet.


5.2.2.4.2.3. (Boc-DCS-DCS-DCS-OMe) 16a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 895 mg (1.820 mmol) Boc-DCS-OH 11b; ca. 1.82 mmol (komplette Ausbeute

aus 5.2.2.4.2.2.) TFA·H2N-DCS-DCS-OMe 15c

Das Produkt wurde mit Hexan aus TBME ausgefällt.

Ausbeute (isoliert): 2.233 g (1.78 mmol, 97.8 % der Theorie)

Die Auswertung von NMR- und Massensspektren ergab, dass das Produkt zum Teil einfach

oder zweifach mit Trifluoressigsäure verestert war. Der Versuch einer Reinigung einer

kleinen Probe des Produkts durch kurzes Rühren mit feuchtem K2CO3 in MeOH misslang

jedoch, da hierbei zum Teil auch der Methylester verseift wurde. Da als nächster Schritt

ohnehin eine Verseifung folgte, wurde zur Vermeidung von Ausbeuteverlusten auf weitere

Reinigungsversuche verzichtet und das z.T. TFA-veresterte Produkt direkt weiterverwendet.

MS (FAB, m/e): 1466.9 (M(OTf)2+ + Na, 1 %); 1371.6 (M(OTf)+ + Na, 5 %); 1344.6

(M(OTf)2+ - Boc, 4 %); 1274.7 (M+ + Na, 7 %); 1248.7 (M(OTf)+ - Boc,

15 %); 1152.8 (M+ - Boc, 20 %); 743.4 (3 %); 657.3 (3 %); 470.2 (3 %); 371.2 (5 %); 107.0 (70 %); 57.0 (100 %)

Das MALDI-Spektrum (aufgenommen in DHB-Matrix) zeigt analog zum FAB-Spektrum einen Peak bei M(OTf)2

+ (sehr klein), M(OTf)+ + Na, M+ + Na, M(OTf)+ (sehr klein), M+ + Na, M+ und M+ - Boc. 1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.62 (2d, 2 x 1H, Amid-NH); 7.55 (d, Amid-NH der TFA-Ester); 6.64 (d, 1H, Boc-NH); 5.31 (m, CH-12 der TFA-Ester); 4.17 (d, C12-OH des carboxyterminalen Bausteins)*; 4.15 (d, C12-OH des mittleren Bausteins)*; 4.09 (d, C12-OH des aminoterminalen Bausteins)*; 3.79 (m, CH-12); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.48 (m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (Amid)); 3.17 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.35-2.26 u. 2.23-2.12 (2m, CH2-23 an COOMe); 2.07-2.00 u. 1.94-1.86 (2 x 2m, 2 x CH2-23 an CONH); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.91-0.89 (3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21); 0.86 u. 0.85 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19); 0.75 u. 0.73 (2s, CH3-18 der TFA-Ester); 0.59-0.58 (3s, 3 x 3H, CH3-18)

*) die Zuordnung der OH-Protonen erfolgte durch Analogieschluß zum Tetramer (fast iden-tische Verschiebungen der OH-Signale, siehe dort) sowie durch die reduzierte Intensität der OH-Signale der beiden carboxyterminalen Bausteine durch partielle Veresterung mit TFA.


5.2.2.4.2.4. (Boc-DCS-DCS-DCS-OH) 16b; Verseifung des Methylesters nach AAV II

Ansatzgröße: 1.390 g (1.109 mmol) Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a (z.T. TFA-verestertes

Produkt aus 5.2.2.4.2.3.)

Das Produkt wurde mit Hexan aus DCM ausgefällt.

Ausbeute (isoliert): 1.285 g (1.037 mmol, ca. 93.5 % der Theorie)

MS (FAB, m/e): 1261.1 (M+ + Na, 9 %); 1239.1 (M+, 6 %); 1139.1 (M+ - Boc, 15 %); 307.1 (17 %); 259.1 (20 %); 154.1 (100 %); 57.1 (47 %)

1H-NMR (DMSO-f6, 400 MHz): 11.87 (s(br), 1H, COOH); 7.65 (2d, 2 x 1H, Amid-NH); 6.68 (d, 1H, Boc-NH); 4.18, 4.17 u. 4.12 (3d, 3 x C12-OH); 3.79 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-12); 3.48 (m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (Amid)); 3.17 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.24-2.17 u. 2.11-2.04 (2m, CH2-23 an COOH); 2.06-1.99 u. 1.91-1.84 (2 x 2m, 2 x CH2-23 an CONH); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.91 u. 0.89 (3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21); 0.86 (2s) u. 0.85 (1s) (3 x 3H, 3 x CH3-19); 0.59, 0.58 u. 0.57 (3s, 3 x 3H, CH3-18)

5.2.2.4.2.5. (Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe) 17a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 1.239 g (1.000 mmol) Boc-DCS-DCS-DCS-OH 16b; 442 mg (1.000 mmol)

HCl·H2N-DCS-OMe 12b



MS (FAB, m/e): 1648.6 (M+ + Na, 7 %); 1627.1 (M+, 15 %); 1527.6 (M+ - Boc, 20 %); 561.4 (16 %); 255.1 (13 %); 159.1 (29 %); 107.0 (80 %); 57.0 (100 %)

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.62 (3d, 3 x 1H, Amid-NH); 6.64 (d, 1H, Boc-NH); 4.17 (d, C12-OH des carboxyterminalen Bausteins)*; 4.14 (2d, 2 x C12-OH der beiden mittleren Bausteine)*; 4.09 (d, C12-OH des aminoterminalen Bausteins)*; 3.79 (4m, 4 x 1H, 4 x CH-12); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.48 (m(br), 3#x 1H, 3 x CHβ-3 (Amid)); 3.17 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.34-2.27 u. 2.23-2.15 (2m, CH2-23 an COOMe); 2.07-2.00 u. 1.93-1.84 (3 x 2m, 3 x CH2-23 an CONH); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.91-0.90 (4d, 4 x 3H, 4 x CH3-21); 0.86-0.85 (4s, 4 x 3H, 4 x CH3-19); 0.59-0.58 (4s, 4 x 3H, 4 x CH3-18)

*) zur Zuordnung der OH-Protonen vgl. auch Boc-DCS-DCS-DCS-OMe


5.2.2.4.3. Oligopeptide mit 3αααα-Aminocholsäure

5.2.2.4.3.1. N‘-(N-[t-Butyloxycarbonyl-3αααα-amino]-Cholyl-3αααα‘-amino)-Cholsäure-

methylester (Boc-CHS-CHS-OMe) 18a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 1.015 g (2 mmol) Boc-CHS-OH 11a;

916 mg (2 mmol) HCl·H2N-CHS-OMe 12a

Das Rohprodukt (ca. 1.75 g) wurde aus DCM/Hexan umkristallisiert.

Ausbeute: 1.439 g (1.579 mmol, 79.0 % der Theorie), farbloses Pulver

MS (FAB, m/e): 933.6 (M+ + Na, 11 %); 911.6 (M+, 1 %); 811.5 (M+ - Boc 18 %); 793.5 (10 %); 775.5 (8 %); 757.5 (6 %); 739.5 (11 %); 369.2 (8 %); 314.2 (4 %); 199.1 (14 %); 145.1 (29 %); 107.1 (42 %); 57.1 (100 %)

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.68 (d, 1H, Amid-NH); 6.69 (d, 1H, Boc-NH); 4.18-4.00 (4d, 4 x 1H, 2x C7-OH und 2 x C12-OH); 3.77 (2m, 2 x 1H, CH-12); 3.59 (2m, 2 x 1H, CH-7); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.30 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 2.99 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.36-1.84 (2 x 2m, 2 x 2H, CH2-23 und CH2-23‘); 1.34 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.91-0.89 (2d, 2 x 3H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.82 u. 0.81 (2s, 2 x 3H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.58 u. 0.56 (2s, 2 x 3H, CH3-18 u. CH3-18‘)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.56 (d, 1H, Amid-NH); 4.48 (d, 1H, Boc-NH); 3.96 u. 3.94 (2m, 2 x 1H, CH-12); 3.83 (2m, 2 x 1H, CH-7); 3.64 (s, 3H, OCH3); 3.61 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 3.27 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.39-1.99 (2 x 2m, 2 x 2H, CH2-23 und CH2-23‘); 1.40 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.97-0.95 (2d, 2 x 3H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.88 (2s, 2 x 3H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.67 u. 0.66 (2s, 2 x 3H, CH3-18 u. CH3-18‘)

5.2.2.4.3.2. N‘-(N-[t-Butyloxycarbonyl-3αααα-amino]-Cholyl-3αααα‘-amino)-cholsäure

(Boc-CHS-CHS-OH) 18b; Esterverseifung nach AAV II

Ansatzgröße: 1.367 g (1.50 mmol) Boc-CHS-CHS-OMe 18a

Ausbeute: nicht exakt bestimmt (als quantitativ angenommen); das Produkt wurde nach der

Darstellung direkt weiterverwendet.


MS (FAB, m/e): 919.7 (M+ + Na, 8 %); 797.6 (M+ - Boc 9 %); 779.6 (5 %); 761.5 (5 %); 743.6 (3 %); 725.5 (5 %); 355.2 (6 %); 253.2 (7 %); 213.1 (6 %); 154.0 (28 %); 95.1 (51 %); 57.1 (100 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.68 (d, 1H, Amid-NH); 4.43 (d, 1H, Boc-NH); 3.95 u. 3.93 (2m, 2 x 1H, 2 x CH-12); 3.83 (2m, 2 x 1H, 2 x CH-7); 3.67 (m(br), 1H, CHβ-3‘ (Amid)); 3.26 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.43-2.36 u. 2.29-2.22 (2m, 2H, CH2-23 (an COOH)); 1.41 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 1.01-0.96 (2d, 2 x 3H, CH3-21 u. CH3-21‘); 0.88 (2s, 2 x 3H, CH3-19 u. CH3-19‘); 0.68 u. 0.65 (2s, 2 x 3H, CH3-18 u. CH3-18‘)

5.2.2.4.3.3. (Boc-CHS-CHS-CHS-OMe) 19a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: ca. 1.50 mmol (komplette Ausbeute aus 5.2.2.4.2.2.) Boc-CHS-CHS-OH 18b;

687 mg (1.500 mmol) HCl·H2N-CHS-OMe 12c

Das Rohprodukt (ca. 2.0 g) wurde durch Lösen in DCM und anschließendes Ausfällen mit

Hexan gereinigt.


MS (FAB, m/e): 1322.7 (M+ + Na, 7 %); 1300.7 (M+, 2 %); 1270.8 (3 %); 1200.7 (M+ - Boc, 29 %); 1182.8 (10 %); 1164.7 (3 %); 369.2 (7 %); 199.1 (15 %); 154.0 (37 %); 107.0 (51 %); 57.1 (100 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.66 (2d, 2 x 1H, Amid-NH); 4.51 (d, 1H, Boc-NH); 3.95 (3m, 3 x 1H, CH-12); 3.83 (3m, 3 x 1H, CH-7); 3.64 (s, 3H, OCH3); 3.60 (2m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (Amid)); 3.27 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.39-1.99 (3 x 2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23); 1.40 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.97-0.94 (3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21); 0.88 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19); 0.67-0.66 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-18)

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.62 (d, 2 x 1H, Amid-NH); 6.58 (d, 1H, Boc-NH); 4.03-3.95 (6d, 3 x C12-OH u. 3 x C7-OH); 3.78 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-12); 3.61 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-7); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.31 (m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (Amid)); 3.00 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.34-1.86 (3 x 2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.91 (3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21); 0.82 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19); 0.58 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-18)


5.2.2.4.2.4. (Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe) 20a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 750 mg (0.583 mmol) Boc-CHS-CHS-CHS-OH 19b (aus der Verseifung des

Esters Boc-CHS-CHS-CHS-OMe nach AAV II; Ansatzgröße: 1.200 g (0.922 mmol);

Ausbeute: 1.034 g (0.795 mmol, 86.2 % der Theorie), lt. NMR vollständig verseift); 267 mg

(0.583 mmol) HCl·H2N-CHS-OMe 12c


Ausbeute (isoliert): 829 mg (0.490 mmol, 84.1 % der Theorie)

MS (FAB, m/e): 1711.8 (M+ + Na, 6 %); 1691.2 (M+, 3 %); 1590.9 (M+ - Boc, 13 %); 1572.9 (6 %); 1556.8 (2 %); 663.4 (4 %); 442.3 (3 %); 391.2 *5 %);"307.1 (11 %); 219.1 (21 %); 154.0 (92 %); 57.0 (100 %)

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.59 (d, 2 x 1H, Amid-NH); 6.49 (d, 1H, Boc-NH); 3.93 (8d, 4 x C12-OH u. 4 x C7-OH); 3.78 (4m, 4 x 1H, 4 x CH-12); 3.61 (4m, 4 x 1H. 4 x CH-7); 3.56 (s, 3H, OCH3); 3.33 (m(br), 3 x 1H, 3 x CHβ-3 (Amid)); 3.01 (m(br), 1H, CHβ-3 (Boc)); 2.32-1.91 (4 x 2m, 4 x 2H, 4 x CH2-23); 1.35 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.91 (4d, 4 x 3H, 4 x CH3-21); 0.82 (4s, 4 x 3H, 4 x CH3-19); 0.58 (4s, 4 x 3H, 4 x CH3-18)

5.2.2.4.4. Oligopeptide mit N-Valinyl-3αααα-Aminolithocholsäure

5.2.2.4.4.1. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3αααα-amino)-Lithocholsäuremethylester

(Boc-Val-LCS-OMe) 21a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 1.396 g (3.5 mmol) Boc-Val-OH·DCHA 41;

1.491 g (3.5 mmol) HCl·H2N-LCS-OMe 12a

Das Produkt kristallisierte in kleinen Prismen aus einer methanolischen Lösung des

Rohproduktes (ca. 2.0 g). Hiervon konnte die Kristallstruktur ermittelt werden. Die

Röntgenstrukturdaten sind in Anhang B aufgeführt.

Isolierte Ausbeute nach Kristallisation: 1.812 g (3.077 mmol, 87.9 % der Theorie)

Die tatsächliche Ausbeute liegt höher, da die Mutterlauge noch erhebliche Mengen Produkt

enthielt. Diese Produktreste kristallisierten jedoch nicht mehr aus der Mutterlauge aus. Auf

eine chromatographische Reinigung des Restes wurde aufgrund der Empfindlichkeit der Boc-

Schutzgruppe verzichtet.


HR-MS (FAB): für C35H61N2O5+ 589.457900

ber. 589.458049

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.65 (d(br),#1H, Amid-NH); 5.01 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.76 (m(br), 1H, CHβ-3 (LCS) Amid); 3.76 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS)); 2.37-2.29 u. 2.24-2.16 (2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 2.09 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.43 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.93 u. 0.89 (2d, 6H, 2 x CH3 (Val)); 0.91 (s, 3H, CH3-19 (LCS)); 0.89 (d, 3H, CH3-21 (LCS)); 0.63 (s, 3H, CH3-18 (LCS))

5.2.2.4.4.2. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3αααα-amino)-Lithocholsäure

(Boc-Val-LCS-OH) 21b; Esterverseifung nach AAV II

Ansatzgröße: 1.200 g (2.038 mmol) Boc-Val-LCS-OMe 21a

Das Rohprodukt wurde mit Hexan aus TBME ausgefällt.


MS (FAB, m/e): 619.2 (M+ + 2Na, 3 %); 597.3 (M+ + Na, 44 %); 575.3 (M+, 7 %); 519.2 (M+ + 2Na - Boc, 37 %); 497.3 (M+ + Na - Boc, 13 %); 475.2 (M+ - Boc, 57 %); 374.2 (M+ - Boc - Val, 13 %); 116.0 (35 %); 95.0 (32 %); 72.0 (100 %); 57.0 (89 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.92 (d(br), 1H, Amid-NH); 5.14 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.79 (m(br), 1H, CHα (Val) Boc); 3.74 (m(br), 1H, CHβ-3 (LCS) Amid); 2.41-2.34 u. 2.29-2.21 (2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 2.04 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.43 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.93 u. 0.89 (2d, 6H, 2 x CH3 (Val)); 0.92 (s, 3H, CH3-19 (LCS)); 0.92 (d, 3H, CH3-21 (LCS)); 0.63 (s, 3H, CH3-18 (LCS))


5.2.2.4.4.3. N-Valinyl-3αααα-Aminolithocholsäure-Methylester (TFA-Salz)

(TFA·H2N-Val-LCS-OMe) 21c; Boc-Abspaltung nach AAV IV

Ansatzgröße: 400 mg (0.679 mmol) Boc-Val-LCS-OMe 21a

Ausbeute: nicht exakt bestimmt (als quantitativ angenommen)

MS (FAB, m/e): 511.3 (M+ + Na, 17 %); 489.3 (M+, 100 %); 373.2 (M+ - Val, 3 %); 116.0 (35 %); 95.0 (32 %); 72.1 (26 %); 55.0 (6 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.15 (m(br), 3H, -NH3

+ Val); 7.06 (d, 1H, Amid-NH); 3.76 (d, 1H, CHα (Val)); 3.69 (m(br), 1H, CHβ-3 (LCS) Amid); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS)); 2.37-2.29 u. 2.24-2.16 (2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 2.16 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.04 u. 0.98 (2d, 6H, 2 x CH3 (Val)); 0.91 (s, 3H, CH3-19 (LCS)); 0.89 (d, 3H, CH3-21 (LCS)); 0.62 (s, 3H, CH3-18 (LCS))

5.2.2.4.4.4. (Boc-Val-LCS-Val-LCS-OMe) 25a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 391 mg (0.679 mmol) Boc-Val-LCS-OH 21a; ca. 0.679 mmol (komplette

Ausbeute aus 5.2.2.4.4.3.) TFA·H2N-Val-LCS-OMe 21b

Das reine Produkt konnte mit Hexan aus einer DCM-Lösung des Rohproduktes (710 mg)

ausgefällt werden.


MS (FAB, m/e): 1067.7 (M+ + Na, 4 %); 1045.7 (M+, 2 %); 945.6 (M+ - Boc 18 %); 556.4 (6 %); 489.3 (2 %); 457.3 (3 %); 390.2 (6 %); 374.2 (4 %); 107.0 (10 %); 72.0 (100 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.03 (d, 1H, Amid-NH (Val‘)); 5.71 (d(br), 1H, Amid-NH (LCS)); 5.67 (d, 1H, Amid-NH (LCS‘)); 5.01 (d(br), 1H, Boc-NH (Val)); 4.09 (dd, 1H, CHα (Val‘) Amid); 3.77 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.76 (2m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (LCS u. LCS‘) Amid); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS‘)); 2.37-2.07 (2 x 2m, 2 x 2H, 2 x CH2-23 (LCS u. LCS‘)); 2.09 (m, 1H, CHβ (Val)); 2.02 (m, 1H, CHβ (Val‘)); 1.43 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.94-0.89 (insges. 24H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘); 2s, 2 x 3H, 2 x CH3-19 (LCS u. LCS‘); 2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (LCS u. LCS‘)); 0.62 (2s, 2 x 3H, 2 x CH3-18 (LCS u. LCS‘)) (Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-LCS-Val‘-LCS‘-OMe)


5.2.2.4.4.5. (Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe) 26a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 288 mg (0.500 mmol) Boc-Val-LCS-OH 21b;

ca. 0.5 mmol TFA·H2N-Val-LCS-Val-LCS-OMe 25c (komplette Ausbeute aus der Boc-

Abspaltung von 523 mg (0.500 mmol) Boc-Val-LCS-Val-LCS-OMe 25a nach AAV IV)


MS (FAB, m/e): 1525.6 (M+ + Na, 1 %); 1502.6 (M+, 0.3 %); 1402.3 (M+ - Boc, 6 %); 528.4 (1 %); 457.3 (2 %); 390.3 (2 %); 390.2 (6 %); 154.0 (8 %); 72.0 (100 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.20 (d, 1H, Amid-NH (LCS‘ o. LCS‘‘)); 6.10 (d, 1H, Amid-NH (LCS‘‘ o. LCS‘)); 6.10 (d, 1H, Amid-NH (Val‘‘ o. Val‘)); 6.07 (d, 1H, Amid-NH (Val‘ o. Val‘‘)); 6.01 (d, 1H, Amid-NH (LCS)); 5.06 (d, 1H, Boc-NH (Val)); 4.22 (dd, 1H, CHα (Val‘ o. Val‘‘)); 4.19 (dd, 1H, CHα (Val‘‘ o. Val‘)); 3.83 (dd, 1H, CHα (Val)); 3.73 (3m(br), 3 x 1H, 3 x CHβ-3 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS‘‘)); 2.38-1.97 (insges. 9H: 3 x 2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘); 3m, 3 x 1H, 3 x CHβ (Val, Val‘ u. Val‘‘)); 1.43 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.93-0.89 (insges. 36H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘‘); 3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘); 3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 0.62 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-18 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)) (Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-LCS-Val‘-LCS‘-Val‘‘-LCS‘‘-OMe)

5.2.2.4.5. Oligopeptide mit N-[εεεε-Benzyloxycarbonylamino-Lysinyl]-3αααα-Amino-

lithocholsäure

5.2.2.4.5.1. N-(αααα-t-Butoxycatbonylamino-[εεεε-Benzyloxycarbonylamino]-Lysinyl)-3αααα-

Aminolithocholsäure-Methylester (Boc-Lys[Z]-LCS-OMe) 22a;

EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 1.141 g (3.0 mmol) Boc-Lys[Z]-OH 42;

1.278 g (3.0 mmol) HCl·H2N-LCS-OMe 12a

Isolierte Ausbeute: 1.895 g (2.520 mmol, 84.0 % der Theorie)


MS (FAB, m/e): 774.4 (M+ + Na, 17 %); 752.4 (M+, 12 %); 674.4 (M+ + Na - Boc, 3 %); 652.4 (M+ - Boc, 29 %); 545.4 (5 %); 499.3 (5 %); 388.3 (5 %); 218.1 (10 %); 174.1 (9 %); 91.0 (Bn, 100 %); 57.0 (27 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 7.34-7.27 (m, 5H, Phenyl-H der Z-Schutzgruppe) 5.88 (d, 1H, Amid-NH (LCS)); 5.08 (d, 1H, Boc-NH (Lys)); 5.08 (s, 2H, CH2(Z)); 4.80 (t, 1H, Z-NH (Lys)); 3.93 (m, 1H, CHα (Lys)); 3.72 (m(br), 1H, CHβ-3 (LCS)); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS)); 3.17 (m, 2H, CH2ε (Lys)); 2.37-2.29 u. 2.24-2.16 (2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.90 (s, 3H, CH3-19 (LCS)); 0.89 (d, 3H, CH3-21 (LCS)); 0.62 (s, 3H, CH3-18 (LCS))

5.2.2.4.5.2. N-(αααα-t-Butoxycatbonylamino-[εεεε-Benzyloxycarbonylamino]-Lysinyl)-3αααα-

Amino-lithocholsäure (Boc-Lys[Z]-LCS-OH) 22b; Esterverseifung AAV II

Ansatzgröße: 400 mg (0.532 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a


MS (FAB, m/e): 760.5 (M+ + Na, 28 %); 738.5 (M+, 21 %); 660.5 (M+ + Na - Boc, 4 %); 638.5 (M+ - Boc, 20 %); 530.4 (3 %); 485.4 (3 %); 374.3 (3 %); 329.1 (5 %); 307.1 (8 %); 259.1 (7 %); 218.1 (19 %); 175.9 (20 %); 154.0 (45 %); 136.0 (39 %); 91.0 (Bn, 100 %); 57.1 (46 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 7.34-7.27 (m, 5H, Phenyl-H der Z-Schutzgruppe) 6.07 (d, 1H, Amid-NH (LCS)); 5.17 (d, 1H, Boc-NH (Lys)); 5.08 (s, 2H, CH2(Z)); 4.84 (t, 1H, Z-NH); 3.97 (m, 1H, CHα (Lys)); 3.72 (m(br), 1H, CHβ-3 (LCS)); 3.17 (m, 2H, CH2ε (Lys)); 2.41-2.33 u. 2.27-2.19 (2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.91 (s, 3H, CH3-19 (LCS)); 0.91 (d, 3H, CH3-21 (LCS)); 0.63 (s, 3H, CH3-18 (LCS))


5.2.2.4.5.3. N-([εεεε-Benzyloxycarbonylamino]-Lysinyl)-3αααα-Aminolithocholsäure-Methyl-

ester, TFA-Salz (TFA·H2N-Lys[Z]-LCS-OMe) 22c;

Boc-Abspaltung nach AAV IV

Ansatzgröße: 400 mg (0.532 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-OMe 22a

Da die Z-Gruppe ebenfalls säurelabil ist, eine Abspaltung dieser Schutzgruppe aber

unerwünscht war, wurde die Reaktionszeit auf 45 min (bei 0°C) verkürzt.


MS (FAB, m/e): 674.5 (M+ + Na, 7 %); 652.5 (M+, 30 %); 545.6 (5 %); 327.0 (7 %); 281.1 (9 %); 235.1 (14 %); 207.0 (14 %); 175.8 (11 %); 154.1 (20 %); 136.0 (42 %); 91.0 (Bn, 100 %); 73.0 (92 %); 55.0 (51 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 7.34-7.27 (m, 5H, Phenyl-H der Z-Schutzgruppe) 7.06 (d, 1H, Amid-NH (LCS)); 5.07 (s, 2H, CH2(Z)); 4.85 (t, 1H, Z-NH); 3.71 (m(br), 1H, CHβ-3 (LCS)); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS)); 3.40 (m, 1H, CHα (Lys)); 3.17 (m, 2H, CH2ε (Lys)); 2.37-2.29 u. 2.23-2.16 (2m, 2H, CH2-23 (LCS)); 0.91 (s, 3H, CH3-19 (LCS)); 0.89 (d, 3H, CH3-21 (LCS)); 0.62 (s, 3H, CH3-18 (LCS))

5.2.2.4.5.4. (Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe) 27a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 375 mg (0.508 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-OH 21b; ca. 0.53 mmol (komplette

Ausbeute aus 5.2.2.4.5.3.) TFA·H2N-Lys[Z]-LCS-OMe 21c

Das reine Produkt wurde mit Hexan aus einer DCM-Lösung des Rohproduktes ausgefällt.


MS (FAB, m/e): 1393.6 (M+ + Na, 3 %); 1371.6 (M+, 2 %); 1271.6 (M+ - Boc, 7 %); 722.6 (8 %); 492.4 (3 %); 388.2 (3 %); 218.0 (6 %); 136.0 (27 %); 91.0 (100 %)

1H-NMR (CDCl3. 400 MHz): 7.34-7.27 (2m, 2 x 5J, 2 x Phenyl-H der Z-Schutzgruppen (Z u. Z‘)); 6.12 (d, 1H, Amid-NH (Lys‘)); 5.96 (2d, 2 x 1H, 2 x Amid-NH (LCS u. LCS‘)); 5.08 (d, 1H, Boc-NH (Lys)); 5.08 (2s, 2 x 2H, CH2(Z) u. CH2(Z‘)); 4.83 (2t, 2 x 1H, 2 x Z-NH (Lys u. Lys‘)); 4.30 (q, 1H, CHα (Lys‘)); 3.94 (m, 1H, CHα (Lys)); 3.72 (2m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (LCS u. LCS‘)); 3.64 (s, 3H, OCH3 (LCS‘)); 3.17 (2m, 2 x 2H, 2 x CH2ε (Lys u. Lys‘)); 2.35-2.04 (4m, 2 x 2H, 2 x CH2-23 (LCS u. LCS‘)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.90 (2s, 2 x 3H, 2 x CH3-19 (LCS u. LCS‘)); 0.89 (2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (LCS u. LCS‘)); 0.62 u. 0.61 (2s, 2 x 3H, 2 x CH3-18 (LCS u. LCS‘)) (Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]‘-LCS‘-OMe)


5.2.2.4.5.5. Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 28a;

EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 323 mg (0.437 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-OH 22b; ca. 0.437 mmol

TFA·H2N-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe (komplette Ausbeute aus der Boc-Abspaltung von

600 mg (0.437 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe nach AAV IV)

Das Produkt konnte durch Ausfällen mit Hexan aus einer DCM-Lösung gereinigt werden.


MS (FAB, m/e): 1998.4 (M+, 0.1 %); 1888.9 (M+ - Boc, 1 %); 545.4 (1 %); 388.2 (1 %); 174.1 (13 %); 91.0 (100 %)

Der Massenpeak (M+) und der (M+ - Boc)-Peak wichen jeweils um +7 Masseneinheiten von der tatsächlichen Masse ab. Dies ist möglicherweise darauf zurückzuführen, dass die molare Masse der Verbindung an der Messrenze des FAB-Geräts liegt und es auf Massen unterhalb von 1000 kalibriert wurde, zumal das NMR deutlich zeigt, dass es sich tatsächlich um die gewünschte Verbindung handelt. 1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.75 (2d, 2 x 1H, 2 x Amid-NH (Lys‘ u. Lys‘‘)); 7.55 (3d, 3 x 1H, 3 x Amid-NH (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 7.36-7.26 (3m, 3 x 5H, 3 x Phenyl-H der Z-Schutzgruppen (Z, Z‘ u. Z‘‘)); 7.16 (3t, 3 x 1H, 3 x Z-NH (Lys, Lys‘ u. Lys‘‘)); 6.59 (d, 1H, Boc-NH (Lys)); 4.99 (3s, 3 x 2H, CH2(Z), CH2(Z‘) u. CH2(Z‘‘)); 4.11 (2q, 2 x 1H, CHα (Lys‘ u. Lys‘‘)); 3.78 (m, 1H, CHα (Lys)); 3.55 (s, 3H, OCH3 (LCS‘)); 3.50 (3m(br), 3 x 1H, 3 x CHβ-3 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 2.95 (3m, 3 x 2H, 3 x CH2ε (Lys, Lys‘ u. Lys‘‘)); 2.36-2.00 (6m, 3 x 2H, 3 x CH2-23 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 1.36 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.95-0.80 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19; 3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21 (jew. LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)); 0.60 u. 0.59 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-18 (LCS, LCS‘ u. LCS‘‘)) (Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]‘-LCS‘-Lys[Z]‘‘-LCS‘‘-OMe)


5.2.2.4.6. Oligopeptide mit N-Valinyl-3αααα-Aminodesoxycholsäure

5.2.2.4.6.1. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3αααα-amino)-Desoxycholsäuremethyl-

ester (Boc-Val-DCS-OMe) 23a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 798 mg (2 mmol) Boc-Val-OH·DCHA 42;

885 mg (2 mmol) HCl·H2N-DCS-OMe 12b

Das Produkt kristallisierte aus einer Ethylacetat-Lösung des Rohproduktes (ca. 1.2 g).


MS (FAB, m/e): 627.5 (M+ + Na, 39 %); 605.5 (M+, 17 %); 505.4 (M+ - Boc, 39 %); 487.4 (100 %); 388.3 (13 %); 154.0 (14 %); 116.1 (24 %); 72.1 (86 %); 57.0 (63 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.70 (d(br), 1H, Amid-NH); 4.98 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.97 (m, 1H, CH-12 (DCS)); 3.78 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.77 (m(br), 1H, CHβ-3 (DCS) Amid); 3.64 (s, 3H, OCH3 (DCS)); 2.39-2.31 u. 2.25-2.17 (2m, 2H, CH2-23 (DCS)); 2.10 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.43 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.95 (d, 3H, CH3-21 (DCS)); 0.92 u. 0.88 (2d, 6H, 2 x CH3 (Val)); 0.90 (s, 3H, CH3-19 (DCS)); 0.66 (s, 3H, CH3-18 (DCS))

5.2.2.4.6.2. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3αααα-amino)-Desoxycholsäure

(Boc-Val-DCS-OH) 23b; Esterverseifung nach AAV II

Ansatzgröße: 302 mg (0.500 mmol) Boc-Val-DCS-OMe 23a


MS (FAB, m/e): 613.4 (M+ + Na, 55 %); 591.4 (M+, 14 %); 491.3 (M+ + Na - Boc, 27 %); 473.3 (72 %); 390.3 (8 %); 374.2 (9 %); 357.2 (8 %); 175.7 (9 %); 154.0 (26 %); 136.0 (22 %); 116.1 (39 %); 72.1 (100 %); 57.0 (83 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.99 (d(br), 1H, Amid-NH); 5.16 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.98 (m, 1H, CH-12 (DCS)); 3.82 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.75 (m(br), 1H, CHβ-3 (DCS) Amid); 2.43-2.36 u. 2.29-2.22 (2m, 2H, CH2-23 (DCS)); 2.04 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.97 (d, 3H, CH3-21 (DCS)); 0.91 u. 0.88 (2d, 6H, 2 x CH3 (Val)); 0.90 (s, 3H, CH3-19 (DCS)); 0.66 (s, 3H, CH3-18 (DCS))


5.2.2.4.6.3. N-Valinyl-3αααα-Aminodesoxycholsäure-Methylester (TFA-Salz)

(TFA·H2N-Val-DCS-OMe) 23c; Boc-Abspaltung nach AAV IV

Ansatzgröße: 302 mg (0.500 mmol) Boc-Val-DCS-OMe 23a

Um die mögliche Nebenreaktion (Veresterung der freien OH-Gruppe von DCS mit TFA) zu

unterdrücken wurde die Reaktionszeit auf 40 min bei 0°C verkürzt und das Produkt direkt

weiterverwendet.


MS (FAB, m/e): 527.4 (M+ + Na, 14 %); 505.4 (M+, 33 %); 487.4 (51 %); 388.3 (5 %); 175.9 (6 %); 154.0 (24 %); 136.0 (19 %); 107.1 (12 %); 72.1 (100 %); 55.0 (16 %)

5.2.2.4.6.4. (Boc-Val-DCS-Val-DCS-OMe) 29a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 288 mg (0.487 mmol) Boc-Val-DCS-OH 23b; ca. 0.5 mmol (komplette

Ausbeute aus 5.2.2.4.4.3.) TFA·H2N-Val-DCS-OMe 23c

Das reine Produkt konnte mit Hexan aus einer DCM-Lösung des Rohproduktes (516 mg)

ausgefällt werden.


MS (FAB, m/e): 1099.8 (M+ + Na, 4 %); 1077.8 (M+, 7 %); 977.8 (M+ - Boc 6 %); 554.4 (5 %); 487.4 (3 %); 388.3 (7 %+; 374.2 (5 %); 154.0 (11 %); 107.1 (14 %); 72.0 (100 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.09 (d, 1H, Amid-NH (Val‘)); 5.79 (2d, 2 x 1H, 2 x Amid-NH (DCS u. DCS‘)); 5.01 (d(br), 1H, Boc-NH (Val)); 4.08 (dd, 1H, CHα (Val‘) Amid); 3.96 (2m, 2 x 1H, 2 x CH-12 (DCS u. DCS‘)); 3.80 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.76 (2m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (DCS u. DCS‘) Amid) ; 3.64 (s, 3H, OCH3 (DCS‘)); 2.39-2.07 (2 x 2m, 2 x 2H, 2 x CH2-23 (DCS u. DCS‘)); 2.07 (m, 1H, CHβ (Val)); 2.00 (m, 1H, CHβ (Val‘)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.96-0.87 (insges. 24H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘); 2s, 2 x 3H, 2 x CH3-19 (DCS u. DCS‘); 2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (DCS u. DCS‘)); 0.66 u. 0.65 (2s, 2 x 3H, 2 x CH3-18 (DCS u. DCS‘)) (Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-OMe)


5.2.2.4.6.5. (Boc-Val-DCS-Val-DCS-OH) 29b; Esterverseifung nach AAV II

Ansatzgröße: 431 mg (0.400 mmol) Boc-Val-DCS-Val-DCS-OMe 29a


MS (FAB, m/e): 1085.8 (M+ + Na, 12 %); 1063.8 (M+, 13 %); 963.8 (M+ - Boc 7 %); 554.4 (5 %); 473.4 (5 %); 374.3 (5 %); 154.0 (32 %); 72.0 (100 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.66 (d, 1H, Amid-NH (Val‘)); 6.34 u. 6.25 (2d, 2 x 1H, 2 x Amid-NH (DCS u. DCS‘)); 5.16 (d(br), 1H, Boc-NH (Val)); 4.27 (dd, 1H, CHα (Val‘) Amid); 3.96 (2m, 2 x 1H, 2 x CH-12 (DCS u. DCS‘)); 3.87 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.71 (2m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (DCS u. DCS‘) Amid) ; 2.41-1.98 (insges. 6H: 2 x 2m, 2 x 2H, 2 x CH2-23 (DCS u. DCS‘); 2m, 2 x 1H, 2 x CHβ (Val u. Val‘)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.99 (2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (DCS u. DCS‘)); 0.92-0.88 (insges. 18H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘); 2s, 2 x 3H, 2 x CH3-19 (DCS u. DCS‘)); 0.66 (2s, 2 x 3H, 2 x CH3-18 (DCS u. DCS‘)) (Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-OH)

5.2.2.4.6.6. (Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe) 30a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 288 mg (0.338 mmol) Boc-Val-DCS-Val-DCS-OH 29b; ca. 0.338 mmol

TFA·H2N-Val-DCS-OMe 23c (komplette Ausbeute aus der Boc-Abspaltung von 205 mg

(0.338 mmol) Boc-Val-DCS-OMe [] nach AAV IV; vgl. 5.2.2.4.6.3.)

Das reine Produkt konnte durch Ausfällen mit Hexan aus einer DCM-Lösung des

Rohproduktes (ca. 500 mg) erhalten werden.



MS (FAB, m/e): 1572.8 (M+ + Na, 2 %); 1550.8 (M+,"1 %); 1450.7 (M+ - Boc, 4 %); 526.4 (2 %); 455.3 (2 %); 388.3 (4 %); 255.2 (2 %); 154.0 (23 %); 72.0 (100 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.40 (d, 1H, Amid-NH (DCS‘ o. DCS‘‘)); 6.26 (d, 1H, Amid-NH (DCS‘‘ o. DCS‘)); 6.18 (d, 1H, Amid-NH (Val‘‘ o. Val‘)); 6.14 (d, 1H, Amid-NH (Val‘ o. Val‘‘)); 6.04 (d, 1H, Amid-NH (DCS)); 5.05 (d, 1H, Boc-NH (Val)); 4.25 (dd, 1H, CHα (Val‘ o. Val‘‘)); 4.21 (dd, 1H, CHα (Val‘‘ o. Val‘)); 3.95 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-12 (DCS, DCS‘ u. DCS‘‘)); 3.86 (dd, 1H, CHα (Val)); 3.72 (3m(br), 3 x 1H, 3 x CHβ-3 (DCS, DCS‘ u. DCS‘‘)); 3.65 (s, 3H, OCH3 (DCS‘‘)); 2.38-2.07 (3 x 2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23 (DCS, DCS‘ u. DCS‘‘)); 2.07 (m, 1H, CHβ (Val)); 2.00 (m, 1H, CHβ (Val‘ o. Val‘‘)); 1.97 (m, 1H, CHβ (Val‘‘ o. Val‘)); 1.43 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.96-0.87 (insges. 36H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘‘); 3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19 (DCS, DCS‘ u. DCS‘‘); 3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21 (DCS, DCS‘ u. DCS‘‘)); 0.66 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-18 (DCS, DCS‘ u. DCS‘‘)) (Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-DCS-Val‘-DCS‘-Val‘‘-DCS‘‘-OMe)

5.2.2.4.7. Oligopeptide mit N-Valinyl-3αααα-Aminocholsäure

5.2.2.4.7.1. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3αααα-amino)-Cholsäuremethylester

(Boc-Val-CHS-OMe) 24a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 798 mg (2 mmol) Boc-Val-OH·DCHA 41;

916 mg (2 mmol) HCl·H2N-CHS-OMe 12c

Das Produkt kristallisierte aus einer Ethylacetat-Lösung des Rohproduktes (ca. 1.35 g).


MS (FAB, m/e): 643.3 (M+ + Na, 20 %); 621.4 (M+, 13 %); 521.3 (M+ - Boc, 20 %); 503.3 (6 %); 485.3 (34 %); 386.2 (8 %); 369.2 (10 %); 182.2 (52 %); 154.0 (17 %); 116.0 (30 %); 72.1 (100 %); 57.0 (89 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.97 (d(br), 1H, Amid-NH); 5.00 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.97 (m, 1H, CH-12 (CHS)); 3.84 (m, 1H, CH-7 (CHS)); 3.77 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.64 (s, 3H, OCH3 (CHS)); 3.62 (m(br), 1H, CHβ-3 (CHS) Amid); 2.38-2.31 u. 2.25-2.18 (2m, 2H, CH2-23 (CHS)); 2.08 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.96 (d, 3H, CH3-21 (CHS)); 0.91 u. 0.87 (2d, 6H, 2 x CH3 (Val)); 0.90 (s, 3H, CH3-19 (CHS)); 0.68 (s, 3H, CH3-18 (CHS))


5.2.2.4.7.2. N-([t-Butyloxycarbonylamino]-valinyl-3αααα-amino)-Cholsäure

(Boc-Val-CHS-OH) 24b; Esterverseifung nach AAV II

Ansatzgröße: 311 mg (0.500 mmol) Boc-Val-CHS-OMe 24a


MS (FAB, m/e): 629.3 (M+ + Na, 8 %); 607.3 (M+, 5 %); 507.3 (M+ + Na - Boc, 4 %); 489.3 (2 %); 471.3 (7 %); 355.2 (3 %); 289.0 (3 %); 175.7 (11 %); 154.0 (31 %); 136.0 (28 %); 81.0 (55 %); 72.0 (73 %); 57.0 (84 %); 55.0 (100 %);

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.10 (d(br), 1H, Amid-NH); 5.16 (d(br), 1H, Boc-NH); 3.98 (m, 1H, CH-12 (CHS)); 3.84 (m, 1H, CH-7 (CHS)); 3.82 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.61 (m(br), 1H, CHβ-3 (CHS) Amid); 2.42-2.34 u. 2.31-2.22 (2m, 2H, CH2-23 (CHS)); ca. 2.0 (m, 1H, CHβ (Val)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.99 (d, 3H, CH3-21 (CHS)); 0.91 u. 0.89 (2d, 6H, 2 x CH3 (Val)); 0.90 (s, 3H, CH3-19 (CHS)); 0.68 (s, 3H, CH3-18 (CHS))

5.2.2.4.7.3. (Boc-Val-CHS-Val-CHS-OMe) 31a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 301 mg (0.496 mmol) Boc-Val-CHS-OH 24b; ca. 0.5 mmol (komplette

Ausbeute aus der Boc-Abspaltung von 205 mg (0.338 mmol) Boc-Val-CHS-OMe 24a nach

AAV IV; vgl. 5.2.2.4.6.3.) TFA·H2N-Val-CHS-OMe 24c

Das reine Produkt konnte mit Hexan aus einer DCM-Lösung des Rohproduktes ausgefällt

werden.



MS (FAB, m/e): 1131.7 (M+ + Na, 6 %); 1109.7 (M+, 5 %); 1009.7 (M+ - Boc 7 %); 485.3 (2 %); 422.2 (4 %); 386.2 (4 %); 369.2 (7 %); 154.0 (28 %); 95.1 (47 %); 72.0 (90 %); 55.0 (100 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 6.48 (d, 1H, Amid-NH (CHS‘)); 6.37 (d, 1H, Amid-NH (Val‘)); 6.19 (d, 1H, Amid-NH (CHS)); 5.14 (d(br), 1H, Boc-NH (Van)); 4.11 (dd, 1H, CHα (Val‘) Amid); 3.97 (2m, 2 x 1H, 2 x CH-12 (CHS u. CHS‘)); 3.88 (dd, 1H, CHα (Val) Boc); 3.83 (2m, 2 x 1H, 2 x CH-7 (CHS u. CHS‘)); 3.64 (s, 3H, OCH3 (CHS‘)); 3.60 (2m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (CHS u. CHS‘)); 1.42 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 1.00 u. 0.96 (2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (CHS u. CHS‘)); 0.93-0.87 (insges. 18H: 2d, 6H, 2 x CH3 (Val); 2d, 6H, 2 x CH3 (Val‘); 2s, 2 x 3H, 2 x CH3-19 (CHS u. CHS‘)); 0.67 (2s, 2 x 3H, 2 x CH3-18 (CHS u. CHS‘)) 1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.74 (d, 1H, Amid-NH (CHS‘)); 7.66 (d, 1H, Amid-NH (CHS)); 7.56 (d, 1H, Amid-NH (Val‘)); 6.36 (d, 1H, Boc-NH (Val)); 4.08 (dd, 1H, CHα (Val‘)); 4.03-3.99 (4d, 4 x 1H, 2 x C7-OH u. 2 x C12-OH (CHS u. CHS‘)); 3.78 (2m, 2 x 1H, 2 x CH-12 (CHS u. CHS‘)); 3.73 (dd, 1H, CHα (Val)); 3.62 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-(CHS u. CHS‘)); 3.56 (s, 3H, OCH3 (CHS‘‘)); 3.36 (2m(br), 2 x 1H, 2 x CHβ-3 (CHS u. CHS‘)); 2.34-2.13 (2 x 2m, 2 x 2H, 2 x CH2-23 (CHS u. CHS‘)); 1.98 (2m, 2 x 1H, CHβ (Val u. Val‘)); 1.37 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.93-0.90 (2d, 2 x 3H, 2 x CH3-21 (CHS u. CHS‘)); 0.83 (2s, 2 x 2H, 2 x CH3-19 (CHS u. CHS‘)); 0.82-0.77 (2 x 2d, 12H, 2 x CH3 (Val), 2 x CH3 (Val‘)); 0.58 (2s, 2 x 3H, 2 x CH3-18 (CHS u. CHS‘)) (Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-CHS-Val‘-CHS‘-OMe)

5.2.2.4.7.4. (Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe) 32a; EDC-Kopplung nach AAV VI

Ansatzgröße: 375 mg (0.342 mmol) Boc-Val-CHS-Val-CHS-OH 31b (aus Verseifung von

400 mg (0.360 mmol) des Esters Boc-Val-CHS-Val-CHS-OMe 31a nach AAV II); ca.

0.338 mmol TFA·H2N-Val-CHS-OMe 24c (komplette Ausbeute aus der Boc-Abspaltung von

205 mg (0.338 mmol) Boc-Val-CHS-OMe 24a nach AAV IV; vgl. 5.2.2.4.6.3.)



MS (FAB, m/e): 1621.0 (M+ + Na, 8 %); 1599.0 (M+, 4 %); 1499.5 (M+ - Boc, 11 %); 674.3 (2 %); 453.3 (4 %); 386.2 (8 %); 154.0 (16 %); 72.1"(100 %)

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.72 (2d, 2 x 1H, Amid-NH (CHS‘ u. CHS‘‘)); 7.66 (d, 1H, Amid-NH (CHS)); 7.55 (2d, 2 x 1H, Amid-NH (Val‘ u. Val‘‘)); 6.33 (d, 1H, Boc-NH (Val)); 4.08 (2dd, 2 x 1H, CHα (Val‘ u. Val‘‘)); 4.00-3.97 (6d, 6 x 1H, 3 x C7-OH u. 3 x C12-OH (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 3.79 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-12 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 3.74 (dd, 1H, CHα (Val)); 3.62 (3m, 3 x 1H, 3 x CH-7 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 3.56 (s, 3H, OCH3 (CHS‘‘)); 3.37 (3m(br), 3 x 1H, 3 x CHβ-3 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 2.34-2.14 (3 x 2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 1.98 (3m, 3 x 1H, CHβ (Val, Val‘ u. Val‘‘)); 1.37 (s, 9H, (CH3)3 Boc); 0.93-0.91 (3d, 3 x 3H, 3 x CH3-21 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 0.83 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-19 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)); 0.81-0.78 (3 x 2d, 18H, 2 x CH3 (Val), 2 x CH3 (Val‘), 2 x CH3 (Val‘‘)); 0.58 (3s, 3 x 3H, 3 x CH3-18 (CHS, CHS‘ u. CHS‘‘)) (Zur Differenzierung der NMR-Signale der einzelnen Bausteine (soweit möglich) wurde folgende Bezeichnung gewählt: Boc-Val-CHS-Val‘-CHS‘-Val‘‘-CHS‘‘-OMe)


5.2.2.5. Cyclische Pseudopeptide (bzw. Oligoamide) aus Aminocholansäurebausteinen

5.2.2.5.1. Unsystematische Oligocyclisierung monomerer 3αααα-Aminocholansäuren

5.2.2.5.1.1. Oligocyclisierung von 3αααα-Aminolithocholsäure nach AAV VII

Ansatzgröße: 476 mg (1 mmol) 3α-(t-Butyloxycarbonylamino)-Lithocholsäure 11a

Rohprodukt: 453 mg

Die säulenchromatographische Auftrennung des Produktgemisches, das laut FAB-Massen-

spektrum Aminolithocholsäure-cyclodiamid 33a, -cyclotriamid 33b und geringe Mengen des

Cyclotetramers 33c enthielt, war bislang leider nicht erfolgreich, da die beiden

Hauptprodukte, wahrscheinlich Cyclodimer 33a und Cyclotrimer 33b, selbst in verschiedenen

getesteten Laufmittelgemischen (DCM:Hexan, DCM:Hexan:MeOH, EE:Hexan, THF:Hexan,

THF:Hexan:MeOH, TBME:Hexan, Et2O:Hexan, jeweils in unterschiedlichen Mischungs-

verhältnissen) sehr ähnliche Laufeigenschaften zeigten (∆Rf sehr gering) und in der Flash-

Säulenchromatographie nur leichte Antrennungen beobachtet werden konnten. Da die

unfunktionalisierten Aminolithocholsäurecyclen nur als Modellsysteme für die auf der

Innenseite noch OH-funktionalisierten Aminodesoxycholsäure- und Aminocholsäure-

Cyclooligoamide dienten und keine weitere Verwendung geplant war, wurde hier auf weitere

Trennversuche (HPLC etc.) verzichtet. Im 1H-NMR-Spektrum des Rohproduktes zeigten sich

im Bereich der NH-Protonen drei Signale im Intensitätsverhältnis 1 : 0.85 : 0.17, woraus man

auf ein Massenverhältnis der Produkte von 49 % : 42 % : 9 % schließen kann (Annahme: Die

Cyclen zeigen aufgrund ihrer Symmetrie jeweils einen einfachen Signalsatz; da die

Grundeinheit, der monomere Baustein, jeweils gleich ist, geben die molaren Intensitäten dann

direkt das Massenverhältnis der Produkte wieder).

Analytischg Daten des Gemisches:

MS (FAB, m/e): 1430.3 (M+ Cyclotetramer, 1 %); 1073.0 (M+ Cyclotrimer, 3 %); 715.6 (M+ Cyclodimer, 6 %)

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.80 (d, Amid-NH, Intensität: 0.3870); 7.56 (d, Amid-NH, Intensität: 0.4555); 6.82 (d, Amid-NH, Intensität: 0.0796); 3.37 (m(br), jeweils CHβ-3, Gesamtintensität: 1.000); 0.93-0.86 (jeweils CH3-19 und CH3-21); 0.61 u. 0.57 (jeweils CH3-18)


5.2.2.5.1.2. Oligocyclisierung von 3αααα-Aminodesoxycholsäure nach AAV VII

Ansatzgröße: 492 mg (1 mmol) 3α-(t-Butyloxycarbonylamino)-Desoxycholsäure 11b

Rohprodukt: 462 mg

Wie bei der Oligocyclisierung von Aminolithocholsäure zeigte auch hier das Massenspektrum

des Produktgemisches Massenpeaks des Cyclodimers 34a, des Cyclotrimers 34b und des

Cyclotetramers 34c. Das Produktgemisch wurde säulenchromatographisch getrennt. Als

Laufmittel diente zunächst THF:Hexan:MeOH (Gradient: 20:90:5 –> 40:80:5.5). Die noch

verunreinigten Fraktionen, die Cyclodimer und Cyclotrimer enthielten, wurden danach

nochmals mit DCM:Hexan:MeOH (Gradient: 30:90:5 –> 40:40:20) säulenchromatographisch

gereinigt.

Isolierte Ausbeuten:

3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclodiamid 34a: 120 mg (0.161 mmol; 32.1 % der Theorie)

3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b: 34 mg (0.030 mmol; 9.1 % der Theorie)

Das Cyclotetramer 34c konnte leider nicht isoliert werden, da es wahrscheinlich in zu

geringen Mengen im Rohprodukt enthalten war.

Das Cyclodimer 34a und das Cyclotrimer 34b kristallisierten jeweils aus DCM/MeOH.

Während jedoch die Kristallstruktur des Cyclodimers gelöst werden konnte, gelang dies beim

Cyclotrimer bislang nicht, da die (makroskopisch einkristallin erscheinenden) Kristalle aus

zahlreichen übereinandergelagerten einkristallinen(?) Schichten aufgebaut sind, wie eine

genauere mikroskopische Analyse ergab. Auch andere Lösemittelgemische lieferten hier

bislang keine besseren Ergebnisse.

Analytische Daten der beiden Cyclen:


3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclodiamid 34a:

Kristallstrukturdaten des Cyclodimers siehe Anhang C.

MS (FAB, m/e): 769.6 (M+ + Na, 14 %); 747.6 (M+, 7 %); 711.6 (36 %); 410.3 (7 %); 281.1 (9 %); 147.1 (34 %); 107.1 (34 %); 81.1 (58 %); 55.0 (100 %)

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.71 (d, 2H, 2 x Amid-NH); 3.83 (d, 2H, 2 x C12-OH); 3.60 (m, 2H, 2 x CH-12); 3.48 (m(br), 2H, 2 x CHβ-3); 0.96 (d, 6H, 2 x CH3-21); 0.88 (s, 6H, 2 x CH3-19); 0.57 (s, 6H, 2 x CH3-18) Anmerkungen zum NMR: Das Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C2-Symmetrie des Cyclus. Das kristalline Cyclodimer ist in DMSO-d6 nur sehr schlecht löslich, in CDCl3 gar nicht.

3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b:

MS (FAB, m/e): 1142.9 (M+ + Na, 15 %); 1120.9 (M+, 25 %); 1102.9 (3 %); 1084.9 (3 %); 1066.9 (17 %); 413.2 (2 %); 329.1 (8 %); 259.1 (13 %); 175.8 (37 %); 152.0 (96 %); 136.0 (97 %); 55.0 (100 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.22 (d, 3H, 3 x Amid-NH); 3.98 (m, 3H, 3 x CH-12); 3.77 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3); 2.21-2.13 u. 2.10-2.02 (2m, 2 x 3H, 3 x CH2-23); 0.98 (d, 9H, 3 x CH3-21); 0.91 (s, 9H, 3 x CH3-19); 0.67 (s, 9H, 3 x CH3-18) Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C3-Symmetrie des Cyclus.

5.2.2.5.1.3. Oligocyclisierung von 3αααα-Aminocholsäure nach AAV VII

Ansatzgröße: 508 mg (1 mmol) 3α-(t-Butyloxycarbonylamino)-Cholsäure 11c

In Abweichung von der AAV wurde der Ansatz folgendermaßen aufgearbeitet: Zunächst

wurde die wäßrige Phase mit NaCl gesättigt und (weitgehend) von der organischen Phase

getrennt, anschließend dann das Präzipitat, das sich an der Phasengrenze bzw. in der wäßrigen

Phase gebildet hatte, abgesaugt. Die organische Phase wurde gemäß der AAV weiter

aufgearbeitet, enthielt aber laut Massenspektrum keine Cyclooligomere der Aminocholsäure.

Das Präzipitat hingegen (228 mg) bestand fast ausschließlich aus dem 3α-Aminocholsäure-

cyclodiamid 35a, vermischt mit geringen Mengen Cyclotrimer, Cyclotetramer und weiteren,

nicht näher charakterisierten Verunreinigungen (insgesamt ca. 5-15 %). Die Reinigung

erfolgte durch Kristallisation aus THF/EtOH und Dioxan/DCM, hierbei wurde reines

Cyclodimer erhalten. Die massenspektrometrisch nachgewiesenen höheren Cyclooligomere

(Cyclotrimer und Cyclotetramer) konnten leider nicht isoliert werden, da sie wahrscheinlich

in zu geringer Menge im Präzipitat enthalten waren.


Isolierte Ausbeute an 3α-Aminocholsäure-Cyclodiamid 35a:

189 mg (0.243 mmol; 48.5 % der Theorie)

Analytische Daten von 3α-Aminocholsäure-Cyclodiamid 35a:

MS (FAB, m/e): 801.5 (M+ + Na, 25 %); 779.5 (M+, 16 %); 761.5 (2 %); 743.5 (2 %); 725.5 (2 %); 707.5 (19 %); 391.3 (4 %); 329.1 (11 %); 259.1 (17 %); 154.0 (100 %)

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.34 (d, 2H, 2 x Amid-NH); 3.97 (d, 2H, 2 x C7-OH); 3.74 (m, 2H, 2 x CH-12); 3.64 (m, 2H, 2 x CH-7); 3.31 (m(br), 2H, 2 x CHβ-3); 3.15 (d, 2H, 2 x C12-OH); 0.93 (d, 6H, 2 x CH3-21); 0.81 (s, 6H, 2 x CH3-19); 0.57 (s, 6H, 2 x CH3-18) Das Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C2-Symmetrie des Cyclus.

5.2.2.5.2. Systematische Cyclisierung linearer Oligoamide

5.2.2.5.2.1. Cyclisierung reiner 3αααα-Aminocholansäure-Oligoamide (Typ 1)

5.2.2.5.2.1.1. Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a nach AAV VII

Ansatzgröße: 500 mg (0.399 mmol) Boc-DCS-DCS-DCS-OMe 16a

Der Methylester wurde zunächst nach AAV II verseift und anschleißend ohne weitere

Reinigung den Cyclisierungsbedingungen (AAV VII) unterworfen.

Rohprodukt: 578 mg

Die dünnschichtchromatographische Analyse zeigte eine Reihe von Produkten, jedoch waren

klar zwei Hauptprodukte erkennbar. Die säulenchromatographische Trennung des

Produktgemisches (zunächst Abtrennung des Dicyclohexylharnstoffes mit 100 % Chloroform,

dann Trennung der übrigen Produkte mit DCM:Hexan:MeOH (Gradient: 20:120:5 –>

50:50:10)) lieferte reines Cyclotrimer 34b und eine Mischfraktion (95 mg), die zu einem

Massenanteil von ca. 40-50 % (abgeschätzt mittels NMR-Intensitäten) das Cyclohexamer 34d

(Produkt der Cyclodimerisierung) enthielt. Letztere wurde nochmals säunenchroma-

tographisch aufgetrennt (Gradient: 10:120:2.5 –> 40:120:5) und lieferte reines Cyclohexamer.


Isolierte Ausbeuten:

3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b: 185 mg (0.165 mmol; 41.4 % der Theorie)

3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclohexaamid 34d: 42 mg (0.019 mmol; 9.4 % der Theorie)

Analytische Daten:

3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 34b:

Die analytischen Daten stimmen mit denen des Cyclotrimers aus 5.2.2.5.1.2. überein.

Zusätzlich wurde ein 600MHz-NMR-Spektrum aufgenommen und eine Probe mittels MALDI

massenspektrometrisch untersucht:

1H-NMR (CDCl3, 600 MHz): 5.21 (d, 3H, 3 x Amid-NH); 3.97 (m, 3H, 3 x CH-12); 3.76 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3); 2.19-2.13 u. 2.09-2.03 (2m, 2 x 3H, 3 x CH2-23); 0.98 (d, 9H, 3 x CH3-21); 0.90 (s, 9H, 3 x CH3-19); 0.67 (s, 9H, 3 x CH3-18) Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C3-Symmetrie des Cyclus. Das MALDI-Spektrum bestätigt die Ergebnisse des FAB-Massenspektrums (vgl. 5.2.2.5.1.2.) und zeigt einen Massenpeak sowie einen Peak bei M+ + Na.

3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclohexaamid 34d:

Da das FAB-Massenspektrometer lediglich bis in einen m/e-Bereich von 2000-2100 mißt,

mußte für die massenspektrometrische Analyse des Cyclohexamers auf die MALDI

zurückgegriffen werden.

MS (MALDI): ein einziger Peak bei 2268.63 (M+ + Na; theoret.: 2264.46), sowie in sehr geringen Intensitäten der Massenpeak und darauffolgend eine Reihe von sechs weiteren Peaks, jeweils im Abstand von ca. 18 m/z-Einheiten (sechsmalige Abspaltung von H2O (aus 6 OH-Gruppen) aus dem Molekül).

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.88 (d, 3H, 3 x Amid-NH); 3.96 (m, 3H, 3 x CH-12); 3.80 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3); 2.11 (2m, 2 x 3H, 3 x CH2-23); 0.98 (d, 9H, 3 x CH3-21); 0.91 (s, 9H, 3 x CH3-19); 0.67 (s, 9H, 3 x CH3-18) Das Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C6-Symmetrie des Cyclus.


5.2.2.5.2.1.2. Cyclisierung von Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe 17a nach AAV VII

Ansatzgröße: 500 mg (0.307 mmol) Boc-DCS-DCS-DCS-DCS-OMe 17a



Rohprodukt: 487 mg

Die säulenchromatographische Trennung des Produktgemisches (zunächst Abtrennung des

Dicyclohexylharnstoffes mit 100 % Chloroform, dann Trennung der übrigen Produkte mit

DCM:Hexan:MeOH (Gradient: 20:120:5 –> 50:50:10)) lieferte das reine Cyclotetramer 34c.

Isolierte Ausbeute:

3α-Aminodesoxycholsäure-Cyclotetraamid 34c: 145 mg (0.097 mmol; 31.6 % der Theorie)

MS (FAB, m/e): 1516.4 (M+ + Na, 4 %); 1494.4 (M+, 13 %); 460.2 (2 %); 307.0 (20 %); 259.0 (17 %); 154.0 (100 %); 72.1 (86 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.27 (d, 4H, 4 x Amid-NH); 3.98 (m, 4H, 4 x CH-12); 3.75 (m(br), 4H, 4 x CHβ-3); 2.18-2.10 u. 2.08-2.00 (2m, 2 x 4H, 4 x CH2-23); 0.97 (d, 12H, 4 x CH3-21); 0.90 (s, 12H, 4 x CH3-19); 0.67 (s, 12H, 4 x CH3-18) Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C4-Symmetrie des Cyclus.

5.2.2.5.2.1.3. Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-OMe 19a nach AAV VII

Ansatzgröße: 500 mg (0.389 mmol) Boc-CHS-CHS-CHS-OMe 19a



Ähnlich wie bei der unsystematischen Oligocyclisierung trat auch hier bei der Aufarbeitung

eine kleine Menge Präzipitat auf (16 mg), welche zunächst isoliert wurde. Die

kernresonanzspektroskopische und massenspektrometrische Analyse zeigte, dass es etwa

30-50 % Cyclotrimer 35b enthielt. Eine Reinisolierung gelang jedoch aufgrund der schlechten

Löslichkeit nicht. Die organische Phase wurde nach der Aufarbeitung eingeengt und

anschließend nochmals in wenig Chloroform aufgenommen. Daraus kristallisierten langsam

würfelförmige Kristalle, die mittels MALFI und NMR als Cyclohexamer 35d identifiziert

werden konnten. Eine Bestimmung der Kristallstruktur gelang leider bislang nicht.


Isolierte Ausbeute:

3α-Aminocholsäure-Cyclohexaamid 35d: 148 mg (0.063 mmol; 32.6 % der Theorie)

Analytische Daten:

Da das FAB-Massenspektrometer lediglich bis in einen m/e-Bereich von 2000-2100 mißt,

mußte für die massenspektrometrische Analyse des Cyclohexamers auf die MALDI

zurückgegriffen werden.

MS (MALDI): ein einziger Peak bei 2363.41 (M+ + Na; theoret.: 2360.45), sowie in sehr geringer Intensität der Massenpeak. Weitere Peaks traten oberhalb von 500 nicht auf bzw. waren in unterschiedlichen Matrizes nicht reproduzierbar, woraus sich schließen läßt, dass es sich hierbei um Matrixeffekte handelt.

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 5.78 (d, 6H, 6 x Amid-NH); 3.95 (m, 6H, 6 x CH-12); 3.95 (m, 6H, 6 x CH-7); 3.64 (m(br), 6H, 6 x CHβ-3); 0.98 (d, 18H, 6 x CH3-21); 0.89 (s, 18H, 6 x CH3-19); 0.67 (s, 18H, 6 x CH3-18) Das Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C6-Symmetrie des Cyclus.

5.2.2.5.2.1.4. Cyclisierung von Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a

Ansatzgröße: 500 mg (0.296 mmol) Boc-CHS-CHS-CHS-CHS-OMe 20a



Bereits während der Reaktion trat eine größere Menge Präzipitat auf, die zunächst abgetrennt

wurde. Auch bei der weiteren Aufarbeitung traten kleinere Mengen Präzipitat auf, die jeweils

gesondert untersucht wurden. Das bereits während der Reaktion ausgefallene Präzipitat

konnte als Cyclotetramer identifiziert werden. Aufgrund der sehr schlechten Löslichkeit des

Präzipitats (es löste sich lediglich in DMSO) gelang eine weitere Reinigung jedoch bislang

nicht.

Isolierte Ausbeute:

3α-Aminocholsäure-Cyclotetraamid 35c: 234 mg (0.150 mmol; 50.7 % der Theorie)


MS (MALDI): Peaks bei 1580.12 (M+ + Na; theoret.: 1580.30), 1602.11 (M+ + 2Na), 1624.13 (M+ + 3Na), sowie in sehr geringer Intensität der Massenpeak. In DHB-Matrix traten oberhalb von 500 weitere Peaks auf, jedoch waren sie in aCN-Matrix nicht reproduzierbar, woraus sich schließen läßt, dass es sich hierbei möglicherweise um Matrixeffekte handelt.

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): 7.65 (d, 4H, 4 x Amid-NH); 4.05 (br, 2 x 4H, C7-OH u. C12-OH); 3.78 (m, 4H, 4 x CH-12); 3.61 (m, 4H, 4 x CH-7); 3.29 (m(br), 4H, 4 x CHβ-3); 0.90 (d, 12H, 4 x CH3-21); 0.83 (s, 12H, 4 x CH3-19); 0.58 (s, 12H, 4 x CH3-18) Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C4-Symmetrie des Cyclus.

5.2.2.5.2.2. Cyclisierung gemischter L-Aminosäure-/3αααα-Aminocholansäure-Oligoamide

(Typ 2) 5.2.2.5.2.2.1. Cyclisierung von Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a

Ansatzgröße: 500 mg (0.333 mmol) Boc-Val-LCS-Val-LCS-Val-LCS-OMe 26a



Das Rohprodukt (480 mg) wurde säulenchromatographisch gereinigt (Laufmittel

DCM:Hexan:MeOH 20:120:2.5; die noch mit Dicyclohexylharnstoff verunreinigte

Produktfraktion wurde nochmals chromatographiert. Laufmittel: zunächst Chloroform 100 %,

danach DCM:Hexan:MeOH 50:50:10). Das Produkt (Cyclotrimer 36) kristallisiert aus

DCM/MeOH. Höhere Cyclooligomere konnten nicht isoliert bzw. gefunden werden.

Isolierte Ausbeute:

3α-Valinylaminolithocholsäure-Cyclotriamid 36: 220 mg (0.161 mmol; 48.3 % der Theorie)

MS (FAB, m/e): 1369.7 (M+, 6 %); 457.2 (2 %); 412.2 (1 %); 358.2 (2 %); 121.1 (5 %); 72.1 (100 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.28 (d, 3H, 3 x Amid-NH (LCS)); 6.10 (d, 3H, 3 x Amid-NH (Val)); 4.56 (m, 3H, 3 x CHα (Val)); 3.64 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3 (LCS)); 2.21-2.16 u. 2.07-2.01 (2m, 2 x 3H, 3 x CH2-23); 0.95 (d, 9H, 3 x CH3-21 (LCS)); 0.92 (s, 9H, 3 x CH3-19 (LCS)); 0.90 u. 0.89 (2d, 2 x 9H, 6 x CH3 (Val)); 0.67 (s, 9H, 3 x CH3-18 (LCS)) Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C3-Symmetrie des Cyclus.


5.2.2.5.2.2.2. Cyclisierung von Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 28a

Ansatzgröße: 500 mg (0.251 mmol) Boc-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-Lys[Z]-LCS-OMe 28a



Das Rohprodukt (358 mg) wurde säulenchromatographisch gereinigt (Laufmittel: zunächst

Chloroform 100%, dann DCM:Hexan:MeOH, Gradient: 20:240:5 –> 20:120:5 –> 20:60:5).

Das Produkt (Cyclotrimer) kristallisiert aus DCM/MeOH. Höhere Cyclooligomere konnten

nicht isoliert bzw. gefunden werden.

Isolierte Ausbeute an 3α-([ε-benzyloxycarbonylamino]lysinylamino)-Lithocholsäure-Cyclo-

triamid 37: 87 mg (0.047 mmol; 18.6 % der Theorie)

MS (FAB, m/e): 1878.8 (M+ + Na, 0.2 %); 1856.8 (M+ (theor. 1859.7), 0.6 %); 1423.6 (0.6 %); 804.3 (1.5 %); 663.3 (0.7 %); 540.1 (0.8 %); 402.1 (1 %); 225.1 (21.2 %); 154.0 (26 %); 91.0 (100 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.08 (d, 3 x 1H, 3 x Amid-NH (LCS)); 7.33-7.26 (m, 3 x 5H, 3 x Phenyl-H der Z-Schutzgruppe); 6.17 (d, 3 x 1H, 3 x Amid-NH (Lys)); 5.03 (s, 3 x 2H, 3 x CH2(Z)); 5.03 (t, 3 x 1H, 3 x Z-NH); 4.72 (m, 3 x 1H, 3 x CHα (Lys)); 3.59 (m(br), 3 x 1H, 3 x CHβ-3 (LCS)); 3.09 (m, 3 x 2H, 3 x CH2ε (Lys)); 2.15 u. 1.96 (2m, 3 x 2H, 3 x CH2-23 (LCS)); 0.92 (s, 3 x 3H, 3 x CH3-19 (LCS)); 0.91 (d, 3 x 3H, 3 x CH3-21 (LCS)); 0.65 (s, 3 x 3H, 3 x CH3-18 (LCS)) Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C3-Symmetrie des Cyclus.


5.2.2.5.2.2.3. Cyclisierung von Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a

Ansatzgröße: 400 mg (0.258 mmol) Boc-Val-DCS-Val-DCS-Val-DCS-OMe 30a

Der Methylester wurde zunächst nach AAV II verseift (Ausbeute: 373 mg; 0.243 mmol;

94.2 % d. Th.) und anschleißend ohne weitere Reinigung den Cyclisierungsbedingungen

(AAV VII) unterworfen.

Das Rohprodukt (ca. 380 mg) wurde säulenchromatographisch gereinigt (Laufmittel: zunächst

Chloroform 100%, dann DCM:Hexan:MeOH 20:120:5). Dabei konnten zwei Produkte isoliert

werden, von denen eines als Cyclotrimer (38a) identifiziert werden konnte und das andere die

doppelte Masse und einen doppelten Signalsatz im NMR aufwies.

Isolierte Ausbeute:

3α-Valinylaminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 38a: 113 mg (0.080 mmol; 32.8 % d. Th.)

3α-Valinylaminodesoxycholsäure-Cyclohexaamid 38b: 75 mg (0.026 mmol; 21.8 % d. Th.)

Analytische Daten:

3α-Valinylaminodesoxycholsäure-Cyclotriamid 38a:

MS (FAB, m/e): 1418.2 (M+, 5 %); 541.1 (4 %); 397.1 (9 %); 307.1 (22 %); 235.1 (56 %); 163.0 (100 %); 91.0 (76 %)

1H-NMR (CDCl3, 400 MHz): 8.09 (d, 3H, 3 x Amid-NH (DCS)); 6.07 (d, 3H, 3 x Amid-NH (Val)); 4.58 (m, 3H, 3 x CHα (Val)); 3.93 (m, 3H, 3 x CH-12 (DCS)); 3.50 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3 (DCS)); 2.25 u. ~2.03 (2m, 2 x 3H, 3 x CH2-23); 0.98 (d, 9H, 3 x CH3-21 (DCS)); 0.90 (s, 9H, 3 x CH3-19 (DCS)); 0.89 u. 0.87 (2d, 2 x 9H, 6 x CH3 (Val)); 0.66 (s, 9H, 3 x CH3-18 (DCS)) Das NMR-Spektrum zeigt einen einfachen Signalsatz aufgrund der C3-Symmetrie des Cyclus.


3α-Valinylaminodesoxycholsäure-Cyclohexaamid 38b:

MS (MALDI): in DHB-Matrix ein einziger Peak bei 2864.62 (M+ + Na; theoret.: 2858.26), sowie in sehr geringer Intensität der Massenpeak (bei 2842.44). Weitere Peaks traten oberhalb von 500 nicht auf bzw. waren in aCN-Matrix nicht reproduzierbar, woraus sich schließen läßt, dass es sich hierbei um Matrixeffekte handelt.

1H-NMR (CDCl3, 600 MHz): zwei Signalsätze (A und B): 7.80 (d, 3H, 3 x Amid-NH (ValA)); 7.76 (d, 3H, 3 x Amid-NH (DCSB)); 6.85 (d, 3H, 3 x Amid-NH (DCSA)); 6.08 (d, 3H, 3 x Amid-NH (ValB)); 4.63 (dd, 3H, 3 x CHα (ValB)); 3.90 (m(br), 3H, 3 x CH-12 (DCSB)); 3.85 (m(br), 3H, 3 x CH-12 (DCSA)); 3.77 (dd, 3H, 3 x CHα (ValA)); 3.77 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3 (DCSA)); 3.40 (m(br), 3H, 3 x CHβ-3 (DCSB)); 2.43-2.37 u. 2.32-2.26 (2m, 2 x 3H, 3 x CH2-23 (DCSB)); 1.07 u. 1.00 (2d, 2 x 9H, 6 x CH3 (ValA)); 1.01 (d, 9H, 3 x CH3-21 (DCSB)); 0.97 u. 0.91 (2d, 2 x 9H, 6 x CH3 (ValB)); 0.94 (d, 9H, 3 x CH3-21 (DCSA)); 0.86 (s, 9H, 3 x CH3-19 (DCSB)); 0.84 (s, 9H, 3 x CH3-19 (DCSA)); 0.69 (s, 9H, 3 x CH3-18 (DCSB)); 0.60 (s, 9H, 3 x CH3-18 (DCSA)) 13C-NMR (CDCl3, 100 MHz): (Es sind nur Verschiebungen angegeben, die sicher zugeordnet werden konnten) 74.39 (C12 DCSA); 73.14 (C12 DCSB); 60.65 (Cα ValA); 58.03 (Cα ValB); 49.61 (C3 DCSB); 46.71 (C3 DCSA); 38.13 (C21 DCSA); 34.52 (C21 DCSB); 34.35 (C23 (o. C22) DCSA); 31.88 (C22 (o. C23) DCSA); 31.78 (Cβ ValA); 31.64 (C23 DCSB); 31.03 (Cβ DCSB); 30.44 (C22 DCSB); 22.57 (C19 DCSB); 22.33 (C19 DCSA); 13.07 (C18 DCSA); 12.43 (C18 DCSB)

5.2.2.5.2.2.4. Cyclisierung von Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a

Ansatzgröße: 400 mg (0.250 mmol) Boc-Val-CHS-Val-CHS-Val-CHS-OMe 32a



Bereits während der Reaktion trat eine größere Menge Präzipitat auf, die zunächst abgetrennt

wurde. Auch bei der weiteren Aufarbeitung traten kleinere Mengen Präzipitat auf, die jeweils

gesondert untersucht wurden. Das bereits während der Reaktion ausgefallene Präzipitat

konnte bislang nicht sicher identifiziert werden, es gibt jedoch Hinweise darauf, dass es

hauptsächlich aus cyclo-(Val-CHS)3 39 besteht. Aufgrund der sehr schlechten Löslichkeit des

Präzipitats (es löste sich lediglich in DMSO) gelang eine Reinisolierung bisher nicht.

Isolierte Ausbeute (Präzipitat): 198 mg (0.135 mmol; 54.0 % der Theorie; jeweils unter der

Voraussetzung, dass es sich tatsachlich um 3α-Valinylaminocholsäure-Cyclotriamid 39

handelt)


analytische Daten (Präzipitat):

MS (FAB, m/e): Ein Massenpeak, der der Masse von Cyclo-(CHS)3 entspricht (1466.13), konnte nicht gefunden werden. 1528.5 (5 %); 1506.5 (4 %); 1484.5 (9 %); 329.1 (22 %); 176.0 (56 %); 72.1 (100 %)

MALDI: Peaks bei 1531.5 und 1508.5 (in DHB-Matrix).

1H-NMR (DMSO-d6, 400 MHz): Da das Präzipitat auch in DMSO nur schlecht löslich war, waren alle NMR-Signale stark verbreitert. Eine sichere Zuordnung war deshalb nicht möglich.


6. Literaturverzeichnis

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Anhang A 160

Anhang A Röntgenstrukturdaten zu 3-Oxo-Desoxycholsäure 6b.

Table 1. Crystal data and structure refinement for C 24H30O4.CH3OH 6b. Empirical formula C24 H30 O4 CH3OH Formula weight 450.55 Temperature 293(2) K Wavelength 0.71073 Å Crystal system Orthorhombic Space group P2(1)2(1)2(1) Unit cell dimensions a = 7.0270(14) Å alpha = 90° b = 13.274(3) Å beta = 90° c = 26.441(5) Å gamma = 90° Volume, Z 2466.3(9) Å 3, 4 Density (calculated) 1.213 Mg/m 3 Absorption coefficient 0.082 mm -1 F(000) 968 Crystal size 0.30 x 0.25 x 0.20 mm Theta range for data collection 1.54 to 24.98° Limiting indices 0<=h<=8, 0<=k<=15, 0<=l<=31 Reflections collected 2502 Independent reflections 2502 [R(int) = 0.0000] Refinement method Full-matrix least-squares on F 2 Data / restraints / parameters 2491 / 0 / 270 Goodness-of-fit on F 2 1.020 Final R indices [I>2 σ(I)] R1 = 0.0795, wR2 = 0.2074 R indices (all data) R1 = 0.1638, wR2 = 0.2884 Absolute structure parameter 4(5) Largest diff. peak and hole 0.620 and -0.203 e.Å -3

Anhang A 161

Table 2. Atomic coordinates ( x 10 4) and equivalent isotropic displacement parameters (Å 2 x 10 3) for C 24H30O4.CH3OH 6b. U(eq) is defined as one third of the trace of the orthogonalized Uij tensor. ________________________________________________________________ x y z U(eq) ________________________________________________________________ C(1) 5974(12) 4874(6) 1473(3) 52(2) C(2) 5228(13) 4780(6) 2018(3) 53(2) C(3) 3418(15) 4182(6) 2030(3) 54(2) O(3) 3158(11) 3512(5) 2343(2) 77(2) C(4) 1950(13) 4446(6) 1642(3) 50(2) C(5) 2731(12) 4607(5) 1108(3) 42(2) C(6) 1174(13) 4982(6) 753(3) 50(2) C(7) 634(13) 6075(5) 852(3) 46(2) C(8) 2330(12) 6796(5) 869(3) 40(2) C(9) 3863(11) 6393(5) 1238(3) 35(2) C(10) 4524(12) 5293(5) 1095(3) 41(2) C(11) 5490(12) 7154(5) 1301(3) 42(2) C(12) 4791(12) 8198(6) 1475(3) 41(2) O(12) 3989(9) 8107(4) 1974(2) 53(2) C(13) 3291(12) 8631(5) 1108(3) 37(2) C(14) 2098(11) 9547(5) 1294(3) 40(2) C(15) 244(13) 9456(6) 962(3) 54(2) C(16) 152(14) 8390(5) 756(3) 54(2) C(17) 1693(11) 7836(5) 1051(3) 37(2) C(18) 4271(13) 8872(6) 601(3) 47(2) C(19) 5456(15) 5261(7) 571(3) 62(3) C(20) 2921(13) 10612(5) 1297(3) 45(2) C(21) 4778(15) 10710(7) 1582(4) 72(3) C(22) 1455(15) 11397(6) 1475(3) 53(3) C(23) 783(16) 11265(7) 2020(3) 64(3) C(24) -704(13) 11999(6) 2170(3) 49(2) O(241) -1492(10) 12602(4) 1902(2) 68(2) O(242) -1172(12) 11890(5) 2659(2) 88(3) C(3') -75(29) 2666(16) -129(7) 95(6) C(2') 3231(31) 2650(16) -134(7) 99(6) C(1') 1591(34) 2375(17) 110(8) 110(7) ________________________________________________________________

Anhang A 162

Table 3a. Bond lengths [Å] for C 24H30O4.CH3OH 6b. _____________________________________________________________ C(1)-C(10) 1.531(11) C(1)-C(2) 1.539(11) C(1)-H(11) 0.97 C(1)-H(12) 0.97 C(2)-C(3) 1.500(13) C(2)-H(21) 0.97 C(2)-H(22) 0.97 C(3)-O(3) 1.228(9) C(3)-C(4) 1.495(12) C(4)-C(5) 1.531(11) C(4)-H(41) 0.97 C(4)-H(42) 0.97 C(5)-C(6) 1.524(11) C(5)-C(10) 1.555(11) C(5)-H(5) 0.98 C(6)-C(7) 1.523(10) C(6)-H(61) 0.97 C(6)-H(62) 0.97 C(7)-C(8) 1.529(11) C(7)-H(71) 0.97 C(7)-H(72) 0.97 C(8)-C(17) 1.529(10) C(8)-C(9) 1.548(10) C(8)-H(8) 0.98 C(9)-C(11) 1.534(10) C(9)-C(10) 1.578(9) C(9)-H(9) 0.98 C(10)-C(19) 1.533(11) C(11)-C(12) 1.541(10) C(11)-H(111) 0.97 C(11)-H(112) 0.97 C(12)-O(12) 1.441(9) C(12)-C(13) 1.544(11) C(12)-H(12) 0.98 O(12)-H(121) 0.82 C(13)-C(18) 1.541(10) C(13)-C(17) 1.548(10)

C(13)-C(14) 1.556(10) C(14)-C(20) 1.528(10) C(14)-C(15) 1.575(12) C(14)-H(14) 0.98 C(15)-C(16) 1.518(11) C(15)-H(151) 0.97 C(15)-H(152) 0.97 C(16)-C(17) 1.524(11) C(16)-H(161) 0.97 C(16)-H(162) 0.97 C(17)-H(17) 0.98 C(18)-H(181) 0.96 C(18)-H(182) 0.96 C(18)-H(183) 0.96 C(19)-H(191) 0.96 C(19)-H(192) 0.96 C(19)-H(193) 0.96 C(20)-C(21) 1.511(13) C(20)-C(22) 1.539(11) C(20)-H(20) 0.98 C(21)-H(211) 0.96 C(21)-H(212) 0.96 C(21)-H(213) 0.96 C(22)-C(23) 1.526(11) C(22)-H(221) 0.97 C(22)-H(222) 0.97 C(23)-C(24) 1.482(12) C(23)-H(231) 0.97 C(23)-H(232) 0.97 C(24)-O(241) 1.204(9) C(24)-O(242) 1.343(10) O(242)-H(242) 0.82 C(3')-C(1') 1.39(2) C(3')-C(2')#1 1.44(2) C(2')-C(1') 1.37(3) C(2')-C(3')#2 1.44(2)

_____________________________________________________________ ı Symmetry transformations used to generate equivalent atoms:

#1 x-1/2,-y+1/2,-z #2 x+1/2,-y+1/2,-z

Anhang A 163

Table 3b. Binding angles [°] for C 24H30O4.CH3OH 6b. (angles with C-H-bonds not listed)

_____________________________________________________________ ı C(10)-C(1)-C(2) 114.4(7) C(3)-C(2)-C(1) 110.6(7) O(3)-C(3)-C(4) 121.9(9) O(3)-C(3)-C(2) 121.6(8) C(4)-C(3)-C(2) 116.5(7) C(3)-C(4)-C(5) 114.7(7) C(6)-C(5)-C(4) 110.8(7) C(6)-C(5)-C(10) 112.2(6) C(4)-C(5)-C(10) 113.1(6) C(7)-C(6)-C(5) 112.6(7) C(6)-C(7)-C(8) 114.0(7) C(7)-C(8)-C(17) 110.2(7) C(7)-C(8)-C(9) 110.2(6) C(17)-C(8)-C(9) 108.5(6) C(11)-C(9)-C(8) 111.1(6) C(11)-C(9)-C(10) 114.6(6) C(8)-C(9)-C(10) 112.0(6) C(1)-C(10)-C(19) 107.1(7) C(1)-C(10)-C(5) 108.2(6) C(19)-C(10)-C(5) 110.4(6) C(1)-C(10)-C(9) 112.1(6) C(19)-C(10)-C(9) 111.6(6) C(5)-C(10)-C(9) 107.4(6) C(9)-C(11)-C(12) 112.8(6) O(12)-C(12)-C(11) 108.9(6) O(12)-C(12)-C(13) 109.9(6) C(11)-C(12)-C(13) 111.4(6) C(12)-O(12)-H(121) 109.5(4) C(18)-C(13)-C(12) 108.6(7) C(18)-C(13)-C(17) 112.5(6) C(12)-C(13)-C(17) 107.6(6) C(18)-C(13)-C(14) 110.7(6) C(12)-C(13)-C(14) 117.4(6) C(17)-C(13)-C(14) 99.9(6) C(20)-C(14)-C(13) 121.4(6) C(20)-C(14)-C(15) 112.8(6) C(13)-C(14)-C(15) 102.2(6) C(16)-C(15)-C(14) 107.8(7) C(15)-C(16)-C(17) 103.7(7) C(16)-C(17)-C(8) 118.8(6) C(16)-C(17)-C(13) 103.7(6) C(8)-C(17)-C(13) 115.7(6) C(21)-C(20)-C(14) 114.2(7) C(21)-C(20)-C(22) 111.6(7) C(14)-C(20)-C(22) 112.0(6) C(23)-C(22)-C(20) 114.7(7) C(24)-C(23)-C(22) 113.3(7) O(241)-C(24)-O(242) 121.7(8) O(241)-C(24)-C(23) 127.2(8) O(242)-C(24)-C(23) 111.1(7) C(24)-O(242)-H(242) 109.5(5) C(1')-C(3')-C(2')#1 113.4(14) C(1')-C(2')-C(3')#2 113.0(14) C(2')-C(1')-C(3') 115(2) _____________________________________________________________

Symmetry transformations used to generate equivalent atoms: #1 x-1/2,-y+1/2,-z #2 x+1/2,-y+1/2,-z

Anhang A 164

Table 4. Anisotropic displacement parameters (Å 2 x 10 3) for C 24H30O4.CH3OH 6b. The anisotropic displacement factor exponent takes

the form: -2 π2 [ h 2 a* 2 U11 + ... + 2 h k a* b* U12 ] _______________________________________________________________________ U11 U22 U33 U23 U13 U12 _______________________________________________________________________ C(1) 50(5) 42(5) 64(6) 2(4) -3(5) 8(4) C(2) 63(6) 44(5) 53(5) 7(4) -10(5) -4(5) C(3) 70(6) 50(5) 41(4) 1(4) -7(5) 3(5) O(3) 88(5) 79(5) 66(4) 40(4) -23(4) -20(4) C(4) 62(6) 40(4) 48(5) 5(4) -7(5) -12(5) C(5) 60(5) 28(4) 39(4) -3(3) 1(4) -4(4) C(6) 70(6) 39(4) 42(5) -4(3) -9(5) -7(5) C(7) 51(5) 43(5) 44(4) 3(4) -13(4) 4(5) C(8) 57(5) 32(4) 31(4) -1(3) 2(4) -9(4) C(9) 46(4) 31(4) 28(3) -4(3) 3(4) -1(4) C(10) 50(5) 34(4) 38(4) 3(3) 2(4) -1(4) C(11) 51(5) 34(4) 41(4) 2(3) -6(4) -4(4) C(12) 39(5) 39(4) 45(4) 2(3) 2(4) -11(4) O(12) 72(4) 55(3) 31(3) -7(2) -2(3) -13(3) C(13) 46(5) 32(4) 33(4) 2(3) 10(4) 0(4) C(14) 53(5) 36(4) 32(4) 1(3) 11(4) 6(4) C(15) 52(5) 39(4) 71(6) 1(4) 4(5) 4(5) C(16) 64(6) 38(4) 60(5) 5(4) -8(5) 2(5) C(17) 46(5) 31(4) 33(4) 1(3) 0(4) -2(4) C(18) 63(5) 39(4) 39(4) 1(3) 7(4) -8(5) C(19) 77(6) 57(5) 51(5) -2(4) 13(5) 9(6) C(20) 62(5) 30(4) 42(4) 0(3) 10(4) -12(4) C(21) 83(8) 50(6) 81(6) -14(5) 6(6) -13(6) C(22) 84(7) 30(4) 44(5) 1(3) 18(5) 5(5) C(23) 79(7) 60(5) 53(5) 2(4) 9(5) 16(6) C(24) 58(6) 34(4) 55(5) 3(4) 5(5) 3(5) O(241) 89(5) 57(4) 59(4) 6(3) 11(4) 12(4) O(242) 132(7) 80(5) 50(4) 14(3) 31(4) 48(5) _______________________________________________________________________

Anhang A 165

Table 5. Hydrogen coordinates ( x 10 4) and isotropic displacement parameters (Å 2 x 10 3) for C 24H30O4.CH3OH 6b. ________________________________________________________________ x y z U(eq) ________________________________________________________________ H(11) 7083(12) 5309(6) 1473(3) 62 H(12) 6380(12) 4214(6) 1358(3) 62 H(21) 6179(13) 4452(6) 2227(3) 64 H(22) 4998(13) 5447(6) 2155(3) 64 H(41) 1306(13) 5056(6) 1749(3) 60 H(42) 1010(13) 3911(6) 1631(3) 60 H(5) 3127(12) 3944(5) 982(3) 51 H(61) 1606(13) 4916(6) 407(3) 60 H(62) 55(13) 4562(6) 794(3) 60 H(71) -39(13) 6114(5) 1172(3) 55 H(72) -233(13) 6296(5) 589(3) 55 H(8) 2879(12) 6856(5) 530(3) 48 H(9) 3246(11) 6342(5) 1569(3) 42 H(111) 6150(12) 7225(5) 980(3) 51 H(112) 6391(12) 6895(5) 1546(3) 51 H(12) 5879(12) 8659(6) 1489(3) 49 H(121) 4716(56) 8360(57) 2181(4) 63 H(14) 1720(11) 9397(5) 1642(3) 48 H(151) -872(13) 9597(6) 1166(3) 65 H(152) 285(13) 9937(6) 686(3) 65 H(161) 415(14) 8378(5) 396(3) 65 H(162) -1089(14) 8093(5) 816(3) 65 H(17) 1177(11) 7734(5) 1392(3) 44 H(181) 5372(41) 9283(31) 662(3) 61 H(182) 3400(26) 9228(32) 386(7) 61 H(183) 4652(62) 8256(6) 440(9) 61 H(191) 5877(74) 4587(12) 501(10) 80 H(192) 6527(52) 5710(34) 565(7) 80 H(193) 4549(29) 5465(41) 320(4) 80 H(20) 3208(13) 10776(5) 944(3) 54 H(211) 5102(45) 11409(7) 1615(20) 93 H(212) 5765(24) 10366(39) 1400(12) 93 H(213) 4645(31) 10416(41) 1912(9) 93 H(221) 2008(15) 12062(6) 1440(3) 64 H(222) 356(15) 11364(6) 1254(3) 64 H(231) 285(16) 10589(7) 2062(3) 77 H(232) 1865(16) 11338(7) 2245(3) 77 H(242) -2106(99) 12238(67) 2723(11) 105 ________________________________________________________________

Anhang B 166

Anhang B Röntgenstrukturdaten zu Boc-Val-LCS-OMe 21a.

Table 1. Crystal data and structure refinement for C35H60N2O5 21a Empirical formula C35 H60 N2 O5 Formula weight 588.85 Temperature 293(2) K Wavelength 0.71073 Å Crystal system, space group Monoclinic, P2(1) Unit cell dimensions a = 12.119(2) Å alpha = 90° b = 9.2831(19) Å beta = 94.55(3)° c = 15.603(3) Å gamma = 90° Volume 1749.8(6) Å3 Z, Calculated density 2, 1.118 Mg/m3 Absorption coefficient 0.073 mm-1 F(000) 648 Crystal size 0.42 x 0.36 x 0.33 mm θ range for data collection 2.56 to 25.00° Limiting indices 0<=h<=14, 0<=k<=11, -18<=l<=18 Reflections collected / unique 3427 / 3283 [R(int) = 0.0281] Completeness to θ = 25.00 99.6 % Refinement method Full-matrix least-squares on F2 Data / restraints / parameters 3283 / 3 / 399 Goodness-of-fit on F2 1.040 Final R indices [I>2σ(I)] R1 = 0.0530, wR2 = 0.0982 R indices (all data) R1 = 0.1035, wR2 = 0.1174 Largest diff. peak and hole 0.135 and -0.163 e.Å-3

Anhang B 167 Table 2. Atomic coordinates ( x 104) and equivalent isotropic displacement parameters (Å2 x 103) for C35H60N2O5 21a. U(eq) is defined as one third of the trace of the orthogonalized Uij tensor. ________________________________________________________________ x y z U(eq) ________________________________________________________________ C(1) -2364(4) 2212(5) 2591(3) 56(1) C(2) -1230(4) 1761(5) 2315(3) 53(1) C(3) -1332(3) 1107(5) 1419(3) 47(1) C(4) -2178(3) -80(5) 1362(3) 50(1) C(5) -3306(3) 349(5) 1649(3) 50(1) C(6) -4113(4) -933(6) 1559(3) 65(2) C(7) -3782(4) -2101(6) 2205(3) 59(1) C(8) -3658(4) -1562(5) 3125(3) 50(1) C(9) -2889(4) -224(5) 3227(3) 46(1) C(10) -3226(4) 992(5) 2571(3) 52(1) C(19) -4341(4) 1675(7) 2760(4) 80(2) C(11) -2757(5) 251(5) 4184(3) 69(2) C(12) -2338(5) -969(5) 4783(3) 62(1) C(13) -3068(4) -2332(5) 4696(3) 49(1) C(18) -4190(4) -2034(7) 5057(4) 90(2) C(14) -3177(3) -2723(5) 3731(3) 47(1) C(15) -3692(4) -4227(6) 3713(3) 71(2) C(16) -3169(4) -4936(6) 4540(3) 68(2) C(17) -2553(4) -3751(5) 5079(3) 50(1) C(20) -2546(5) -4051(6) 6048(3) 73(2) C(21) -1930(7) -2907(7) 6591(3) 125(3) C(22) -2072(5) -5544(6) 6288(3) 73(2) C(23) -901(4) -5809(6) 6050(3) 76(2) C(24) -379(5) -7037(6) 6558(4) 69(2) O(24) 16(4) -6961(5) 7288(3) 104(2) O(25) -397(3) -8237(5) 6113(3) 88(1) C(25) 73(5) -9504(7) 6559(4) 93(2) N(3) -273(3) 556(4) 1184(2) 54(1) C(31) 425(3) 1249(5) 705(3) 41(1) O(31) 214(2) 2432(3) 389(2) 52(1) C(32) 1527(3) 494(5) 586(3) 42(1) C(33) 1987(3) 907(5) -271(3) 51(1) C(34) 1219(4) 475(6) -1050(3) 68(2) C(35) 3146(4) 302(7) -323(4) 87(2) N(32) 1453(3) -1052(4) 714(2) 39(1) C(36) 2232(4) -1760(5) 1222(3) 42(1) O(36) 2995(2) -1208(3) 1643(2) 54(1) O(37) 2003(2) -3193(3) 1189(2) 51(1) C(37) 2826(4) -4242(5) 1540(3) 48(1) C(38) 3829(4) -4180(6) 1013(3) 68(2) C(39) 2214(4) -5651(5) 1380(3) 66(2) C(40) 3112(4) -4019(6) 2489(3) 65(1) ________________________________________________________________

Anhang B 168 Table 3a. Bond lengths [Å] for C35H60N2O5 21a _____________________________________________________________ C(1)-C(2) 1.530(6) C(17)-H(17) 0.9800

C(1)-C(10) 1.539(6) C(20)-C(21) 1.518(8)

C(1)-H(11) 0.9700 C(20)-C(22) 1.535(7)

C(1)-H(12) 0.9700 C(20)-H(20) 0.9800

C(2)-C(3) 1.520(6) C(21)-H(211) 0.9600

C(2)-H(21) 0.9700 C(21)-H(212) 0.9600

C(2)-H(22) 0.9700 C(21)-H(213) 0.9600

C(3)-N(3) 1.456(5) C(22)-C(23) 1.515(7)

C(3)-C(4) 1.502(6) C(22)-H(221) 0.9700

C(3)-H(31) 0.99(4) C(22)-H(222) 0.9700

C(4)-C(5) 1.525(6) C(23)-C(24) 1.500(7)

C(4)-H(41) 0.9700 C(23)-H(231) 0.9700

C(4)-H(42) 0.9700 C(23)-H(232) 0.9700

C(5)-C(6) 1.539(6) C(24)-O(24) 1.202(6)

C(5)-C(10) 1.553(6) C(24)-O(25) 1.312(6)

C(5)-H(5) 0.9800 O(25)-C(25) 1.459(7)

C(6)-C(7) 1.512(6) C(25)-H(251) 0.9600

C(6)-H(61) 0.9700 C(25)-H(252) 0.9600

C(6)-H(62) 0.9700 C(25)-H(253) 0.9600

C(7)-C(8) 1.516(6) N(3)-C(31) 1.337(5)

C(7)-H(71) 0.9700 N(3)-H(3) 0.859(10)

C(7)-H(72) 0.9700 C(31)-O(31) 1.223(5)

C(8)-C(14) 1.519(6) C(31)-C(32) 1.532(6)

C(8)-C(9) 1.553(6) C(32)-N(32) 1.453(5)

C(8)-H(8) 0.9800 C(32)-C(33) 1.539(6)

C(9)-C(11) 1.553(6) C(32)-H(321) 0.9800

C(9)-C(10) 1.557(6) C(33)-C(35) 1.521(6)

C(9)-H(9) 0.9800 C(33)-C(34) 1.524(6)

C(10)-C(19) 1.542(6) C(33)-H(33) 0.9800

C(19)-H(191) 0.9600 C(34)-H(341) 0.9600

C(19)-H(192) 0.9600 C(34)-H(342) 0.9600

C(19)-H(193) 0.9600 C(34)-H(343) 0.9600

C(11)-C(12) 1.530(6) C(35)-H(351) 0.9600

C(11)-H(111) 0.9700 C(35)-H(352) 0.9600

C(11)-H(112) 0.9700 C(35)-H(353) 0.9600

C(12)-C(13) 1.543(7) N(32)-C(36) 1.354(5)

C(12)-H(121) 0.9700 N(32)-H(32) 0.855(10)

C(12)-H(122) 0.9700 C(36)-O(36) 1.205(5)

C(13)-C(18) 1.539(6) C(36)-O(37) 1.359(5)

C(13)-C(14) 1.543(6) O(37)-C(37) 1.469(5)

C(13)-C(17) 1.557(6) C(37)-C(40) 1.507(6)

C(18)-H(181) 0.9600 C(37)-C(39) 1.514(6)

C(18)-H(182) 0.9600 C(37)-C(38) 1.522(6)

C(18)-H(183) 0.9600 C(38)-H(381) 0.9600

C(14)-C(15) 1.528(7) C(38)-H(382) 0.9600

C(14)-H(14) 0.9800 C(38)-H(383) 0.9600

C(15)-C(16) 1.539(7) C(39)-H(391) 0.9600

C(15)-H(151) 0.9700 C(39)-H(392) 0.9600

C(15)-H(152) 0.9700 C(39)-H(393) 0.9600

C(16)-C(17) 1.542(6) C(40)-H(401) 0.9600

C(16)-H(161) 0.9700 C(40)-H(402) 0.9600

C(16)-H(162) 0.9700 C(40)-H(403) 0.9600

C(17)-C(20) 1.535(6)

_____________________________________________________________

Anhang B 169

Table 3b. binding angles [°] for C35H60N2O5 21a (angles with C-H-bonds are not listed)

_____________________________________________________________ C(2)-C(1)-C(10) 114.6(4) C(20)-C(17)-C(13) 120.2(4)

C(3)-C(2)-C(1) 111.0(4) C(16)-C(17)-C(13) 103.4(3)

N(3)-C(3)-C(4) 109.8(4) C(21)-C(20)-C(22) 109.7(5)

N(3)-C(3)-C(2) 111.3(4) C(21)-C(20)-C(17) 112.7(5)

C(4)-C(3)-C(2) 110.7(4) C(22)-C(20)-C(17) 112.2(4)

C(3)-C(4)-C(5) 114.5(4) C(23)-C(22)-C(20) 115.2(5)

C(4)-C(5)-C(6) 110.5(4) C(24)-C(23)-C(22) 111.0(4)

C(4)-C(5)-C(10) 112.3(3) O(24)-C(24)-O(25) 122.7(5)

C(6)-C(5)-C(10) 112.0(4) O(24)-C(24)-C(23) 125.2(6)

C(7)-C(6)-C(5) 111.2(3) O(25)-C(24)-C(23) 112.1(5)

C(6)-C(7)-C(8) 113.3(4) C(24)-O(25)-C(25) 116.2(4)

C(7)-C(8)-C(14) 111.1(4) C(31)-N(3)-C(3) 125.5(4)

C(7)-C(8)-C(9) 112.0(4) C(31)-N(3)-H(3) 114(3)

C(14)-C(8)-C(9) 107.8(3) C(3)-N(3)-H(3) 120(3)

C(11)-C(9)-C(8) 109.9(4) O(31)-C(31)-N(3) 122.4(4)

C(11)-C(9)-C(10) 115.4(4) O(31)-C(31)-C(32) 121.2(4)

C(8)-C(9)-C(10) 112.8(3) N(3)-C(31)-C(32) 116.3(4)

C(1)-C(10)-C(19) 107.3(4) N(32)-C(32)-C(31) 111.8(3)

C(1)-C(10)-C(5) 107.1(3) N(32)-C(32)-C(33) 113.3(4)

C(19)-C(10)-C(5) 110.1(4) C(31)-C(32)-C(33) 111.8(3)

C(1)-C(10)-C(9) 112.1(4) C(35)-C(33)-C(34) 111.6(4)

C(19)-C(10)-C(9) 111.1(4) C(35)-C(33)-C(32) 110.8(4)

C(5)-C(10)-C(9) 109.0(4) C(34)-C(33)-C(32) 112.8(3)

C(12)-C(11)-C(9) 112.4(4) C(36)-N(32)-C(32) 120.8(4)

C(11)-C(12)-C(13) 113.1(4) C(36)-N(32)-H(32) 118(3)

C(18)-C(13)-C(12) 109.7(4) C(32)-N(32)-H(32) 116(3)

C(18)-C(13)-C(14) 113.0(4) O(36)-C(36)-N(32) 125.6(4)

C(12)-C(13)-C(14) 106.5(3) O(36)-C(36)-O(37) 125.7(4)

C(18)-C(13)-C(17) 110.5(4) N(32)-C(36)-O(37) 108.8(4)

C(12)-C(13)-C(17) 116.7(4) C(36)-O(37)-C(37) 120.3(3)

C(14)-C(13)-C(17) 100.2(4) O(37)-C(37)-C(40) 111.9(4)

C(8)-C(14)-C(15) 120.0(4) O(37)-C(37)-C(39) 101.7(3)

C(8)-C(14)-C(13) 116.0(4) C(40)-C(37)-C(39) 110.7(4)

C(15)-C(14)-C(13) 103.7(4) O(37)-C(37)-C(38) 108.7(4)

C(14)-C(15)-C(16) 103.6(4) C(40)-C(37)-C(38) 113.2(4)

C(15)-C(16)-C(17) 107.6(4) C(39)-C(37)-C(38) 110.2(4)

C(20)-C(17)-C(16) 111.9(4)

_____________________________________________________________

Anhang B 170 Table 4. Anisotropic displacement parameters (Å2 x 103) for C35H60N2O5 21a.The anisotropic displacement factor exponent takes the form:

-2 π2 [ h2 a*2 U11 + ... + 2 h k a* b* U12 ] _______________________________________________________________________ U11 U22 U33 U23 U13 U12 _______________________________________________________________________ C(1) 72(3) 46(3) 52(3) -2(2) 15(2) 7(3) C(2) 56(3) 41(3) 61(3) 1(2) 5(2) -6(2) C(3) 43(3) 48(3) 50(3) 7(2) 10(2) 9(2) C(4) 54(3) 52(3) 43(3) -5(2) 9(2) 0(2) C(5) 42(2) 57(3) 51(3) 11(2) 6(2) 6(2) C(6) 49(3) 86(4) 57(3) 15(3) -5(2) -5(3) C(7) 57(3) 64(3) 55(3) 2(3) -9(2) -18(3) C(8) 39(3) 57(3) 54(3) 9(2) 9(2) -2(2) C(9) 45(2) 44(3) 48(3) 1(2) 13(2) 6(2) C(10) 48(3) 49(3) 61(3) 8(2) 18(2) 13(2) C(19) 72(3) 79(4) 92(4) 19(4) 32(3) 25(3) C(11) 108(4) 47(3) 53(3) -2(3) 22(3) 4(3) C(12) 100(4) 43(3) 45(3) -3(2) 11(3) 4(3) C(13) 53(3) 50(3) 47(3) 9(2) 20(2) 9(2) C(18) 82(4) 102(5) 93(4) 33(4) 50(3) 37(4) C(14) 42(2) 48(3) 52(3) 3(2) 7(2) -1(2) C(15) 59(3) 66(4) 85(4) 20(3) -4(3) -17(3) C(16) 69(4) 59(4) 75(4) 20(3) -3(3) -15(3) C(17) 51(3) 54(3) 44(3) 2(2) 11(2) 5(2) C(20) 91(4) 71(4) 58(3) 15(3) 26(3) 22(3) C(21) 251(9) 79(5) 43(4) -4(3) -3(5) 42(6) C(22) 88(4) 77(4) 58(3) 20(3) 19(3) 8(3) C(23) 82(4) 68(4) 76(4) 15(3) 0(3) 0(3) C(24) 67(4) 64(4) 75(4) 4(3) -1(3) -7(3) O(24) 134(4) 90(3) 81(3) 5(3) -33(3) 6(3) O(25) 104(3) 67(3) 90(3) -2(3) -4(2) -5(2) C(25) 99(5) 65(4) 116(5) 13(4) 7(4) 11(4) N(3) 50(2) 42(2) 71(3) 17(2) 19(2) 15(2) C(31) 41(2) 40(3) 41(2) 0(2) 1(2) -4(2) O(31) 47(2) 37(2) 71(2) 14(2) 4(2) 5(2) C(32) 32(2) 37(2) 56(3) 4(2) 3(2) 1(2) C(33) 48(3) 45(3) 60(3) 9(2) 12(2) -2(2) C(34) 91(4) 63(3) 52(3) 5(3) 12(3) 0(3) C(35) 62(3) 107(5) 96(4) 30(4) 33(3) 11(4) N(32) 41(2) 31(2) 43(2) 1(2) -6(2) -1(2) C(36) 40(3) 40(3) 47(3) 1(2) 4(2) -1(2) O(36) 46(2) 50(2) 64(2) 1(2) -13(2) -7(2) O(37) 43(2) 35(2) 71(2) 8(2) -16(2) -2(2) C(37) 51(3) 40(3) 53(3) 4(2) -5(2) 1(2) C(38) 62(3) 70(4) 72(3) -15(3) 9(3) 0(3) C(39) 79(4) 45(3) 70(4) 6(3) -7(3) 0(3) C(40) 76(3) 60(4) 57(3) 7(3) -6(2) 2(3) _______________________________________________________________________

Anhang B 171 Table 5. Hydrogen coordinates ( x 104) and isotropic displacement parameters (Å2 x 103) for C35H60N2O5 21a.

________________________________________________________________

x y z U(eq) ________________________________________________________________ H(11) -2651 2982 2217 67 H(12) -2269 2594 3171 67 H(21) -748 2596 2321 63 H(22) -899 1064 2721 63 H(31) -1570(30) 1880(50) 1010(30) 56 H(41) -1895 -881 1713 59 H(42) -2273 -413 771 59 H(5) -3603 1103 1256 60 H(61) -4855 -603 1646 78 H(62) -4119 -1325 982 78 H(71) -3086 -2518 2064 71 H(72) -4337 -2856 2160 71 H(8) -4390 -1295 3298 59 H(9) -2156 -553 3088 55 H(191) -4882 930 2810 120 H(192) -4585 2314 2300 120 H(193) -4250 2206 3289 120 H(111) -2241 1051 4245 82 H(112) -3466 585 4354 82 H(121) -2311 -632 5373 75 H(122) -1590 -1219 4659 75 H(181) -4630 -2895 5023 135 H(182) -4569 -1285 4728 135 H(183) -4071 -1736 5646 135 H(14) -2417 -2865 3576 57 H(151) -3509 -4757 3207 85 H(152) -4491 -4173 3719 85 H(161) -2657 -5686 4399 82 H(162) -3739 -5365 4860 82 H(17) -1781 -3773 4936 59 H(20) -3317 -4040 6195 87 H(211) -1797 -3249 7171 138(16) H(212) -2367 -2044 6587 138(16) H(213) -1236 -2704 6359 138(16) H(221) -2089 -5673 6904 88 H(222) -2552 -6269 6009 88 H(231) -913 -6026 5441 91 H(232) -463 -4945 6160 91 H(251) 52 -10306 6170 140 H(252) -350 -9729 7037 140 H(253) 826 -9310 6765 140 H(3) -10(30) -230(30) 1410(30) 64 H(321) 2057 857 1042 50 H(33) 2050 1959 -280 61 H(341) 1553 730 -1567 102 H(342) 525 969 -1034 102 H(343) 1096 -546 -1041 102 H(351) 3440 631 -842 131 H(352) 3116 -731 -324 131 H(353) 3614 626 164 131 H(32) 1090(30) -1520(40) 316(19) 48(14) H(381) 3598 -4325 417 101 H(382) 4345 -4919 1204 101 H(383) 4178 -3254 1086 101 H(391) 1597 -5693 1729 98 H(392) 2706 -6440 1524 98 H(393) 1951 -5714 784 98 H(401) 2444 -3943 2777 97 H(402) 3536 -3151 2576 97 H(403) 3539 -4823 2717 97 ________________________________________________________________

Anhang B 172 Table 6. Torsion angles [°] for C35H60N2O5 21a. ________________________________________________________________ C(10)-C(1)-C(2)-C(3) 56.5(5) C(1)-C(2)-C(3)-N(3) -174.8(4) C(1)-C(2)-C(3)-C(4) -52.4(5) N(3)-C(3)-C(4)-C(5) 176.4(4) C(2)-C(3)-C(4)-C(5) 53.1(5) C(3)-C(4)-C(5)-C(6) 179.6(4) C(3)-C(4)-C(5)-C(10) -54.7(5) C(4)-C(5)-C(6)-C(7) 69.0(5) C(10)-C(5)-C(6)-C(7) -57.0(5) C(5)-C(6)-C(7)-C(8) 54.4(5) C(6)-C(7)-C(8)-C(14) -172.3(4) C(6)-C(7)-C(8)-C(9) -51.7(5) C(7)-C(8)-C(9)-C(11) -178.0(4) C(14)-C(8)-C(9)-C(11) -55.5(5) C(7)-C(8)-C(9)-C(10) 51.6(5) C(14)-C(8)-C(9)-C(10) 174.1(3) C(2)-C(1)-C(10)-C(19) -173.4(4) C(2)-C(1)-C(10)-C(5) -55.2(5) C(2)-C(1)-C(10)-C(9) 64.3(5) C(4)-C(5)-C(10)-C(1) 52.6(5) C(6)-C(5)-C(10)-C(1) 177.6(3) C(4)-C(5)-C(10)-C(19) 168.9(4) C(6)-C(5)-C(10)-C(19) -66.1(5) C(4)-C(5)-C(10)-C(9) -68.9(5) C(6)-C(5)-C(10)-C(9) 56.0(4) C(11)-C(9)-C(10)-C(1) 60.8(5) C(8)-C(9)-C(10)-C(1) 171.7(3) C(11)-C(9)-C(10)-C(19) -59.3(5) C(8)-C(9)-C(10)-C(19) 68.3(5) C(11)-C(9)-C(10)-C(5) 179.2(4) C(8)-C(9)-C(10)-C(5) -53.3(4) C(8)-C(9)-C(11)-C(12) 55.5(5) C(10)-C(9)-C(11)-C(12) -175.5(4) C(9)-C(11)-C(12)-C(13) -55.4(6) C(11)-C(12)-C(13)-C(18) -69.6(5) C(11)-C(12)-C(13)-C(14) 52.9(5) C(11)-C(12)-C(13)-C(17) 163.8(4) C(7)-C(8)-C(14)-C(15) -51.0(6) C(9)-C(8)-C(14)-C(15) -174.1(4) C(7)-C(8)-C(14)-C(13) -176.8(4) C(9)-C(8)-C(14)-C(13) 60.1(5) C(18)-C(13)-C(14)-C(8) 62.9(5) C(12)-C(13)-C(14)-C(8) -57.6(5) C(17)-C(13)-C(14)-C(8) -179.6(4) C(18)-C(13)-C(14)-C(15) -70.9(5)

C(12)-C(13)-C(14)-C(15) 168.6(4) C(17)-C(13)-C(14)-C(15) 46.6(4) C(8)-C(14)-C(15)-C(16) -166.9(4) C(13)-C(14)-C(15)-C(16) -35.4(5) C(14)-C(15)-C(16)-C(17) 10.2(5) C(15)-C(16)-C(17)-C(20) 149.2(4) C(15)-C(16)-C(17)-C(13) 18.4(5) C(18)-C(13)-C(17)-C(20) -45.4(6) C(12)-C(13)-C(17)-C(20) 80.8(5) C(14)-C(13)-C(17)-C(20) -164.8(4) C(18)-C(13)-C(17)-C(16) 80.1(5) C(12)-C(13)-C(17)-C(16) -153.6(4) C(14)-C(13)-C(17)-C(16) -39.2(4) C(16)-C(17)-C(20)-C(21) 179.2(5) C(13)-C(17)-C(20)-C(21) -59.3(6) C(16)-C(17)-C(20)-C(22) 54.8(6) C(13)-C(17)-C(20)-C(22) 176.3(4) C(21)-C(20)-C(22)-C(23) -67.8(6) C(17)-C(20)-C(22)-C(23) 58.3(6) C(20)-C(22)-C(23)-C(24) 160.6(5) C(22)-C(23)-C(24)-O(24) -79.6(7) C(22)-C(23)-C(24)-O(25) 100.4(6) O(24)-C(24)-O(25)-C(25) 1.2(8) C(23)-C(24)-O(25)-C(25) -178.8(5) C(4)-C(3)-N(3)-C(31) 139.4(4) C(2)-C(3)-N(3)-C(31) -97.7(5) C(3)-N(3)-C(31)-O(31) -2.4(7) C(3)-N(3)-C(31)-C(32) 176.3(4) O(31)-C(31)-C(32)-N(32) -158.2(4) N(3)-C(31)-C(32)-N(32) 23.1(5) O(31)-C(31)-C(32)-C(33) -30.0(5) N(3)-C(31)-C(32)-C(33) 151.3(4) N(32)-C(32)-C(33)-C(35) -59.9(5) C(31)-C(32)-C(33)-C(35) 172.7(4) N(32)-C(32)-C(33)-C(34) 66.0(5) C(31)-C(32)-C(33)-C(34) -61.4(5) C(31)-C(32)-N(32)-C(36) -132.1(4) C(33)-C(32)-N(32)-C(36) 100.5(5) C(32)-N(32)-C(36)-O(36) 4.5(7) C(32)-N(32)-C(36)-O(37) -176.4(3) O(36)-C(36)-O(37)-C(37) -13.0(7) N(32)-C(36)-O(37)-C(37) 167.9(4) C(36)-O(37)-C(37)-C(40) 60.9(5) C(36)-O(37)-C(37)-C(39) 179.0(4) C(36)-O(37)-C(37)-C(38) -64.8(5)

________________________________________________________________

Anhang C 173

Anhang C Röntgenstrukturdaten zu Cyclo-DCS2 34a.

Table 1. Crystal data and structure refinement for C50H90N2O8 34a. Empirical formula C50 H90 N2 O8 Formula weight 847.24 Temperature 203(2) K Wavelength 0.71073 Å Crystal system, space group Monoclinic, C2 Unit cell dimensions a = 19.927(5) Å alpha = 90° b = 11.156(3) Å beta = 129.443(7)° c = 13.998(4) Å gamma = 90° Volume 2403.3(11) Å3 Z, Calculated density 2, 1.171 Mg/m3 Absorption coefficient 0.077 mm-1 F(000) 936 Crystal size 0.25 x 0.20 x 0.15 mm Theta range for data collection 1.88 to 25.13° Limiting indices -23<=h<=19, -13<=k<=13, -8<=l<=16 Reflections collected / unique 6375 / 4177 [R(int) = 0.0305] Completeness to theta = 25.13 99.7 % Refinement method Full-matrix least-squares on F2 Data / restraints / parameters 4177 / 3 / 284 Goodness-of-fit on F2 0.996 Final R indices [I>2σ (I)] R1 = 0.0410, wR2 = 0.0994 R indices (all data) R1 = 0.0523, wR2 = 0.1063 Absolute structure parameter 0.5(11) Extinction coefficient 0.0019(6) Largest diff. peak and hole 0.179 and -0.215 e.Å-3

Anhang C 174

Table 2. Atomic coordinates ( x 104) and equivalent isotropic displacement parameters (Å2 x 103) for C50H90N2O8 34a. U(eq) is defined as one third of the trace of the orthogonalized Uij tensor. ________________________________________________________________ x y z U(eq) ________________________________________________________________ O(12) 8418(1) 3206(1) 8853(1) 41(1) O(24) 12401(1) 5338(2) 15916(2) 48(1) N(13) 11617(1) 3915(2) 14472(2) 35(1) C(1) 9206(1) 3958(2) 12816(2) 35(1) C(2) 10075(1) 3456(2) 13289(2) 36(1) C(3) 10781(1) 4401(2) 14029(2) 35(1) C(4) 10537(1) 5508(2) 13235(2) 33(1) C(5) 9659(1) 6035(2) 12756(2) 32(1) C(6) 9461(1) 7180(2) 12017(2) 36(1) C(7) 9227(2) 6931(2) 10769(2) 37(1) C(8) 8464(1) 6062(2) 10015(2) 30(1) C(9) 8680(1) 4880(2) 10743(2) 28(1) C(10) 8907(1) 5109(2) 12020(2) 30(1) C(11) 7964(1) 3934(2) 9962(2) 34(1) C(12) 7694(1) 3743(2) 8679(2) 32(1) C(13) 7424(1) 4934(2) 7963(2) 28(1) C(14) 8206(1) 5786(2) 8754(2) 29(1) C(15) 7968(2) 6843(2) 7888(2) 37(1) C(16) 7418(2) 6268(2) 6585(2) 36(1) C(17) 7254(1) 4936(2) 6717(2) 29(1) C(18) 6616(1) 5421(2) 7755(2) 37(1) C(19) 8109(2) 5565(2) 11861(2) 39(1) C(20) 6373(1) 4482(2) 5555(2) 32(1) C(21) 6180(2) 3183(2) 5679(2) 41(1) C(22) 6245(1) 4632(2) 4361(2) 36(1) C(23) 13190(1) 3836(2) 15768(2) 38(1) C(24) 12374(1) 4431(2) 15389(2) 36(1) O(1) 8566(1) 2111(1) 7234(2) 47(1) O(90) 5350(2) 6701(2) 9156(2) 81(1) C(90) 5583(2) 5496(3) 9394(3) 77(1) ________________________________________________________________

Anhang C 175

Table 3a. Bond lengths [Å] for C50H90N2O8 34a. ______________________________________________________________ O(12)-C(12) 1.434(3) O(12)-H(12') 0.8300 O(24)-C(24) 1.233(3) N(13)-C(24) 1.339(3) N(13)-C(3) 1.463(3) N(13)-H(13) 0.8700 C(1)-C(2) 1.516(3) C(1)-C(10) 1.550(3) C(1)-H(1A) 0.9800 C(1)-H(1B) 0.9800 C(2)-C(3) 1.520(3) C(2)-H(2A) 0.9800 C(2)-H(2B) 0.9800 C(3)-C(4) 1.520(3) C(3)-H(3) 0.9900 C(4)-C(5) 1.536(3) C(4)-H(4A) 0.9800 C(4)-H(4B) 0.9800 C(5)-C(6) 1.529(3) C(5)-C(10) 1.554(3) C(5)-H(5) 0.9900 C(6)-C(7) 1.520(3) C(6)-H(6A) 0.9800 C(6)-H(6B) 0.9800 C(7)-C(8) 1.526(3) C(7)-H(7A) 0.9800 C(7)-H(7B) 0.9800 C(8)-C(14) 1.525(3) C(8)-C(9) 1.550(3) C(8)-H(8) 0.9900 C(9)-C(11) 1.538(3) C(9)-C(10) 1.562(3) C(9)-H(9) 0.9900 C(10)-C(19) 1.543(3) C(11)-C(12) 1.527(3) C(11)-H(11A) 0.9800 C(11)-H(11B) 0.9800 C(12)-C(13) 1.541(3) C(12)-H(12) 0.9900

C(13)-C(14) 1.538(3) C(13)-C(18) 1.541(3) C(13)-C(17) 1.553(3) C(14)-C(15) 1.534(3) C(14)-H(14) 0.9900 C(15)-C(16) 1.549(3) C(15)-H(15A) 0.9800 C(15)-H(15B) 0.9800 C(16)-C(17) 1.557(3) C(16)-H(16A) 0.9800 C(16)-H(16B) 0.9800 C(17)-C(20) 1.535(3) C(17)-H(17) 0.9900 C(18)-H(18A) 0.9700 C(18)-H(18B) 0.9700 C(18)-H(18C) 0.9700 C(19)-H(19A) 0.9700 C(19)-H(19B) 0.9700 C(19)-H(19C) 0.9700 C(20)-C(22) 1.531(3) C(20)-C(21) 1.537(3) C(20)-H(20) 0.9900 C(21)-H(21A) 0.9700 C(21)-H(21B) 0.9700 C(21)-H(21C) 0.9700 C(22)-C(23)#1 1.532(3) C(22)-H(22A) 0.9800 C(22)-H(22B) 0.9800 C(23)-C(24) 1.507(3) C(23)-C(22)#1 1.532(3) C(23)-H(23A) 0.9800 C(23)-H(23B) 0.9800 O(1)-H(1W) 0.8999(11) O(1)-H(2W) 0.9001(11) O(90)-C(90) 1.392(4) C(90)-H(90A) 0.9700 C(90)-H(90B) 0.9700 C(90)-H(90C) 0.9700

______________________________________________________________

Symmetry transformations used to generate equivalent atoms: #1 -x+2,y,-z+2

Anhang C 176

Table 3b. Binding angles [°] for C50H90N2O8 34a. (angles with C-H-bonds are not listed)

_____________________________________________________________ C(12)-O(12)-H(12') 109.5 C(24)-N(13)-C(3) 122.22(19) C(24)-N(13)-H(13) 118.9 C(3)-N(13)-H(13) 118.9 C(2)-C(1)-C(10) 115.53(17) C(1)-C(2)-C(3) 110.32(18) N(13)-C(3)-C(2) 110.07(18) N(13)-C(3)-C(4) 111.15(18) C(2)-C(3)-C(4) 109.74(16) C(3)-C(4)-C(5) 112.14(18) C(6)-C(5)-C(4) 110.37(18) C(6)-C(5)-C(10) 112.37(16) C(4)-C(5)-C(10) 112.74(17) C(7)-C(6)-C(5) 112.57(18) C(6)-C(7)-C(8) 110.72(18) C(14)-C(8)-C(7) 112.60(17) C(14)-C(8)-C(9) 109.72(16) C(7)-C(8)-C(9) 110.32(16) C(11)-C(9)-C(8) 111.83(15) C(11)-C(9)-C(10) 112.85(17) C(8)-C(9)-C(10) 111.74(16) C(19)-C(10)-C(1) 105.48(17) C(19)-C(10)-C(5) 110.38(17) C(1)-C(10)-C(5) 107.81(16) C(19)-C(10)-C(9) 111.49(16) C(1)-C(10)-C(9) 112.76(17) C(5)-C(10)-C(9) 108.84(16) C(12)-C(11)-C(9) 113.96(17) O(12)-C(12)-C(11) 107.12(17) O(12)-C(12)-C(13) 111.63(17) C(11)-C(12)-C(13) 111.15(17) C(14)-C(13)-C(12) 106.82(15) C(14)-C(13)-C(18) 112.20(17) C(12)-C(13)-C(18) 108.59(17) C(14)-C(13)-C(17) 101.80(15) C(12)-C(13)-C(17) 117.97(16) C(18)-C(13)-C(17) 109.35(16) C(8)-C(14)-C(15) 117.83(17) C(8)-C(14)-C(13) 113.57(16) C(15)-C(14)-C(13) 104.09(15) C(14)-C(15)-C(16) 104.10(16) C(15)-C(16)-C(17) 107.51(17) C(20)-C(17)-C(13) 118.40(17) C(20)-C(17)-C(16) 111.99(17) C(13)-C(17)-C(16) 102.85(16) C(22)-C(20)-C(17) 113.90(17) C(22)-C(20)-C(21) 110.31(18) C(17)-C(20)-C(21) 113.07(17) C(20)-C(22)-C(23)#1 116.07(18) C(24)-C(23)-C(22)#1 114.3(2) O(24)-C(24)-N(13) 121.4(2) O(24)-C(24)-C(23) 121.5(2) N(13)-C(24)-C(23) 117.1(2) H(1W)-O(1)-H(2W) 103(3) _____________________________________________________________ Symmetry transformations used to generate equivalent atoms: #1 -x+2,y,-z+2

Anhang C 177

Table 4. Anisotropic displacement parameters (Å2 x 103) for C50H90N2O8 34a. The anisotropic displacement factor exponent takes the form:

-2 π2 [ h2 a*2 U11 + ... + 2 h k a* b* U12 ] _______________________________________________________________________ U11 U22 U33 U23 U13 U12 _______________________________________________________________________ O(12) 50(1) 32(1) 38(1) 0(1) 27(1) 8(1) O(24) 39(1) 51(1) 48(1) -16(1) 25(1) -3(1) N(13) 32(1) 32(1) 36(1) -1(1) 19(1) 1(1) C(1) 39(1) 35(1) 33(1) -4(1) 24(1) -7(1) C(2) 38(1) 30(1) 36(1) 2(1) 21(1) -2(1) C(3) 35(1) 34(1) 33(1) -1(1) 21(1) 2(1) C(4) 32(1) 28(1) 33(1) -5(1) 18(1) -6(1) C(5) 34(1) 29(1) 31(1) -7(1) 19(1) -2(1) C(6) 37(1) 26(1) 36(1) -9(1) 19(1) -4(1) C(7) 41(1) 23(1) 40(1) -5(1) 23(1) -7(1) C(8) 31(1) 22(1) 33(1) -3(1) 19(1) -4(1) C(9) 28(1) 24(1) 31(1) -4(1) 17(1) -3(1) C(10) 31(1) 28(1) 33(1) -4(1) 21(1) -1(1) C(11) 38(1) 27(1) 33(1) -2(1) 21(1) -7(1) C(12) 34(1) 23(1) 33(1) -4(1) 19(1) -5(1) C(13) 29(1) 21(1) 31(1) -2(1) 18(1) -3(1) C(14) 29(1) 22(1) 34(1) -3(1) 19(1) -3(1) C(15) 42(1) 26(1) 37(1) -1(1) 23(1) -6(1) C(16) 41(1) 28(1) 34(1) 2(1) 22(1) -4(1) C(17) 28(1) 24(1) 32(1) -2(1) 18(1) -3(1) C(18) 37(1) 34(1) 39(1) -4(1) 24(1) -2(1) C(19) 38(1) 39(1) 42(1) -8(1) 28(1) -2(1) C(20) 28(1) 32(1) 31(1) -1(1) 16(1) -1(1) C(21) 41(1) 38(1) 37(1) -8(1) 22(1) -16(1) C(22) 30(1) 37(1) 29(1) -2(1) 13(1) -3(1) C(23) 37(1) 39(1) 34(1) 9(1) 21(1) 6(1) C(24) 38(1) 37(1) 33(1) 4(1) 22(1) 0(1) O(1) 55(1) 36(1) 51(1) -4(1) 34(1) -3(1) O(90) 82(2) 56(1) 67(1) -2(1) 29(1) -13(1) C(90) 64(2) 76(2) 92(2) -2(2) 50(2) 7(2) _______________________________________________________________________

Anhang C 178

Table 5. Hydrogen coordinates ( x 104) and isotropic displacement parameters (Å2 x 103) for C50H90N2O8 34a. ________________________________________________________________ x y z U(eq) ________________________________________________________________ H(12') 8292 3092 8169 61 H(13) 11623 3269 14129 42 H(1A) 9235 4130 13528 42 H(1B) 8762 3338 12322 42 H(2A) 10039 3195 12589 44 H(2B) 10222 2756 13814 44 H(3) 10828 4627 14753 42 H(4A) 10507 5298 12529 39 H(4B) 10990 6117 13723 39 H(5) 9720 6267 13490 38 H(6A) 8977 7600 11887 43 H(6B) 9970 7707 12498 43 H(7A) 9731 6589 10895 45 H(7B) 9074 7685 10313 45 H(8) 7959 6436 9880 36 H(9) 9211 4552 10921 34 H(11A) 8168 3169 10408 40 H(11B) 7452 4178 9868 40 H(12) 7196 3181 8209 38 H(14) 8707 5374 8907 35 H(15A) 8491 7223 8101 44 H(15B) 7630 7445 7932 44 H(16A) 7730 6311 6258 43 H(16B) 6864 6693 6016 43 H(17) 7713 4446 6827 35 H(18A) 6405 6130 7237 55 H(18B) 6769 5625 8545 55 H(18C) 6165 4814 7350 55 H(19A) 7840 6220 11271 58 H(19B) 8293 5842 12651 58 H(19C) 7694 4917 11559 58 H(20) 5925 4986 5460 39 H(21A) 6070 3154 6262 61 H(21B) 6675 2680 5974 61 H(21C) 5672 2896 4879 61 H(22A) 6361 5471 4301 43 H(22B) 5634 4472 3659 43 H(23A) 13028 3115 15263 45 H(23B) 13537 3579 16632 45 H(1W) 8205(14) 1476(16) 6930(20) 62(8) H(2W) 9082(13) 1790(40) 7860(20) 123(16) H(90A) 5898 5290 9102 116 H(90B) 5063 5007 8969 116 H(90C) 5949 5350 10277 116 ________________________________________________________________

Anhang C 179

Table 6. Torsion angles [°] for C50H90N2O8 34a.

___________________________________________________________________ C(10)-C(1)-C(2)-C(3) 56.4(2) C(24)-N(13)-C(3)-C(2) -162.78(19) C(24)-N(13)-C(3)-C(4) 75.4(2) C(1)-C(2)-C(3)-N(13) -179.42(17) C(1)-C(2)-C(3)-C(4) -56.8(2) N(13)-C(3)-C(4)-C(5) 179.92(17) C(2)-C(3)-C(4)-C(5) 57.9(2) C(3)-C(4)-C(5)-C(6) 177.21(16) C(3)-C(4)-C(5)-C(10) -56.2(2) C(4)-C(5)-C(6)-C(7) 71.9(2) C(10)-C(5)-C(6)-C(7) -54.9(2) C(5)-C(6)-C(7)-C(8) 56.0(2) C(6)-C(7)-C(8)-C(14) 179.98(17) C(6)-C(7)-C(8)-C(9) -57.1(2) C(14)-C(8)-C(9)-C(11) -49.7(2) C(7)-C(8)-C(9)-C(11) -174.31(18) C(14)-C(8)-C(9)-C(10) -177.29(17) C(7)-C(8)-C(9)-C(10) 58.1(2) C(2)-C(1)-C(10)-C(19) -169.85(17) C(2)-C(1)-C(10)-C(5) -51.9(2) C(2)-C(1)-C(10)-C(9) 68.3(2) C(6)-C(5)-C(10)-C(19) -69.4(2) C(4)-C(5)-C(10)-C(19) 165.14(18) C(6)-C(5)-C(10)-C(1) 175.91(17) C(4)-C(5)-C(10)-C(1) 50.4(2) C(6)-C(5)-C(10)-C(9) 53.3(2) C(4)-C(5)-C(10)-C(9) -72.2(2) C(11)-C(9)-C(10)-C(19) -60.3(2) C(8)-C(9)-C(10)-C(19) 66.7(2) C(11)-C(9)-C(10)-C(1) 58.1(2) C(8)-C(9)-C(10)-C(1) -174.84(16) C(11)-C(9)-C(10)-C(5) 177.68(17) C(8)-C(9)-C(10)-C(5) -55.3(2) C(8)-C(9)-C(11)-C(12) 49.8(2) C(10)-C(9)-C(11)-C(12) 176.76(17) C(9)-C(11)-C(12)-O(12) 67.5(2) C(9)-C(11)-C(12)-C(13) -54.6(2)

O(12)-C(12)-C(13)-C(14) -61.7(2) C(11)-C(12)-C(13)-C(14) 57.8(2) O(12)-C(12)-C(13)-C(18) 177.09(16) C(11)-C(12)-C(13)-C(18) -63.4(2) O(12)-C(12)-C(13)-C(17) 52.0(2) C(11)-C(12)-C(13)-C(17) 171.56(17) C(7)-C(8)-C(14)-C(15) -56.6(3) C(9)-C(8)-C(14)-C(15) -179.87(18) C(7)-C(8)-C(14)-C(13) -178.64(17) C(9)-C(8)-C(14)-C(13) 58.1(2) C(12)-C(13)-C(14)-C(8) -61.7(2) C(18)-C(13)-C(14)-C(8) 57.2(2) C(17)-C(13)-C(14)-C(8) 173.99(16) C(12)-C(13)-C(14)-C(15) 168.91(17) C(18)-C(13)-C(14)-C(15) -72.2(2) C(17)-C(13)-C(14)-C(15) 44.6(2) C(8)-C(14)-C(15)-C(16) -158.76(18) C(13)-C(14)-C(15)-C(16) -32.0(2) C(14)-C(15)-C(16)-C(17) 7.3(2) C(14)-C(13)-C(17)-C(20) -162.95(18) C(12)-C(13)-C(17)-C(20) 80.6(2) C(18)-C(13)-C(17)-C(20) -44.1(2) C(14)-C(13)-C(17)-C(16) -38.90(19) C(12)-C(13)-C(17)-C(16) -155.37(17) C(18)-C(13)-C(17)-C(16) 79.95(19) C(15)-C(16)-C(17)-C(20) 147.90(18) C(15)-C(16)-C(17)-C(13) 19.7(2) C(13)-C(17)-C(20)-C(22) 174.63(18) C(16)-C(17)-C(20)-C(22) 55.2(2) C(13)-C(17)-C(20)-C(21) -58.4(3) C(16)-C(17)-C(20)-C(21) -177.82(19) C(17)-C(20)-C(22)-C(23)#1 69.1(2) C(21)-C(20)-C(22)-C(23)#1 -59.3(2) C(3)-N(13)-C(24)-O(24) 1.0(3) C(3)-N(13)-C(24)-C(23) 179.47(18) C(22)#1-C(23)-C(24)-O(24) -60.9(3) C(22)#1-C(23)-C(24)-N(13) 120.6(2)

___________________________________________________________________ Symmetry transformations used to generate equivalent atoms: #1 -x+2,y,-z+2

Anhang D 180

Anhang D

Im Folgenden wird näher auf das Zustandekommen der in Kapitel 3 angegebenen jeweils

zwei möglichen Diastereomere für die Catenan-Variante (B) und die Knotan-Variante (C) der

Verbindung 38b (Cyclo-(Val-DCS)6) eingegangen (Teile D1 und D2). Für die Knotan-

Variante wurden zudem die globalen Minima der beiden möglichen Diastereomere aus

SD-Simulationen (Prozedur siehe Haupttext in Kapitel 3) angegeben und kurz verglichen

(Teil D3).

Sowohl bei der Catenan-Variante als auch bei der Knotan-Variante ist durch die

gleichgerichteten Amid-Bindungen eine durchgehende Bindungsrichtung in den

zusammenhängenden Ketten der einzelnen Cyclen vorgegeben. Da durch die in der Synthese

eingesetzten Steroid-Bausteine (DCS) und natürlichen L-Aminosäuren (Val; mit

S-Konfiguration an Cα) die Stereochemie bereits vorab determiniert ist, können einige

Stereoisomere prinzipiell nicht vorliegen. Zur Vereinfachung ist bei den nachstehenden

Abbildungen für die Bindungsrichtung jeweils ein Pfeil angegeben (Richtung: CO –> NH)

und zur Kennzeichnung der Stereocheimie exemplarisch die Seitenkette des Valins einmal

eingezeichnet.

OH

OHOH

HO

OH

H

N

O

HN

O

HO

HN

O

H

N

O

O

NH

O

NH

O

NH

ON

H

O

NH

O

NH

O

N

H

O

NH

38b

Anhang D 181

Teil D1: Graphische Darstellung von Catenananordnungen zur Ableitung der möglichen

Stereoisomere von Catenanen der Verbindung 38b aus zwei zusammenhängenden Cyclen.

Doppelt vorhandene Stereoisomere sind einfach durchgestrichen, Isomere mit falscher

Stereochemie (Valin mit R-Konfiguration) sind kreuzweise durchgestrichen. Es verbleiben

die isomeren Catenane Nr. 1 und 4, die zueinander diastereomer sind.

Anhang D 182

Teil D2: Graphische Darstellung von Knotananordnungen zur Ableitung der möglichen

Stereoisomere von Knotanen der Verbindung 38b. Doppelt vorhandene Stereoisomere sind

einfach durchgestrichen, Isomere mit falscher Stereochemie (Valin mit R-Konfiguration) sind

kreuzweise durchgestrichen. Es verbleiben die isomeren Knotane Nr. 1 und 4, die zueinander

diastereomer sind.

Anhang D 183

Teil D3: Globale Minima (aus SD-Simulationen) der verbleibenden beiden möglichen

Knotan-Diastereomere von Verbindung 38b. Das Diastereomer mit der Nummer 1 ist

dasjenige, das am besten mit den experimentellen Ergebnissen korrespondiert. Das andere

Diastereomer (Nr. 4) weist im Gegensatz zu Diastereomer Nr. 1 keine C3-Symmetrie auf und

bildet an den Knoten-Kontaktstellen jeweils unterschiedliche Wasserstoffbrückenbindungen

aus, daher war hier eine Identifizierung von nur zwei unterscheidbaren Val- und

DCS-Bausteinen nicht möglich (wäre für einen doppelten NMR-Signalsatz zwingend

erforderlich). Da für Nr. 4 keine Übereinstimmung mit den experimentellen Ergebnissen

gefunden werden konnte, wurde auf eine ausführliche Diskussion in Kapitel 3 verzichtet.

Lebenslauf 184

Lebenslauf

Rüdiger Ladberg Stockumer Str. 217 44225 Dortmund

geboren 18. 11. 1970 in Castrop-Rauxel

Staatsangehörigkeit deutsch

Familienstand ledig

Schulbildung 08/77 - 07/81 Bodelschwingh-Grundschule in Dortmund 08/81 - 05/90 Heinrich-Heine-Gymnasium in Dortmund 05/90 Allgemeine Hochschulreife

Grundwehrdienst 07/90 - 07/91 Amphibisches Pionierbataillon 130 in Minden

Hochschulbildung 10/91 - 07/96 Studium der Chemie an der Ruhr-Universität Bochum 11/95 - 07/96 Diplomarbeit am Lehrstuhl für Organische Chemie II

unter der Leitung von Prof. Dr. D. Hasselmann, Thema: Synthesewege zu einem Methylenoxabicyclo-heptan-System

07/96 Diplomhauptprüfung 08/96 - 07/01 Promotionsarbeit am Lehrstuhl für Organische Chemie I,

AG Naturstoffchemie, unter der Leitung von Prof. Dr. Martin Feigel (unterbrochen von 12/96 bis 09/97)

14. 12. 2001 Promotion zum Dr. rer. nat. seit 03/98 Zusatzstudium der Arbeitswissenschaft an der Ruhr-

Universität Bochum mit den Schwerpunkten Total Quality Management, Change Management, Information und Kommunikation, Innovationsmanagement, Wirtschaftlichkeitsrechnung sowie Moderne Managementkonzepte und Arbeitsorganisation

zur Zeit Diplomarbeit Arbeitswissenschaft im Bereich Total Quality Management

Praktische Erfahrung 02/93 - 04/96 Dozent für Chemie und Physik für die Firma PhysiKurs GbRmbH - Medizinische Repetitorien, Bochum

12/96 - 01/98 Redakteur und PR-Referent für die Management-Lektüre „8-Seiten-Skripts“ bei der Firma ISI Marketing GmbH, Bochum (ab Oktober 1997 in Teilzeit)

01/98 - 04/98 Assistenztätigkeit in der Marketingabteilung der Euro OTC Pharma GmbH, Kamen (Teilzeit)

seit 04/98 Tätigkeit als Freier Journalist für die Zeitung CHEManager des GIT Verlages, Darmstadt; seit 05/01 auch für die Abteilung Unternehmenskommuni-kation, Referat Fachpresse, der Bayer AG, Leverkusen

07/98 - 02/99 Projektarbeit am Institut für angewandte Innovationsforschung e.V., Bochum (Teilzeit)

04/99 - 04/00 Lehrer für Chemie (2 Kurse) an der Krankenpflegeschule des Elisabeth-Krankenhauses, Recklinghausen

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